Los autores desean agradecer y reconocer el Consejo de Investigación Médica para la financiación de esta investigación - MRC-FAP código concesión G1000788-98812.

Fabricación 1.Scaffold y Esterilización <ol><li> Disolver PCL en 1,1,1,3,3,3-hexafluoroisopropanol para dar un 10% w / v de concentración. Como se describe en Bosworth et al, 9 electrospin las solución polimérica (parámetros: 20 kV, 1 ml / hr, 20 cm). Y recoger fibras alineadas en el borde de un mandril giratorio (600 rpm). Con un bisturí quitar la cinta de fibra de recogida y luego se corta en tramos más cortos - 3 cm (para canales y vasos rotativos) y 4 cm (para cultivo celular insertos) longitudes. </li><li> Con unas pinzas finas tiras individuales sumergen en agua destilada y se eliminan. </li><li> La celebración de los dos extremos entre el pulgar y el dedo índice; gire manualmente la tira hasta que se asemeja hilo. </li><li> Brevemente sumergir este andamiaje de hilo en agua destilada y colocar en limpio de la tarjeta, no fibrosa que se seque. </li><li> Una vez seco, el lugar individualmente en tubos de microcentrífuga limpios y añadir 1 ml de 50% v / v de etanol en agua destilada. Cierre las tapas y dejar actuar durante 24 hr. Nota: Realice los siguientes pasos bajo flujo laminar: </li><li> Colocar tubos de microcentrífuga en una cabina de flujo laminar y aspirar la solución 50% v / v. Reemplazar con 1 ml de 70% v / v de etanol en agua destilada, cerrar los párpados y dejar actuar durante 24 hr. </li><li> Repita para 90% y 100% v / v de etanol en agua destilada (1 ml volúmenes). </li><li> Wash andamios dos veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS), 24 hr por lavado (2 x 1 ml). </li><li> Retire PBS y reemplazar con 1 ml de medio de cultivo celular. Nota: Los andamios están listos para su uso posterior a las 24 horas. </li></ol> 2. La determinación de la zona Andamios superficie y número de células <ol><li> Utilizando un microscopio de luz y las imágenes de software, medir el diámetro del hilo electrospun largo de su longitud para determinar un valor medio. </li><li> Suponga que el hilo a ser una varilla cilíndrica y aproximar el área de la superficie usando: </li><li> Donde A = área de superficie, r = radio y h = longitud Nota: El área de superficie se calculó que era 18.902, 800 m 2. Además, debe tenerse en cuenta que el área de superficie real será mayor que este cálculo como el hilo se compone de cientos de fibras finas, lo que aumentará el área de superficie. En consecuencia, un mayor número de células debe ser capaz de conectar al cadalso. Sin embargo, esto no afecta a una comparación directa entre los grupos de prueba que se hizo. </li><li> Determinar el número máximo de células que podrían unirse a la superficie del andamio expuesta por: Nota: El uso de un microscopio y software de imágenes de la luz, el diámetro de las células madre mesenquimatosas humanas se determinó que era 20 micras (suponiendo que las células son redondas), por lo tanto, en este caso, el número de células = 60.200. </li></ol> 3. Andamios Set-up - Cultivo Celular Inserción (Figura 1 A) <ol><li> Bajo flujo laminar, abra los 6 pocillos insertos de cultivo de células estériles y separar los anillos más cortos con los dientes de los cuerpos más amplia anilladas. </li><li> Tome el anillo con los dientes apuntando hacia arriba. Coloque unode los andamios 4 cm sobre el centro del anillo asegurándose de que se superpone en ambos lados. Tome el cuerpo anillado y la posición sobre el anillo dentado y andamio y empuje hacia abajo asegurándose de que el andamio se mantiene en posición y se encuentra a través del centro del inserto de cultivo celular. </li><li> Coloque el inserto de cultivo celular con el andamio en el pozo de un pozo 6, la placa de unión de baja. </li><li> Añadir 10 ml de medios de cultivo para el cadalso. </li></ol> 4. Andamios Set-up - Trough (Figura 1B) <ol><li> Bajo flujo laminar, el lugar de poli (tetrafluoroetileno) (PTFE) artesas en placas de Petri individuales y añadir 10 ml de medios de cultivo para el comedero. </li><li> El uso de pinzas cubren uno de los 3 cm andamios en la pila, asegurándose de que su longitud se encuentra paralelo al borde más largo de la artesa. </li></ol> 