Name: intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction
Uploaded: 2014-09-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction at JoVE.com

This research was supported by the Robert A. and Rene E. Belfer Family Foundation, NIA R21 AG038856 (JLJ), BrightFocus Foundation Alzheimer&#8217;s Disease research grant A2010097 (JLJ), and NIA Biology of Aging Training grant T32 AG000183 (support for SDG).

Tüm prosedürleri ve Bakımı ve Kullanımı Laboratuvar Hayvanları Sağlık Rehberi National Institutes göre hayvanlarla ilgili protokolleri gerçekleştirin. Burada anlatılan prosedürleri gözden ve Tıp Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi Baylor College tarafından kabul edildi. Kemirgen beyin transgen için replikasyon-yetersiz adeno-ilişkili virüs (AAV) vektörleri Biyo güvenlik seviyesi 1 kullanım için onaylanmıştır. Uygun koruma ve virüs kullanım prosedürleri ile ilgili özel gereksinimler detayları &quot;Mikrobiyoloji ve Biyomedikal Laboratuvarları (BMBL) Biyogüvenlik&quot; ABD Hükümeti yayın için CDC web sitesine bakın. Virüslerin kullanıldığı işlemleri için kurumsal özel gereksinimleri öğrenmek için yerel veteriner ve çevre güvenliği personeli ile kontrol edin. Prosedür odaları, karantina ve biyolojik tehlike kafesleri belirlenmesi ile ilgili yönetmelikler kurumlar arasında farklılık gösterebilir. 1. ÖnP0 Pups ve Foster Anneler pare <ol><li> Bütün hamile ve emziren dişiler üreme ve laktasyon enerji taleplerini desteklemek için yüksek yağ chow sağlayın. </li><li> Akşamları, bir tek yerleşik erkek kafesine bir veya iki sağlıklı kadın ekleyerek bir yetiştirme kafesi yukarı ayarlayın. Sonraki sabah, bir birleşme fiş kadın kontrol etmek ve bir fiş mevcut ise, erkek ve dişileri ayrı gelen. <ol><li> (Örneğin, C57BL / 6 veya C3HeJ) kötü anne özellikleri olan bir genetik geçmişe ikinci yavrular artırmak için koruyucu anneler kullanın. Transfer yavrular üvey annenin kendi çöp dört gün içinde doğmuş olması gerekir üvey anneler başka bir aileden gelen yavrular kabul. </li><li> Kadın iki kümesi yaklaşık olarak aynı zamanda uygulanması ve böylece deneysel yetiştiriciler yanında ICR veya FVB kadın kullanarak ayrı bir birleşme kafes kadar ayarlayın. </li></ol></li><li> Dişiler plan suşu bağlı olarak, fiş tarihinden itibaren 19 ± 1 gün içinde teslim edecek. Üç gün önce d(16 gün fiş tarihinden sonra) elivery, taze iç içe malzeme ve kapalı barınak ile temiz bir kafese hamile kadın yerleştirin. </li><li> Günde iki kez, beklenen doğum tarihinden 2 gün önce (17 gün fiş tarihinden sonra) başlayan yenidoğan yavrular için kontrol edin. Pembe yenidoğan varlığı için alt atmayı ile annelere minimum stresle kafes inceleyin. Fareler genellikle öğleden sonra teslim edecek Sabah, ancak nadir durumlarda yavrular teslim. </li><li> Yavrular, ya da hangisi önce doğum 6 saat, içinde (görünür süt noktalar belirgin olacaktır) hemşirelik gibi kısa sürede enjeksiyonları gerçekleştirmeyi planlıyoruz. </li></ol> 2. Enjeksiyon için donatım hazırlayın <ol><li> Genel P0 yenidoğanlar için 32 G iğne ile 10 ul enjeksiyon şırınga hazırlayın. Steryotaksik enjeksiyon performans ise, manipülatör kolunun üzerine şırınga monte. </li><li> Enjeksiyonlar için bir stereotaksik çerçeve kullanılıyorsa,% 100 Ethan ekleyerek 4-8 ​​° C&#39;ye kadar soğutulması aşamasını yenidoğanol ve bloğun ön ucunda hazneye kuru buz. Yavruların donmaya önlemek için 1 ° C üstünde bir sıcaklığa koruyun. </li></ol> 3. Enjeksiyon için viral seyreltilerde hazırlayın <ol><li> ,% 1 tripan mavi boya solüsyonu (20x stok) hazırlayın. </li><li> Sınıf 2 biyogüvenlik kabini içinde adeno-ilişkili virüs (AAV) stokunun 5-25 ul alikotları hazırlayın. Gelecekte kullanılmak üzere -80 ° C&#39;de bu alikotları yerleştirin. Bu iletim etkinliğini kaybedecek virüs neden olur gibi ek donma-erime döngülerinden kaçınmak. </li><li> Çözülmesi için buz üzerine -80 ° C dondurucu ve yerden AAV bir numuneyi çıkarın. </li><li> Buzla soğutulmuş 1X fosfat tamponlu salin (PBS) içine virüs seyreltilmesi ile enjeksiyon için viral çözelti hazırlayın. Transdüksiyon modeli ilk optimizasyonu için bir on kat seri seyreltme (10 10 8 10, viral partikül / yarıküre) ile başlar. </li><li> % 0.05 kadar bir son konsantrasyon elde etmek için, AAV çözeltiye 20x tripan mavisi ekleyin. </li></ol><psınıf = &quot;jove_title&quot;&gt; 4. Enjeksiyon için Yenidoğan Pups evreleme <ol><li> Soğutmak için buz üzerinde küçük bir alüminyum levha yerleştirin. Kuru görev soğuk metal yavrunun cildi korumak için levhanın üstüne silin yerleştirin. Bu yavrular anestezi ve enjekte edilmesi için düz bir soğuk bir yüzey olarak görev yapar. </li><li> Sıcak önce ve enjeksiyondan sonra neonatal fareler tutmak için uygun bir ısınma dolgusunu hazırlayın. </li><li> Yenidoğan yavrular hemşire başladı sonra, kafesin bunların yaklaşık yarısının kaldırmak ve anneleri ile diğer yarısını bırakın. Enjeksiyonu beklerken ısınma pad üzerinde toplanan yavrular yerleştirin. NOT: biyolojik anne yavrular için umurumda değil, derhal kafesten tüm çöp kaldırmak ve enjeksiyon beklenmeye bir ısınma pad üzerine yavrular yerleştirin. Bu durum C57BL / 6 kadın veya zayıf üreme özelliklerine sahip diğer kendilenmiş suşları ile doğan ilk yavru ile ortaya çıkabilir. Bu durumda, süt noktalar yenidoğan yavrular görünür olmayacaktır. </li><li>Hipotermi anestezi sağlamak, soğuk metal plakanın üzerine ısınma pad itibaren bir yavru aktarın. Yavru tamamen anestezi olmak için 2-3 dk bekleyin. Çok nazikçe bir pençe sıkarak anestezi onaylayın ve hareket ya da solunum eksikliği izlemek. </li></ol> Yenidoğan Farelerde içine AAV&#39;nin 5. Enjeksiyon <ol><li> Ücretsiz el yenidoğan farelere AAV&#39;nin içi enjeksiyon: <ol><li> Yük enjeksiyon şırınga içine% 0.05 tripan mavisi ile seyreltilmiş AAV&#39;nin 5 ul. </li><li> Yavaşça% 70 etanol batırılmış bir pamuklu çubukla anestezi yavru başını silin. </li><li> Her göze lambda dikişine gelen mesafe 2/5 enjeksiyon siteleri belirlemek. Alternatif bir enjeksiyon sitesi yaklaşık 0,8-1 mm yarım lambda ve bregmadan arasındaki, sagital sütür gelen yanal yer almaktadır. Bu görülecek P0 deri yoluyla görebilir. </li><li> Toksik olmayan bir laboratuar kalem ile enjeksiyon yerinde işaretleyin. </li><li> Monitörler için görünür skala ile şırınga tutunçözeltinin hacmini toring dağıtılır. </li><li> Başparmak pistonun üst ulaşmak emin olun. Virüs dağıtım yanlışlıkla önlemek için iğne konumlandırma ederken Sonra pistonu başparmak çıkarın. </li><li> Buz kovası kol bankta dirsek koyarak ve eğilerek enjeksiyon için kol brace rahat bir pozisyon bulun. </li><li> Doğrudan şırınga altında kafası ile yan yavru yatıyordu. İşaretli enjeksiyon sitesi yukarı bakacak şekilde yavrunun kafasını çevirin ve yavaşça ama sıkıca açık bir elinizle bu konumda tutun. </li><li> Kafatasının yüzeyine dikey enjektörü ve yaklaşık 3 mm&#39;lik bir derinliğe kadar işaretli enjeksiyon yerinde iğneyi. Direnç iğne yanal ventrikül içine nüfuz ettiğini göstermektedir, hafifçe düşer kadar iğne enjekte edilir. Referans ihtiyaç varsa, toksik olmayan makinesi iğnesinin ucu 3 mm işaretleyin. Boya t dayalı yavru boyutu ve suş için enjeksiyon derinliğini ayarlayınventriküllerin argeting. </li><li> Piston beyne uzak iğne hareket olmayan