5. Andamios Set-up - biorreactor de buques (Figura 1C) <ol><li> Bajo flujo laminar, dispense 10 ml de PBS estéril a través del biorreactor buque depuerto principal y dejar durante 10 minutos. </li><li> Retire el PBS y reemplazar con 8 ml de medios de cultivo. </li><li> El uso de pinzas, insertar uno de los andamios 3 cm en el recipiente a través del puerto principal. </li><li> Cerrar el puerto principal. </li></ol> Conteo 6. celular <ol><li> Células de cultivo madre mesenquimales humanas (hMSC) derivadas de médula ósea de acuerdo con el protocolo del fabricante hasta el paso 4 antes de la recolección. </li><li> Aspirar los medios de comunicación a partir de un 75 cm 2 matraz que contiene hMSC derivadas de médula ósea (paso 4, 80% de confluencia). </li><li> Se lavan las células con 10 ml de PBS estéril y aspirar. </li><li> Añadir 3 ml de tripsina y se incuba el matraz a 37 ° C, 5% de CO 2 hasta que las células han desplazado de la superficie del matraz. </li><li> Añadir 7 ml de medio de cultivo para inactivar la enzima y transferir este volumen total (10 ml) a un tubo de centrífuga. </li><li> Resuspender esta suspensión celular pipeteando arriba y abajo varias veces para dispersar homogéneamente células dentro de lamedios de comunicación y aglomerados de células límite (10 ml pipeta). </li><li> Retire 20 l de suspensión celular y la transferencia a un hemocitómetro. </li><li> Coloque el hemocitómetro bajo un microscopio de luz y la imagen objetivo en x10. </li><li> Centrarse las líneas de división y contar el número de células en los 4 x 4 plazas en cada rincón de la red y que están incluidas en la plaza y los que cruzan la mano derecha o la línea límite inferior. Contar para cada conjunto de 4 x 4 plazas (4 cuentas por la red). </li><li> Repita la resuspensión y recuento de células tres veces (pasos 6.6 a 6.9). </li><li> Calcular el promedio de recuento de células y determinar el volumen de los medios necesarios para la resuspensión de células (concentración de células 60.200 en 200 l). Por ejemplo, determinar el recuento de células promedio desde el hemocitómetro y luego determinar el número promedio total de las células de los tres cargos separados. Multiplique esto por 1 x 10 4 para dar el número de células por ml y luego se multiplica por el volumen total de la suspensión celular para dar anúmero tal de células. Utilice la siguiente ecuación para determinar el volumen de los medios necesarios para la resuspensión: </li><li> Centrifugar la suspensión celular a 241 xg durante 5 min. </li></ol> Siembra 7. celular <ol><li> Aspirar los medios de comunicación desde el tubo de centrifugado dejando el sedimento celular y reemplazar con el volumen de medio calculado. </li><li> Resuspender las células y los medios de comunicación para una incluso mezclar. </li><li> Utilizando una pipeta Gilson P200, dispensar lentamente 200 l de suspensión celular en cada andamio mediante la ejecución de la punta de la pipeta a lo largo de la longitud del andamio y por debajo de la superficie del líquido medios de comunicación. Dejar reposar durante 20 minutos. </li><li> Para los buques de biorreactores, dispense 200 l de suspensión celular a través del puerto principal. Top-up el medio de cultivo 2 ml restantes a través de los puertos de jeringa para dar un volumen total de 10 ml. </li></ol> 8. Experimental Inicio <ol><li> La transferencia de los vasos de biorreactores para el biorreactor RCCS-4DQ y se puso a girar a 9 rpm. </li><li> TranSfer los pocillos con insertos de cultivo celular y mínimos para el agitador de placas y se puso a girar a 30 rpm. </li><li> Transferir las placas de pocillos con insertos de cultivo celular y valles a la plataforma de un incubador de células fijado en 37 ° C, 5% de CO 2 (cultivo estático). </li></ol> 9. Ensayo de ADN <ol><li> Preparar soluciones - tampón de lisis, tampón 1x TE, patrones de ADN y la solución de trabajo del ADN celular - como por las instrucciones del fabricante. </li><li> Después de 4 horas, retire las muestras de la incubadora y colocar bajo flujo laminar. </li><li> Retire las fracciones de los medios de todas las muestras y colocar en tubos de centrífuga etiquetados por separado. Centrifugar los tubos 241 xg. Eliminar el sobrenadante y añadir tampón de lisis 3 ml. Resuspender la solución a romper la sedimento celular. </li><li> Con unas pinzas eliminar los andamios y lugar en tubos de centrífuga que contienen 3 ml de tampón de lisis (para los andamios dentro de los vasos de biorreactores, quitar el andamio antes de aspirar el media). Para andamios celebradas en insertos de cultivo celular, primero liberar el andamio cortando el andamio cerca de la orilla del inserto utilizando un bisturí. </li><li> Añadir 3 ml de tampón de lisis a cada receptáculo de andamio y raspar la superficie (agitar vigorosamente durante los vasos de biorreactor). Retire el tampón de lisis y colocar en tubos de centrífuga etiquetados por separado. </li><li> Vortex cada tubo de centrífuga durante aproximadamente 1 min para asegurar la agitación suficiente de las células y el tampón y para fomentar la lisis de la membrana celular. </li><li> En un plato negro de 96 pocillos, añadir 100 l de tampón de lisis para cada fracción de la muestra - andamios, medios de comunicación y también (duplicar). </li><li> En la oscuridad, añadir 100 l de solución de ADN de la célula a todos los pocillos que contienen tampón de lisis y mezclar suavemente. </li><li> Incluir los pocillos con tampón de lisis que no contenía solución de ADN y ADN de la célula para proporcionar un control negativo y positivo para la placa de pocillos. </li><li> Usando una fluorescencia lector de placas, medir la absorbancia del pocillos utilizando 485 nm de excitación y 520 nm de emisión. </li><li> Comparar los datos con la curva estándar generada a partir de los patrones de ADN como por las instrucciones del fabricante. </li></ol> 10. microscopio electrónico de barrido (SEM) Fijación <ol><li> Realice los siguientes pasos bajo flujo laminar: Después de 4 horas, retire todos los andamios de sus receptáculos y lugar dentro de una nueva placa de 6 pocillos (pocillos separados). </li><li> Lave los andamios dos veces con PBS. </li><li> Realice los pasos siguientes en el banco abierto: Para cada bien, añadir 2 ml de 1,5% v / v glutaraldehído en PBS para asegurar una cobertura completa del andamio. </li><li> Deje la placa por un mínimo de 30 minutos a 4 ° C para la fijación celular. </li><li> Eliminar la solución de fijador y lavar los andamios dos veces con PBS. </li><li> Deshidratar los andamios con concentraciones crecientes de etanol en agua destilada a partir de 50% v / v, seguido de 70% v / v y 90% v / v. Para cada concentración, sumerja completamente los andamios en SOLUTIOn (2 ml) y se deja durante 3 min. Deseche la solución y repita. </li><li> Deshidratar en etanol al 100% en sumergir totalmente los andamios en solución (2 ml) y dejar durante 5 min. Deseche la solución y repita. </li><li> Químicamente secar los andamios utilizando hexametildisilazano (HMDS) dentro de una campana de humos. Sumerja los andamios en HMDS (2 ml) y se deja durante 5 min. Retire los HMDS y repetir. </li><li> Retire los HMDS y permitir que los andamios se sequen. Montar los andamios sobre los talones de SEM disponibles en el mercado (en este caso los trozos de acero inoxidable con lengüetas adhesivas de carbono). </li><li> Para facilitar la visualización dentro del SEM, recubrir las muestras usando una máquina de recubrimiento de oro de deposición durante 2 minutos para asegurar una cobertura fina y uniforme. </li><li> Colocar las muestras dentro de la SEM y visualizar los andamios sembrado de células utilizando un haz de electrones 5 KeV. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Matrices de fibra electrospun fabricados a partir de biopolímeros se utilizan regularmente para apoyar la unión de células y la proliferación para aplicaciones de biomateriales y / o de ingeniería de tejidos 11,12. En estos casos, las matrices son a menudo finas láminas de fibras que cubren fácilmente toda la base de una placa de cultivo celular y por lo tanto están en contacto completo con las células sembradas que mejora la unión celular. Sin embargo, si el andamio biomaterial no cubre completamente la base de la placa así, hay una alta probabilidad de que una gran proporción de las células sembradas no se quedará en contacto con el andamio y en última instancia, no podrá adjuntar. Este