depresif olabilir, böylece katı bir şırınga tutun. Enjeksiyon talamus itildiğinde, ağız yoluyla dağıtımı ciddi sınırlı olacaktır. </li><li> Şırınga dağıtılan seviyesini izlerken yavaş virüs enjekte başlayın. Her ventrikül içine 2 ul maksimum hacmi yönetmek. İğne doğru pozisyonda ise, boya ventrikül doldurmak yayılacak. </li><li> Yavaşça iğneyi çıkartın. </li><li> Ilk enjeksiyon sitesi diğer yarımkürede enjekte önce kapatmak için izin verin. NOT: Bir kez daha aynı site daha enjekte etmeyin. Zaten kaçak enjekte ve yavru yaralanma veya ölüme neden olmuştur iğne güçleri virüs reinserting. </li><li> Aynı prosedür kullanılarak, karşı ventrikül enjekte edilir. </li></ol></li><li> Yenidoğan farelere AAV&#39;nin stereotaksik enjeksiyonu: <ol><li> % 0.05 tripan mavisi int ile seyreltildi, AAV&#39;nin yük 5 ulstereotaksik manipülatör tarafından düzenlenen enjeksiyon şırınga o. </li><li> Yavaşça yenidoğan çerçevenin kulak çubukları arasında yavrunun kafasını yerleştirin. Emin baş lambda ve bregmadan arasındaki çizgi sahneye paralel olduğunu kontrol ederek Y-ekseninde seviyesi (önden arkaya) olduğundan emin olun. Emin kafa kulaklar, ya da gözleri arasında bir çizgi arasında bir hayal çizgi, sahneye paralel olduğunu kontrol ederek X-ekseninde seviyesi (yan yana) olduğundan emin olun. </li><li> Yavaşça% 70 etanol batırılmış bir pamuklu çubukla anestezi yavrunun kafasını silin. </li><li> Lambda Yukarıda şırınga konumlandırmak için stereotaksik manipülatör kullanın ve daha sonra X ve Y koordinatlarını sıfır. = (X, Y) stereotaksik kollarını hareket ettirin (0.8, 1.5) standart P0 yavrular için mm. NOT: Pup boyut ve stereotaksik koordinatlar zorlanma ve yaşa göre değişebilir. Lateral ventriküllerin hedef gerektiği gibi boya enjeksiyonu dayalı koordinatları ayarlayın. </li><li> Yavaş yavaş enjeksiyon yerinde içine iğne düşük. Kafatasının yüzeyi ind doyurmayaİğne cildi nüfuz sonra ent ve sonra serbest bırakın. Kafatası normal içbükey şeklini kurtarır kadar iğne geri çekin, ancak cilt altında iğne eğim tutun. Z bu noktada koordinat sıfır. </li><li> Z = -1.7 mm kadar iğne takın ve daha sonra -1.5 mm çekin. </li><li> Yavaş yavaş virüs enjekte. Her hemisfer çözüm 2 ul kadar kabul edebilir. </li><li> Enjeksiyonu tamamlandıktan sonra, 30-60 saniye yerinde tutmak ve şırınga daha sonra yavaş yavaş 1-2 dakika boyunca iğne geri çekilir. </li><li> Enjeksiyon bölgesinde için X-ekseninde negatif koordinatlarını kullanarak, Kontralateral hemisferde için tekrarlayın. Not: enjeksiyon için alternatif koordinatlar (X, Y, Z, (=), 0.8, 2.0, -1.5) mm (1.2, 1.0, -1.5) mm. (0.8, 2.0) ilk enjeksiyonu işlemi, son olarak da (0.8, 2.0), (1.2, 1.0) ve (1.2, -1.0) hareket ettirin. , Hemisfer başına 2 ml&#39;lik bir toplam her yerinde çözeltinin 1 ul enjekte edilir. Les yordamı tamamlamak için enjeksiyonlar arasında hızla hareket10 dakika daha lar. </li></ol></li></ol> 6. Post-enjeksiyon Bakımı <ol><li> Her iki yarımkürede içine enjeksiyon tamamladıktan sonra, normal vücut ısısı ve cilt rengi dönene kadar ısınma pad üzerinde yavru geri yerleştirin ve yavru hareket etmeye başlar. </li><li> Enjekte yenidoğanlar hemşire biyolojik anne kullanıyorsanız bunlar normal hareketini kurtarmak sonra, biyolojik anneye enjekte yavrular dönmek. Isınma pad üzerinde kalan Uninjected yavrular yerleştirin. Tüm farenin enjekte edilene kadar işlemi tekrarlayın. </li><li> Enjekte yenidoğanlar hemşire için üvey annen kullanıyorsanız bunlar normal hareketini kurtardıktan sonra, bakım için üvey annenin bütün enjekte yavrular aktarın. <ol><li> Enjekte edilen hayvanların başarısını sağlamak için çoğu veya kafesinden Üvey anneden ait yavruların tümünü kaldırmak. </li><li> Foster annenin yavruların ve enjekte yavrular aynı göz ve cilt rengi varsa onlar olabilir böylece, bir laboratuar kalem ile beslemek anneden yavrular işaretlemekDaha sonra ayırt. </li><li> Foster annenin yavrularını ve enjekte yavrular ile birlikte onların yatak bazı yerleştirin. Enjekte yavrular yeni yavruların kabul iyileştirmek için onun biyolojik yavruların kokusunu elde emin olun. </li><li> Geri foster annenin kafesine içine sadece enjekte yavrular yerleştirin. Üvey anneden kalan yavrular itlaf. </li></ol></li><li> Anne katılıyor ve kafesin içine yerleştirerek 10 dakika içinde enjekte yavrular hemşirelik emin olun. Anne, bu süre içinde yavrular toplamak değilse, başka bir bakıcı anneye yavrular transfer. </li><li> Bu viral-enjekte hayvanları içerdiğini göstermek için bir biohazard kartı ile kafesi etiketleyin. Ev 72 saat boyunca onaylı bir bölgede kafes. </li><li> 72 saat karantina döneminden sonra, temiz bir kafes anne ve yavrular (ancak hiçbir yatak veya diğer kafes öğeler) aktarın. Herhangi bir viral-kontamine yatak maruz kalmasını önlemek için bir Düzey 2 biyogüvenlik kabini içinde bu transferi gerçekleştirin. Rnormal fare tesisine enjekte edilmiş hayvanlardan olan temiz bir kafes eturn. </li><li> , Biyolojik olarak tehlikeli torba içine kirli kafes yerleştirin otoklavlanarak sterilize edilir ve daha sonra vivaryum için kafes döner. </li></ol> 7. Temizleme <ol><li> Ileride kullanılmak üzere 4 ° C &#39;de, geri kalan virüs çözümü yerleştirin. 4 ° C&#39;de 8 arasında saklandığında en az bir virüs, 2 ay boyunca transdüksiyon etkinliğinin muhafaza eder. </li><li> Iyonu giderilmiş su içinde tekrar kez durulanır ve ardından% 2 ağartıcı ile bir iğne ve şırınga dezenfekte. </li><li> % 70 etanol ile takip% 2 çamaşır suyu ile çalışma alanı temizleyin. </li><li> Plastik biyolojik tehlike torba içinde pipet uçları, tüpler, maske, ve eldivenler dahil tüm tek öğeleri toplamak. Yerel yasalar ve kurumsal politikalar (yani otoklav veya yakmayın) gerektirdiği atık malzemelerin imha ediniz. </li></ol> 8. Görüntüleme Fare Brain hazırlayın <ol><li> 3- bir karbon dioksit ötenazi odasına enjekte fare yerleştirin4 hafta sonrası enjeksiyon. Uygun ötanazi uygulamaları için kurumsal kurallarına uyun. Bu floresan etiketi gidermek olacak gibi paraformaldehitle hayvanları serpmek etmeyin. </li><li> Kafatası bütün beyinleri çıkarın ve 4 ° C de PBS içinde% 4 paraformaldehid içinde 3-12 saat boyunca düzeltin. </li><li> Donmaya karşı koruma sağlamak için,% 30 sakaroza sabit beyin aktarın. Beyin dibine batar kadar 4 ° C&#39;de inkübe edilir. </li><li> Ince ufalanmış kuru buz bir kova toplayın. Orta hatta aşağı yarısında beyin kesin. Dondurmak için kuru buz içinde beyin yarıyı sakla. </li><li> Kuru buz ve% 100 etanol eklenerek mikrotom sahne soğutun. </li><li> PBS kullanarak aşağı orta çizgisi ile sahneye beyin Güvenli ve donmasına izin. </li><li> Bir donma-kayar mikrotomu kullanılarak 30-45 mikron kalınlığında beyin aracılığıyla Bölüm. </li><li> Antifriz solüsyonu (250 mi, gliserol, 300 ml etilen glikol, 500 ml 0.1 M fosfat tamponu, pH 7.4) içeren 24 oyuklu plakalar içinde yer bölümleri. Kapak plakaları wigelecekte kullanılmak üzere -20 ° C&#39;de inci kalay folyo ve saklayın. </li><li> 1-4 kuyulardan bölümleri toplayın ve PBS içinde 3x yıkayın. </li><li> Mikroskop slaytlar ve kapak üzerine Dağı bölümleri. Slaytlar karanlık bir konuma kurumasını bekleyin. </li><li> Yerli YFP veya tdTomato uygun filtreleri kullanarak görüntü slaytlar virüs transdüksiyon desen kontrol etmek. </li></ol>