estudio investigó varios métodos diferentes para la siembra de células sobre andamios que no cubren la base de la placa, así, con el fin de determinar una técnica optimizada que podrían recomendarse para futuros experimentos basados ​​en células. Cinco diferentes montajes fueron investigados (Figura 1): Scaffolds (hilo electrospun) realizó utilizando insertos de cultivo celular en placas bajas así vinculante y sea mantenido bajo condiciones estáticas o sacudido a 30 rpm; andamios colocados dentro de depresiones PTFE estrechas y celebradas estática o sacudido a 30 rpm; y andamios alojados dentro de los vasos de biorreactor que giran a 9 rpm. Determinación del número de células que se habían adherido a los hilos electrospun por ensayo de ADN demostró un bajo porcentaje de unión para todos los montajes de siembra (Figura 2); y esto fue confirmado más lejos de micrografías electrónicas de exploración (SEM) (Figura 3). Greatest unión de las células - 30% o ~ 18.060 células -era observaron para los hilos que se celebraron en insertos de cultivo celular y sometidos a un movimiento continuo. Curiosamente, la unión de células más bajo (15%) se logró para hilos en poder de los insertos de cultivo celular, pero mantenido en condiciones estáticas, lo que sugeriría que la inclusión del movimiento radial tiene un efecto positivo en mantener las células en contacto con el andamio. No Obstante,cabe señalar que en circuito continuo de flujo de los medios podría ser responsable de los aglomerados de células observadas de las imágenes de SEM. El agitador de placas se encuentra en su posición más baja - 30 rpm - lo que podría ser una limitación a esta configuración. Con un movimiento radial más lenta puede ayudar a prevenir o reducir la aglomeración de células y también podría mejorar la unión celular como células experimentarán menos fuerza. Experimentos futuros deberían centrarse en la optimización de la velocidad de vibración ideal para mejorar la fijación de las células. La incorporación de movimiento para hilos celebradas dentro de los canales no dio lugar a una tendencia similar, con ambos escenarios rendimiento 18% apego (~ 10.836 células); aunque esto puede ser debido a la flotación parcial de los andamios dentro de las artesas (observado para artesas colocados en el agitador de placas) ya que no estaban ancladas a la base. Flotante parcial del andamio evitará cualquier células que han hundido hasta el fondo de la cubeta entre en contacto con el material y adherente. Para tsu especial configuración, la artesa se encuentra dentro de una placa de Petri y un volumen total de 10 ml de medio añadió. Las pequeñas dimensiones de la cuba significa que la mayoría de los medios de comunicación está presente dentro de la placa de Petri y si hay cualquier movimiento, las células se puede alejar de la cubeta en el plato petri y permanecer completamente fuera del alcance del andamio. Para superar estas limitaciones, experimentos adicionales deben incluir un paso adicional en el protocolo, por lo que los extremos de los andamios se fijan a la base de las cubetas utilizando finas agujas estériles, ya que esto debería evitar su flotación y movimiento (en particular para los andamios expuestos a movimiento radial), que en última instancia deberían conducir a un mayor número de células que unen al cadalso. 16% de las células se había unido a los hilos presentes dentro de los vasos rotativos. A pesar de ser una técnica bien establecida para la cultura en 3D, los problemas surgieron con la retirada de los andamios del principal puerto de los buques, lo que puede haber dado lugar a ATTAC vagamentecélulas hed están perdiendo. Los buques que se pueden abrir totalmente eliminaría este problema; estos están disponibles para la compra, pero son considerablemente más caros que los vasos desechables utilizados en este estudio. Este estudio demuestra los problemas actuales con la siembra de los andamios que no cubren toda la base de placas estándar y de cultivo celular. Siembra un número de células conocida resultó en menos de un tercio de fijación al cadalso, a pesar de la superficie del andamio que permite que todas las células se adhieran. Esto podría tener consecuencias perjudiciales en otros ensayos