<ol>
	<li>De Vry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+electroporation+of+the+central+nervous+system:+a+non-viral+approach+for+targeted+gene+delivery.">In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery.</a> Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).</li><li>Sun, B., Gan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manipulation+of+gene+expression+in+the+central+nervous+system+with+lentiviral+vectors.">Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors.</a> Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).</li><li>Puntel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+into+rat+brain+using+adenoviral+vectors.">Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors.</a> Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).</li><li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector.">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J Virol. 75, 12382-12392 (2001).</li><li>Passini, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraventricular+brain+injection+of+adeno-associated+virus+type+1+(AAV1)+in+neonatal+mice+results+in+complementary+patterns+of+neuronal+transduction+to+AAV2+and+total+long-term+correction+of+storage+lesions+in+the+brains+of+beta-glucuronidase-deficient+mice.">Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice.</a> J Virol. 77, 7034-7040 (2003).</li><li>Kim, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viral+transduction+of+the+neonatal+brain+delivers+controllable+genetic+mosaicism+for+visualising+and+manipulating+neuronal+circuits+in+vivo.">Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo.</a> Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).</li><li>Chakrabarty, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsid+serotype+and+timing+of+injection+determines+AAV+transduction+in+the+neonatal+mice+brain.">Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain.</a> PloS one. 8, (2013).</li><li>Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+formulations+that+enhance+physical+stability+of+viral+vectors+for+gene+therapy.">Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy.</a> Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).</li><li>Bauer, H. C., Bauer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+induction+of+the+blood-brain+barrier:+still+an+enigma.">Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma.</a> Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).</li><li>Cearley, C. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expanded+repertoire+of+AAV+vector+serotypes+mediate+unique+patterns+of+transduction+in+mouse+brain.">Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain.</a> Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).</li><li>Grimm, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+gene+therapy+vector+evolution+via+multispecies+interbreeding+and+retargeting+of+adeno-associated+viruses.">In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses.</a> J Virol. 82, 5887-5911 (2008).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarlarının olmadığını beyan ederim.

Yenidoğan fare beyin yaygın dağıtımı için bir araç olarak kullanılarak AAV nöronal gen ekspresyonunu kontrol etmek için bir çok yönlü bir prosedür tarif edilmiştir. Böyle utero elektroporasyon 1 veya sterotaksik intrakranial enjeksiyon 2,3 olarak nöronal transgenesis diğer yöntemlerle karşılaştırıldığında, yenidoğan viral enjeksiyon nispeten kolay ve basittir. Temel prosedür, sadece bir buz kovası ve bir mikrolitre şırınga ile birkaç dakika içinde yapılabilir. Optimal sağkalım ve transgen ifade bir kaç teknik detaylar katılarak elde edilebilir, en önemli varlık viral hisse senetleri, zamanlama ve enjeksiyon doğruluğu ve doğum sonrası bakım kalitesi. Viral hazırlama kalitesi başarılı iletimi için kritik öneme sahiptir. Kötü viral hazırlıkları önemli ölçüde nöronal enfektivitesini azaltmak ve muhtemelen bulaşıcı olmayan parçacıkların fagositozuyla önemli Astrositik transdüksiyonunun üretecek. Birçok üniversiteKuzey Carolina Üniversitesi ve Pennsylvania Üniversitesi&#39;nde viral paketleme uzmanlaşmak yerinde çekirdek laboratuvarları ve büyük tesislere sahip düşük maliyetle serotipin çeşitli yüksek kaliteli off-the-raf reaktifler sunuyoruz. Bu tesisler aynı zamanda önceden paketlenmiş hisse senetleri olarak mevcut değildir vektörleri için özel ambalaj sağlar. Bir kez laboratuvara giren, AAV parçacıklar -80 ° C&#39;de yıldır istikrarlı olabilir, ama sıcaklık dalgalanmaları çok duyarlı olduğunu unutmayın. Bu nedenle, tam bölünen miktarları, -80 ° C&#39;de saklanmalıdır ve çözüldükten sonra refrozen olmamalıdır. En yüksek iletim verimliliği için, yavrular teslim sonra mümkün olan en kısa zamanda virüs enjekte etmek çok önemlidir. Sadece ventrikül virüsün yayılmasını azaltır enjeksiyonları geciktirerek, AAV8 ve işbirlikçileri, bu bizim çalışmalara dayanarak, ama aynı zamanda astrositleri 6,7 nöronların gelen iletimini önyargı olacaktır. Bu nedenle Injecti tavsiyenöronal uygun ekspresyon için doğum günü ng. Bu yaşta - ventriküler sistem boyunca yaygın ve daha sonra beyin 4 içine beyin omurilik sıvısının akışını takip edecek lateral ventrikül içine enjekte viral partikülleri - omurilik sıvısı-beyin bariyeri önce 9 olgunlaştı. Sonuç olarak, lateral ventrikül hassas hedef viral yayılmayı en üst düzeye çıkarmak için çok önemlidir. Doğru hedefleme de nisbi olarak sıvının büyük bir hacim hızla enjeksiyon doku hasarını en aza indirir. Lateral ventriküller hedefleyen, güvenilir ve tekrarlanabilir hale kadar bu nedenle, biz şiddetle tekrar uygulama önerilir. Bu protokolde koordinatlar genel P0 yavrular için uygun ve deneysel yavruların zorlanma ve yaş için ayarlanabilir olmalıdır unutmayın. İlk olarak, enjeksiyonlar, tripan mavisi ya da Hindistan mürekkebi olarak boya çözeltileri ile yapılmalıdır, bu nedenle, hedefleme ve yayılması, enjeksiyondan hemen sonra beyin hasadı görselleştirilebilir. Benlateral ventriküller başarıyla hedef olan f, boya ventriküllerden yayıldı ve beyinciğe koku ampul tüm yol görünür olacaktır. Ventriküller güvenilir ücretsiz el enjeksiyon tarafından hedef olamaz eğer bir sterotaksik cihaz tavsiye edilir. Enjeksiyonlar doğru yapılırsa, farelerin oranı önemsiz olacaktır enjeksiyon kaybetti. Bunun yerine, enjeksiyondan sonra sağkalım oranı en anne bakım etkilenir. Sağlıklı hayvanlar ile başlayın. Annenin sağlığı, onun davranış ve paltosunun ile gösterilir. O bakımlı ve temiz olmalıdır. Çöp boyutu da refah bir göstergesi olabilir. C57BL / 6 8 yavrular, ya da - 10 - ICR için 16 yavruların sağlıklı genç kadın 6 ibrelerin üretmek gerekir. Sağlıklı yavrular pembe ve kıvrımlı olmalıdır. Yavrular iyi bakmak ya da karın üzerinde hiçbir süt nokta yoksa, hemen yeni bir bakıcı kadın transfer edilmelidir. Biz nedeniyle teşvik için ICR veya FVB tavsiyeOnlar bol süt üretmek ve kolayca kendi altlık içine yeni yavrular kabul. Bu anneye aksamalar önce minimize edilir ve stres gibi enjeksiyondan sonra onu reddetmek veya yavrular yediklerini neden olabileceğini zorunludur. Gürültü, ışık ve diğer bozuklukları kısıtlayıcı ve sakin bir yerde kafesi tutarak stres faktörlerini azaltmak. Yenidoğan yavrular ve enjeksiyondan sonra ilk birkaç gün içinde kontrol ederken onlar yerini bir kez yavrular annenin Güler izlemek için gerekli olsa, mümkün olduğunca az kafesini açın. Annesi gibi bir yerde yavrular bunching ve yavruların kazık üstüne oturmuş gibi doğuştan davranışları göstermesi gerekir. Yavrular kafesine geri döndü zaman anne hemen yanıt vermezse, onlar, onun kokusunu edindikleri sağlamak onu kafesinden kirli yatak ve yuvalama malzeme ile yavrular karıştırmak için tekrar deneyin. Yavrular hala karınlarının üzerinde süt lekeler var gün sonra tekrar kontrol edin. Mümkünse, gelen kafesin içine bakarak bunualtından ziyade yukarıdan kafesi açarak daha. İlk gün hayatta kalmak için en kritik olan, ama aynı zamanda dişi bozulmasına en duyarlı olacak zaman. Dikkatli Bittiğinde, intraventriküler AAV enjeksiyon geleneksel germlıne transgenesis zaman ve maliyet olmadan, in vivo nöronal gen ifadesini manipüle hızlı ve kolay bir yol sağlar. Viral transdüksiyon native mozaik o transgenesis hücre iç ve dış hücre sonuçları ayrı deneyler için ideal bir yaklaşım haline ifade yoğunluğunu kontrol etmek için yararlanmak da mümkündür. Buna ek olarak, iki virüs, birlikte enjekte mümkün üst üste gelen veya farklı sinirsel ya da birden fazla proteinleri ifade etmek için yaratmış olabilir. Bu manipülasyonlar yaklaşımın esnekliği vurgulamak, ama biz sadece sadece kendi potansiyelinin yüzey çizik var inanıyorum. Off-the-raf reaktiflerin artan kullanılabilirliği, viral enjeksiyon f geliştirmek daha kolay hale getirecekya da farklı tropisms hibrid serotiplerin ortaya 10,11 hedeflenebilir hücresel repertuarlarını genişletmek sırasında yeni deneysel ihtiyaçlarını.