basados ​​en células que pueden evaluar la biocompatibilidad y célula-material de / célula-célula comportamiento y las interacciones con el andamio como un futuro dispositivo médico potencial. Otras limitaciones del estudio pueden incluir el punto de tiempo de 4 h - a pesar de ser lo suficientemente largo para garantizar la siembra de células inicial (células se ha demostrado que adherirse firmemente a sustratos en treinta minutos 13,14,15), puede ser razonable envestigate puntos de tiempo posteriores proporcionar células no proliferan durante un plazo de tiempo más largo, ya que de lo contrario sesgar el número de células de partida. Reducir el volumen de los medios de comunicación, en este caso 10 ml, podría también mejorar el contacto entre las células y andamio y en última instancia, aumentar la unión celular. Los estudios futuros también deben considerar la viabilidad celular como el proceso de la siembra de células puede causar daño celular y / o muerte celular 16. Análisis de ADN de la célula no diferencian entre células viables y no viables, como un ensayo en vivo / muerto como, por ejemplo, pondría de relieve el nivel de viabilidad. Esta investigación plantea la conciencia con el número real de las células que se adhieren al cadalso a pesar de sembrar una cantidad conocida. Para los estudios que se basan en el número de partida de las células, es muy importante que los investigadores saben exactamente cuántos de esa cifra, de hecho, adherirse al sustrato de interés.

Andamios rutinariamente se están desarrollando e investigando para aplicaciones de biomateriales y la ingeniería tisular. Como tales, son comúnmente sembrados con células y su comportamiento in vitro caracterizadas a través de ensayos que determinan la proliferación celular y número de células, por ejemplo. Para los experimentos de este tipo, es imperativo que se conoce el número inicial de células y los investigadores a menudo indicar la concentración de siembra en términos de número de células por ml o 2 cm. Si bien esta es una buena práctica, especialmente con fines escala-up, que no tiene en cuenta el número real de células que se adhieren a la superficie de andamio (que también depende de las propiedades adhesivas de la superficie de biomaterial 1). Esto es especialmente cierto para andamios que no cubren la totalidad de la base de la placa de cultivo de células como células podrían caer fuera de la construcción y, debido a la naturaleza a menudo estática del experimento, nunca pueden venir de nuevo en contacto con el material de inteel descanso. Hilos de fibra Electrospun son un buen ejemplo de un andamio que no cubre la base del pozo (Figura 1). En este caso, y placas de unión bajas que no han sido tratados en la superficie se deben utilizar para evitar que las células se adhieran a la superficie de la placa y por lo tanto la distorsión de los resultados de cualquier ensayo bien fundamentada. Y placas se utilizan fácilmente para la siembra de células en los andamios, pero no son el único método disponible. Sistemas de cultivos celulares de Rotary, un tipo de biorreactor desarrollado por la División de Ciencias de la Vida de la NASA en la década de 1980, de manera similar se pueden utilizar para sembrar andamios dentro de un entorno de tres dimensiones (3D) con la microgravedad simulada. Este tipo de biorreactor sigue siendo una opción popular entre los investigadores de todo el mundo y se ha incorporado en los estudios para la señalización celular 2,3, las células madre e ingeniería de tejidos 4,5 6,7. Lo que hace que el bioreactor rotativo preferible placas así es el mantenimientode un entorno 3D, que ayuda a evitar que las células diferenciadas a partir de dedifferentiating, como es a menudo el caso cuando se cultivan en condiciones convencionales 2D 8. Este artículo investiga las diferentes técnicas para la siembra de células madre mesenquimales humanas en poli electrospun (ε-caprolactona) como hilos de fibra fabricada en Bosworth et al., 9 con el fin de maximizar el número inicial de células correspondientes a estos andamios dentro de un período de 4 h. Para el cultivo 2D, los hilos se llevaron a cabo de forma segura dentro y placas o (PTFE) comederos poli hechos a medida (tetrafluoroetileno) y se mantuvieron en condiciones estáticas, o agitaron a 30 rpm. Para la cultura 3D, se celebraron los hilos y las células dentro de los vasos de biorreactor que giran a 9 rpm.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>in-house supply</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1117271000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Saline solution</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>70013016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human mesenchymal stem cells</td>