Nöral gen ifadesini değiştirerek geleneksel yöntemler zaman alıcı ve pahalı germlıne manipülasyonlar gerektirir. De novo Alternatif hızlı sonuçlar ve daha az maliyetlidir fakat karmaşık cerrahi müdahale 1-3 gerektiren bir dezavantajına sahip utero elektroporasyon veya steryotaksik Lentiviral enjeksiyon gibi yaklaşımlar. Ayrıca, transgen ifade bu yöntemler ile sınırlı mekansal yelpazesine sahiptir. Burada, neonatal fare beyin adeno-ilişkili virüs (AAV) intraventriküler enjeksiyon ile yaygın nöronal manipülasyon için bir hızlı, kolay ve ekonomik bir yöntem tarif etmektedir. Bu yöntem ilk olarak, AAV, bu olgunlaşmamış ependim bariyerden ile beyin parankiması 4, lateral ventriküllere geçtiği gibi beyin omurilik sıvısı içinde dağılmasına izin onlar küçük bir parçacık boyutuna önerilen 2001, John Wolfe Marco Passini tarafından tanımlanmıştır 5. F içindeki AAV&#39;nin intraventriküler enjeksiyonuirst doğum verimleri bulbuslarında gelen beyin sapı 6,7 için, beynin her bölgesini kapsayan nöral altkümelerin yaygın viral transdüksiyon sonra 24 saat. Viral-teslim transgenler ifade ve enjeksiyon gün içinde aktif ve transdüksiyon sonra bir yıl kadar daha devam edilir. Dolayısıyla, bu çok yönlü manipülasyon erken doğum sonrası beyin gelişiminde gelen yetişkin yaşlanma ve dejenerasyon kadar çalışmaları sağlar. Bu nöronlar 6 transducing de en verimli olduğu için bizim özel deneysel ihtiyaçlarına tekniği adapte olarak, öncelikle AAV8 serotipinden odaklanmıştır. Viral titre genetik manipülasyon deneyler test hücre iç sonuçlardan transduse nöronların yoğunluğunu kontrol etmek için seyreltilmiş edilebileceğini göstermektedir. Buna ek olarak, iki virüs için seçilen serotipler bağlı olarak, bu durum nöron ayrı veya üst üste gelen kümeler doğru bastırılmaktadır salgılanma modellerini üretmek için birlikte enjekte edilebilir olduğunu göstermektedirViral ambalaj. Çalışmalarımız deneysel nörobilim ayarları geniş bir yelpazede kullanım için bu tekniğin çok yönlülük genişler.

<table><tbody><tr><td>ICR outbred mice</td><td>Harlan</td><td>Hsd:ICR (CD-1)</td><td>This strain is also known as CD-1</td></tr><tr><td>FVB inbred mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>1800</td><td>5-6 weeks of age</td></tr><tr><td>Nestlets</td><td>Lab Supply</td><td>NESTLETS</td><td></td></tr><tr><td>Shepherd shacks</td><td>Lab Supply</td><td>SS-mouse</td><td></td></tr><tr><td>High fat rodent chow</td><td>Purina Mills</td><td>PicoLab Mouse diet 20, #5058</td><td>This is our standard breeder chow</td></tr><tr><td>High fat rodent chow (alternative)</td><td>Harlan Laboratories</td><td>Teklad Global 19% protein rodent diet #2019S</td><td>If low phytoestrogen, autoclavable diet is needed</td></tr><tr><td>Injection syringe</td><td>Hamilton</td><td>7653-01</td><td>10 ml syringe</td></tr><tr><td>Injection needles</td><td>Hamilton</td><td>7803-04, RN 6PK PT4, 0.375&quot;</td><td>32 G, for standard P0 injections</td></tr><tr><td>Metal plate for cryoanesthesia</td><td>McMaster Carr</td><td>8975K439</td><td>Raw aluminum plate, 6&amp;rdquo; x 12&amp;rdquo;, 0.25&amp;rdquo; thick, will need to be cut into 3 equal pieces and edges sanded by local machine shop</td></tr><tr><td>Small animal stereotaxic device with digital readout</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Universal syringe holder with needle support foot</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 1772-F1</td><td></td></tr><tr><td>Neonatal frame</td><td>Stoelting</td><td>51625</td><td>Officially called a mouse and neonatal rat adaptor</td></tr><tr><td>Biohazard disposal bags with sterile indicator</td><td>VWR</td><td>14220-030</td><td>Important! &amp;ndash; Check with local veterinary and environmental safety staff to learn your institute&amp;rsquo;s protocol for biohazard waste disposal</td></tr></tbody></table>

intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction

Bilimsel gelişmeler hızlanarak ile, yeni yöntemler hızlı ve kolay fare beyninin gen ifadesini işlemek için deneysel nörobilim için gereklidir. Burada ilk yenidoğan fare beyninin içine viral olarak kodlanmış Transgenlerin doğrudan intrakranial teslimat için Passini ve Wolfe tarafından tanıtılan bir tekniği açıklar. En temel formunda, prosedür sadece bir buz kovası ve bir mikrolitre şırınga gerektirir. Bununla birlikte, aynı zamanda, iletişim kuralı tekniğe yeni araştırmacı tutarlılığını arttırmak için sterotaksik çerçeveler ile birlikte kullanılmak üzere adapte edilebilir. Bir yöntem olup, astarlama ependim hala doğumdan sonraki ilk 12-24 saat içinde ise olgunlaşmamış beyin parankimasma içine serebral ventriküller serbestçe hareket adeno-ilişkili virüs (AAV) de yeteneklerine bağlıdır. Beyin boyunca nöronların yaygın iletiminde bu yaş sonuçlara AAV&#39;nin intraventriküler enjeksiyonu. İfade enjeksiyon gün içinde başlar ve lifetim için devamhayvan örn. Viral titresi floresan proteini ko-ekspresyonu kalıt aktarımlı hücrelerin önemli bir etiket sağlar iken, transduse nöronların yoğunluğunu kontrol etmek için ayarlanabilir. Hem off-the-raf, ambalajlı reaktifler ve özel viral hazırlanmasını sağlamak viral çekirdek tesislerin yükselen durumu ile, bu yaklaşım, hızlı, kolay ve çok daha az pahalı fare beyninin gen ifadesini değiştirmek için bir zamanında bir yöntem sunuyor Geleneksel germlıne mühendislik daha.

Başarılı ventrikül içi enjeksiyon, viral verimleri ve yaygın nöronal sağlam ifade. Burada YFP veya tavuk beta aktin promoteri (CBA promotör) kontrolü altında tdTomato floresan genler kullanılarak viral transdüksiyon değerlendirildi. Bu yapılar AAV8 içine paketlenmiş ve neonatal (P0) ICR fındık fareleri lateral ventriküllere enjekte edildi. Yüksek virüs titerleri (hemisfer başına 10 10 parçacıklar) (sol, Şekil 1A) yoğun bir koku ampul etiketleme, striatum, serebral korteks, hipokamp ve beyincikte önemli sonuçlandı. Etiket ayrıca serebelar Purkinje nöronları açıkça görüleceği üzere, ancak henüz P0 sayıda mevcut değildir serebellar granül nöronlardan özellikle yoktu. Daha az viral parçacıkların Enjeksiyon (10 7) (sağ, Şekil 1A) seyrek etiketleme ve düşük yoğunlukta ifade sonuçlandı. Bu yaygın olarak, hemisfer başına 10 7 ve 10 10 partiküller arasında bir konsantrasyon aralığı içinde kullanımı AAV8<html> Kolay ve enjeksiyon (Şekil 1B) tarafından üretilen transgen mozaik derecesini kontrol etmek için güvenilir bir şekilde: n. Ayrıca, birlikte enjekte iki veya daha fazla virüs birden transjenleri için teknik adapte edilmiştir. Birçok hücreleri (Şekil 2A) hem transjenleri şekilde (örneğin, her ikisi de AAV8) aynı serotipe içine paketlenmiş iki virüs ortak enjeksiyonu, üst üste binen sinirsel sonuçtaki transdüksiyonunu bastırmaktadır. Düşük konsantrasyonlarda, ekspresyon modelleri daha bağımsız hale gelir ve ko-işaretli hücrelerin yüzdesi (Şekil 2B) azalır. Üst üste gelmeyecek şekilde ifade aynı zamanda birlikte enjekte farklı AAV serotiplerinin elde edilebilir. AAV1 ve AAV8 farklı floresan haberci kodlayan ortak enjeksiyonu çift mozaik (Şekil 2C) büyük ölçüde bağımsız bir yüzey sağlar. ig1highres.jpg &quot;width =&quot; 600 &quot;/&gt; Şekil 1. viral titre viral transdüksiyon yoğunluğunu kontrol etmek için de kullanılabilir. (A), bir transgen mozaik geniş bir aralığı 10 7 partikül / yarımkürede aşağı 10 10 ikinci viral çözelti seyreltilerek elde edilebilir. Sagital kesitlerin temsili görüntüler viral titreye dayalı iki ayrı iletim desen göstermektedir. Görüntüler sunmak için 3 hafta AAV8-YFP enjeksiyonundan sonra hasat farelerden alınan 2,0 x 10 10 (sol) veya 5,0 x 10 7 (sağ) parçacıklar / yarıküre. (B) korteks (üst sıra) ve beyincik Yükseköğretim büyütme görüntüleri ( alt sıra) AAV8 seri seyreltme ile elde transgen mozaik spektrumunu gösterir. İletimi yerli YFP floresan tarafından görüntülenmiştir. Büyütülmüş panelleri için pozlama süreleri her r içinde modellerini göstermek ayarlandı ise tüm beyin görüntüleri için pozlama süreleri, en parlak floresan korteks ve hipokampus ile tespit edilmiştiregion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51863/51863fig1highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51863/51863fig2highres.jpg" width="600" /> Şekil 2. Titre ve bağımsız bir şekilde, viral serotip birlikte-ifade kontrol eder. Örnek görsel serebral korteks (A, B) ve serebellum (C), 3 hafta, viral enjeksiyondan sonra iletim düzeni göstermektedir. Iki AAV8 (A) birlikte-enjeksiyon farklı floresan gazetecilere (tdTomato veya YFP) içeren virüsler beyin boyunca geniş iletimini üretti. Her iki transgen eksprese kalıt aktarımlı hücrelerin çoğunluğu. (B), daha az hücre hem virüs ile transduse edilmiş olan her bir proteinin ekspresyonunu seyrek ürettiği düşük titreler, aynı virüs ortak enjeksiyonu. (C) eş enjekteAAV iyon bile orta derecede yüksek titrelerde farklı serotip (AAV8 ve AAV1) içinde ambalajlandı viral bir ifade ölçüde üst üste binmeyen bir desen üretilir. Bir AAV bu transdüksiyon diğerinden bağımsız olarak gösteren, tek başına enjekte edildiği zaman, her floresan protein deseni ekspresyonuna neredeyse aynıydı. TdTomato floresan yeşil, kırmızı, YFP gösterilmektedir. İletimi yerli floresan tarafından görüntülenmiştir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51863/51863fig2highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction at JoVE.com

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Kalıcı ve yaygın Nöronal İletim için Yenidoğan Fare Beyin intraserooroventriküler Viral Enjeksiyon

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

intracerebroventricular-viral-injection-neonatal-mouse-brain-for

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

58.8K Görüntüleme.  Baylor College of Medicine. Here we demonstrate a technique for widespread neuronal transduction by intraventricular injection of adeno-associated virus into the neonatal mouse brain. This method provides a rapid and easy way to attain lifelong expression of virally-delivered transgenes.