			<td>PromoCell GmbH</td>
			<td>C-12974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MSC culture media</td>
			<td>PromoCell GmbH</td>
			<td>C-28010B</td>
			<td>Warmed to 37 oC before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supplement mix</td>
			<td>PromoCell GmbH</td>
			<td>C-39810</td>
			<td>Add to culture media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic/antimyotic mix</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5955</td>
			<td>Add to culture media</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin (0.05 %) EDTA (0.02 %)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>59417C</td>
			<td>Warmed to 37 oC before use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture flasks (T75)</td>
			<td>Becton Dickinson Ltd</td>
			<td>353110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low binding 6-well plates</td>
			<td>Costar Corning</td>
			<td>3471</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well CellCrowns</td>
			<td>Scaffdex</td>
			<td>C00003S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri-dish 50 ml deep</td>
			<td>Sterilin</td>
			<td>124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTFE troughs</td>
			<td>in-house production</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable RCCS vessels 10 ml</td>
			<td>Synthecon</td>
			<td>D-410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4 Vessel Rotary Cell Culture System bioreactor</td>
			<td>Synthecon</td>
			<td>RCCS-4DQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaker plate</td>
			<td>Stuart</td>
			<td>SSM1</td>
			<td>Mini Orbital Shaker</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Haemocytometer</td>
			<td>Digital Bio</td>
			<td>DHC-F01</td>
			<td>Disposable C-Chip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge tube</td>
			<td>Deltalab</td>
			<td>352096, 429901</td>
			<td>15 ml and 50 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge</td>
			<td>Hettich</td>
			<td>Rotafix 32 A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe 3 ml</td>
			<td>Shield Medicare Ltd</td>
			<td>3039820</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes</td>
			<td>Sterilin</td>
			<td>40305, 47310, 40125</td>
			<td>5, 10 and 25 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilson pipettes</td>
			<td>SLS</td>
			<td>F144801, F144802, F123600, F123601, F123602</td>
			<td>P2 - P1000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette tips</td>
			<td>SLS</td>
			<td>PIP7852, PIP7834, PIP7840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro test tube 1.5 ml</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>30125.15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>9002-93-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PicoGreen Assay</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>P7589</td>
			<td>Assay set-up in the dark</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black 96-well plate</td>
			<td>Greiner Bio One</td>
			<td>655086</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescent plate-reader</td>
			<td>BGM Labtech</td>
			<td>FLUOstar Optima</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde 25 %</td>
			<td>TAAB Laboratories</td>
			<td>G002</td>
			<td>Made to a concentration of 1.5 % v/v in PBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexamethyldisilazane (HMDS)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>999-97-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminium stubs (SEM)</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>G301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon tabs (SEM)</td>
			<td>Agar Scientific</td>