Video: Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

Fare önbeyin içine Ultrason Rehberliğinde Mikroenjeksiyon In Utero E9.5 az

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Nörobilim

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most often results in failure of potential therapeutics designed for neurodegenerative disorders 1,2. Neurodegenerative diseases such as Spinal Muscular Atrophy (SMA), in which the lower motor neurons are affected, can benefit greatly from introducing the therapeutic agents into the CNS. The purpose of this video is to demonstrate two different injection paradigms to deliver therapeutic materials into neonatal mice soon after birth. One of these methods is injecting directly into cerebral lateral ventricles (Intracerebroventricular) which results in delivery of materials into the CNS through the cerebrospinal fluid 3,4. The second method is a temporal vein injection (intravenous) that can introduce different therapeutics into the circulatory system, leading to systemic delivery including the CNS 5. Widespread transduction of the CNS is achievable if an appropriate viral vector and viral serotype is utilized. Visualization and utilization of the temporal vein for injection is feasible up to postnatal day 6. However, if the delivered material is intended to reach the CNS, these injections should take place while the blood brain barrier is more permeable due to its immature status, preferably prior to postnatal day 2. The fully developed blood brain barrier greatly limits the effectiveness of intravenous delivery. Both delivery systems are simple and effective once the surgical aptitude is achieved. They do not require any extensive surgical devices and can be performed by a single person. However, these techniques are not without challenges. The small size of postnatal day 2 pups and the subsequent small target areas can make the injections difficult to perform and initially challenging to replicate.

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular ICV and Intravenous IV Injection in Mice

This article demonstrates two very different methods of injection: 1) into the brain (intracerebroventricular) and 2) systemic (intravenous) to introduce the therapeutic agents into the central nervous system of neonatal mice.

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Despite the protective role that blood brain barrier plays in shielding the brain, it limits the access to the central nervous system (CNS) which most ...

Tıp

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal infection, the virus can infect and replicate in the developing brain, which may induce severe neurological damage, including deafness and mental retardation. Despite the potential severity of the symptoms, the therapeutic options are limited by the unavailability of a vaccine and the absence of a specific antiviral therapy. Furthermore, a precise description of the molecular events occurring during infection of the central nervous system (CNS) is still lacking since observations mostly derive from the autopsy of infected children. Several animal models, such as rhesus macaque CMV, have been developed and provided important insights into CMV pathogenesis in the CNS. However, despite its evolutionary proximity with humans, this model was limited by the intracranial inoculation procedure used to infect the animals and consistently induce CNS infection. Furthermore, ethical considerations have promoted the development of alternative models, among which neonatal infection of newborn mice with mouse cytomegalovirus (MCMV) has recently led to significant advances. For instance, it was reported that intraperitoneal injection of MCMV to Balb/c neonates leads to infection of neurons and glial cells in specific areas of the brain. These findings suggested that experimental inoculation of mice might recapitulate the deficits induced by HCMV infection in children. Nevertheless, a dynamic analysis of MCMV infection of neonates is difficult to perform because classical methodology requires the sacrifice of a significant number of animals at different time points to analyze the viral burden and/or immune-related parameters. To circumvent this bottleneck and to enable future investigations of rare mutant animals, we applied in vivo imaging technology to perform a time-course analysis of the viral dissemination in the brain upon peripheral injection of a recombinant MCMV expressing luciferase to C57Bl/6 neonates.

Use of In vivo Imaging to Monitor the Progression of Experimental Mouse Cytomegalovirus Infection in Neonates

Human Cytomegalovirus (HCMV) infection of neonates represents an important cause of mental retardation, yet the molecular events leading to virus-induced pathogenesis are still poorly understood. To investigate the dynamics of brain infection, we adapted whole-animal in vivo imaging to perform time-course analysis of neonates infected with a luciferase-recombinant virus.

Kullanımı<em&gt; In vivo</em&gt; Görüntüleme Yenidoğanlar Deneysel Fare Sitomegalovirüs Enfeksiyon ilerleme Monitör

Human Cytomegalovirus (HCMV or HHV-5) is a life-threatening  pathogen in immune-compromised individuals. Upon congenital or neonatal  infection, the virus ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for tissue formation during embryonic development and tissue homeostasis during adulthood 1. Currently, great efforts are invested towards controlling the switch of somatic stem cells from expansion to differentiation because this is thought to be fundamental for developing novel strategies for regenerative medicine 1,2. However, a major challenge in the study and use of somatic stem cell is that their expansion has been proven very difficult to control.
Here we describe a system that allows the control of neural stem/progenitor cell (altogether referred to as NSC) expansion in the mouse embryonic cortex or the adult hippocampus by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, a major regulator of the G1 phase of the cell cycle and somatic stem cell differentiation 3,4. Specifically, two different approaches are described by which the cdk4/cyclinD1 complex is overexpressed in NSC in vivo. By the first approach, overexpression of the cell cycle regulators is obtained by injecting plasmids encoding for cdk4/cyclinD1 in the lumen of the mouse telencephalon followed by in utero electroporation to deliver them to NSC of the lateral cortex, thus, triggering episomal expression of the transgenes 5-8. By the second approach, highly concentrated HIV-derived viruses are stereotaxically injected in the dentate gyrus of the adult mouse hippocampus, thus, triggering constitutive expression of the cell cycle regulators after integration of the viral construct in the genome of infected cells 9. Both approaches, whose basic principles were already described by other video protocols 10-14, were here optimized to i) reduce tissue damage, ii) target wide portions of very specific brain regions, iii) obtain high numbers of manipulated cells within each region, and iv) trigger high expression levels of the transgenes within each cell. Transient overexpression of the transgenes using the two approaches is obtained by different means i.e. by natural dilution of the electroporated plasmids due to cell division or tamoxifen administration in Cre-expressing NSC infected with viruses carrying cdk4/cyclinD1 flanked by loxP sites, respectively 9,15.
These methods provide a very powerful platform to acutely and tissue-specifically manipulate the expression of any gene in the mouse brain. In particular, by manipulating the expression of the cdk4/cyclinD1 complex, our system allows the temporal control of NSC expansion and their switch to differentiation, thus, ultimately increasing the number of neurons generated in the mammalian brain. Our approach may be critically important for basic research and using somatic stem cells for therapy of the mammalian central nervous system while providing a better understanding of i) stem cell contribution to tissue formation during development, ii) tissue homeostasis during adulthood, iii) the role of adult neurogenesis in cognitive functions, and perhaps, iv) better using somatic stem cells in models of neurodegenerative diseases.

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Controlling the expansion of somatic stem cells is a major factor hampering their study and use in therapy. Here we describe a system to temporally control neural stem cells expansion during development and adulthood, which can be used to increase the number of neurons generated in the mouse brain.

Tarafından Embriyonik ve Erişkin Nöral Kök Hücre Genişletme<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporasyon veya Viral Stereotaksik Enjeksiyon

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Intracerebroventricular and Intravascular Injection of Viral Particles and Fluorescent Microbeads into the Neonatal Brain

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the hematogenous route, which involves infection of the endothelial cells and pericytes of the brain. The second is the intracerebroventricular (ICV) route. Once within the central nervous system (CNS), viruses may spread to the subarachnoid space, meninges, and choroid plexus via the cerebrospinal fluid. In experimental models, the earliest stages of CNS viral distribution are not well characterized, and it is unclear whether only certain cells are initially infected. Here, we have analyzed the distribution of cytomegalovirus (CMV) particles during the acute phase of infection, termed primary viremia, following ICV or intravascular (IV) injection into the neonatal mouse brain. In the ICV injection model, 5 &#181;l of murine CMV (MCMV) or fluorescent microbeads were injected into the lateral ventricle at the midpoint between the ear and eye using a 10-&#181;l syringe with a 27 G needle. In the IV injection model, a 1-ml syringe with a 35 G needle was used. A transilluminator was used to visualize the superficial temporal (facial) vein of the neonatal mouse. We infused 50 &#181;l of MCMV or fluorescent microbeads into the superficial temporal vein. Brains were harvested at different time points post-injection. MCMV genomes were detected using the in situ hybridization method. Fluorescent microbeads or green fluorescent protein expressing recombinant MCMV particles were observed by fluorescent microscopy. These techniques can be applied to many other pathogens to investigate the pathogenesis of encephalitis.

Here, we describe a simple method of intracerebroventricular and intravascular injection of viral particles or fluorescent microbeads into the neonatal mouse brain. The localization pattern of the virus and nanoparticles could be detected by microscopic evaluation or by in situ hybridization.

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

In the study on the pathogenesis of viral encephalitis, the infection method is critical. The first of the two main infectious routes to the brain is the ...

Stereotaxic Surgery for Genetic Manipulation in Striatal Cells of Neonatal Mouse Brains

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, they may function to regulate the developmental process and/or physiological function in neonatal brains. To investigate neurobiological functions of specific genes in the brain, it is essential to inactivate genes in the brain. Here, we describe a simple stereotaxic method to inactivate gene expression in the striatum of transgenic mice at neonatal time windows. AAV-eGFP-Cre viruses were microinjected into the striatum of Ai14 reporter gene mice at postnatal day (P) 2 by stereotaxic brain surgery. The tdTomato reporter gene expression was detected in P14 striatum, suggesting a successful Cre-loxP mediated DNA recombination in AAV-transduced striatal cells. We further validated this technique by microinjecting AAV-eGFP-Cre viruses into P2Foxp2fl/fl mice. Double labeling of GFP and Foxp2 showed that GFP-positive cells lacked Foxp2 immunoreactivity in P9 striatum, suggesting the loss of Foxp2 protein in AAV-eGFP-Cre transduced striatal cells. Taken together, these results demonstrate an effective genetic deletion by stereotaxically microinjected AAV-eGFP-Cre viruses in specific neuronal populations in the neonatal brains of floxed transgenic mice. In conclusion, our stereotaxic technique provides an easy and simple platform for genetic manipulation in neonatal mouse brains. The technique can not only be used to delete genes in specific regions of neonatal brains, but it also can be used to inject pharmacological drugs, neuronal tracers, genetically modified optogenetics and chemogenetics proteins, neuronal activity indicators and other reagents into the striatum of neonatal mouse brains.

We describe a protocol of stereotaxic surgery with a homemade head-fixed device for microinjecting reagents into the striatum of neonatal mouse brains. This technique allows genetic manipulation in neuronal cells of specific regions of neonatal mouse brains.

Yenidoğan fare beyin Striatal hücrelerdeki genetik manipülasyon için stereotaksik cerrahi

Many genes are expressed in embryonic brains, and some of them are continuously expressed in the brain after birth. For such persistently expressed genes, ...

Targeting the Corticospinal Tract in Neonatal Rats with a Double-Viral Vector using Combined Brain and Spine Surgery

Successfully tackling the obstacles that constrain research on neonatal rats is important for studying the differences in outcomes seen in pediatric spinal cord injuries (SCIs) compared to adult SCIs. In addition, reliably introducing therapies into the target cells of the central nervous system (CNS) can be challenging, and inaccuracies can compromise the efficacy of the study or therapy. This protocol combines viral vector technology with a novel surgical technique&#160;to accurately introduce gene therapies into neonatal rats at postnatal day 5. Here, a virus engineered for retrograde transport (retroAAV2) of Cre is introduced at the axon terminals of corticospinal neurons in the spinal cord, where it is subsequently transported to the cell bodies. A double-floxed&#160;inverted orientation (DIO) designer receptor exclusively activated by designer drug(s) (DREADD) virus is then injected into the somatomotor cortex of the brain. This double-infection technique promotes the expression of the DREADDs only in the co-infected corticospinal tract (CST) neurons.&#160;Thus, the simultaneous co-injection of the somatomotor cortex and cervical CST terminals is a valid method for studying the chemogenetic modulation of recovery following cervical SCI models in neonatal rats.

This protocol demonstrates a novel method for applying gene therapies to subpopulations of cells in neonatal rats at postnatal ages 5-10 days by injecting an anterograde chemogenetic modifier into the somatomotor cortex and a retrogradely transportable Cre recombinase into the cervical spinal cord.

Yenidoğan Sıçanlarında Kortikospinal Sistemin Kombine Beyin ve Omurga Cerrahisi Kullanılarak Çift Viral Vektörle Hedeflenmesi

Successfully tackling the obstacles that constrain research on neonatal rats is important for studying the differences in outcomes seen in pediatric ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Biyoloji

Yenidoğan farelerde intratekal enjeksiyonların uygulanması için kapsamlı bir protokol

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

Yazar Spotlight: İntratekal Enjeksiyon - Yenidoğan Fare Beyinlerinde Gen Düzenlemenin Etkinliğini Test Etmek İçin Verimli ve Güvenilir Bir Dağıtım Yöntemi

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.

Genom Düzenleme ve İlaç Dağıtımı için Yenidoğan Farenin İntratekal Enjeksiyonu

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

Kalıcı ve yaygın Nöronal İletim için Yenidoğan Fare Beyin intraserooroventriküler Viral Enjeksiyon

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Fare önbeyin içine Ultrason Rehberliğinde Mikroenjeksiyon In Utero E9.5 az

Fare intraserebroventriküler sayesinde Terapötik Ajanlar teslimi (ICV) ve intravenöz (IV) Enjeksiyon

Kullanımı

Tarafından Embriyonik ve Erişkin Nöral Kök Hücre Genişletme

Yenidoğan Beyin içine Viral Parçacıklar ve Floresan mikro boncuklar intraserebroventriküler ve İntravasküler Enjeksiyon

Yenidoğan fare beyin Striatal hücrelerdeki genetik manipülasyon için stereotaksik cerrahi

Yenidoğan Sıçanlarında Kortikospinal Sistemin Kombine Beyin ve Omurga Cerrahisi Kullanılarak Çift Viral Vektörle Hedeflenmesi

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Genom Düzenleme ve İlaç Dağıtımı için Yenidoğan Farenin İntratekal Enjeksiyonu

Genom Düzenleme ve İlaç Dağıtımı için Yenidoğan Farenin İntratekal Enjeksiyonu