			<td>G3347N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gold sputter coater</td>
			<td>Edwards</td>
			<td>S150B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scanning Electron Microscope (SEM)</td>
			<td>Phenom World</td>
			<td>Phenom Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optimizing attachment of human mesenchymal stem cells on poly(&#949;-caprolactone) electrospun yarns

La investigación en biomateriales y la ingeniería de tejidos a menudo incluye las investigaciones basadas en células in vitro, que requieren conocimiento inicial del número de células de partida. Mientras que los investigadores comúnmente Referencia su densidad de siembra esto no indica necesariamente el número real de células que se han adherido al material en cuestión. Este es particularmente el caso de los materiales, o andamios, que no cubren la base de las placas de cultivo celular estándar bien. Este estudio investiga la fijación inicial de las células madre mesenquimales humanas sembradas a un número conocido en poli electrohiladas (ε-caprolactona) de hilo después de 4 horas en la cultura. Hilados electrohiladas se celebraron en varias configuraciones distintas, incluidos los buques de biorreactor que giran a 9 rpm, insertos de cultivo celular colocados en placas de pocillos vinculantes bajos y politetrafluoroetileno (PTFE) comederos colocados dentro de cajas de Petri. Los dos últimos fueron sometidos a cualquiera de las condiciones estáticas o colocados en un agitador de placas (30 37 ° C, 5% de CO 2, la ubicación de las células sembradas se determinó mediante el ensayo de ADN de la célula. Los andamios fueron retirados de sus envases y se colocan en tampón de lisis. La fracción de los medios de comunicación se retiró y se centrifugó de manera similar - se desechó el sobrenadante y pellet disuelta con tampón de lisis. El tampón de lisis se añadió a cada receptáculo, o bien, y raspado para liberar a las células que pueden estar presentes. El ensayo de ADN de la célula determinó el porcentaje de células presentes en el andamio, medios de comunicación y las fracciones así. La unión celular fue baja para todos los montajes experimentales, con mayor apego (30%) para los hilos celebradas en insertos de cultivo celular y sometidos a agitación movimiento. Este estudio plantea conciencia para el número real de células correspondientes a los andamios con independencia de la densidad de la siembra de células indicado.

Los resultados ponen de manifiesto la ubicación de las células siguientes 4 horas después de la siembra para cada experimental investigado. Figura 2A muestra el porcentaje de células que se han unido a la superficie del andamio durante este tiempo. Un factor de conversión de 8,5 pg / célula se usó para convertir el contenido de ADN medido en el número de células y por lo tanto determinar el porcentaje de células 10. Para todos los montajes de siembra investigados, el porcentaje de unión celular es relativamente baja, con mayor adherencia de las células (30%) para andamios celebradas en insertos de cultivo celular y se agitó a 30 rpm (Insertar Shaker). Adherencia más bajo (15%) fue para andamios celebradas dentro de los insertos de cultivo celular y se mantiene bajo condiciones estáticas (Insertar estáticas). Un gran número de las células estaban presentes dentro de la fracción papel (Figura 2B), sobre todo para las inserciones de cultivo de células mantenidas en placas bajas vinculantes (Insertar estáticas) y buques rotativos son 50% y 51%respectivamente. Andamios celebradas dentro de los canales demostraron un número elevado de células presentes en el propio titular - 48% de las células de Trough Shaker y el 50% para Trough estático. Microscopía electrónica de barrido permitió una evaluación visual de los andamios sembrado de células (Figura 3). Imágenes representativas destacan una presencia limitada de las células en la superficie fibrosa, con independencia de la siembra de puesta a punto. Sin embargo, un mayor número de células y aglomerados de células estaban presentes en los andamios mantenidos dentro de los insertos de cultivo celular y se agitó a 30 rpm (Insertar Shaker). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52135/52135fig1.jpg" /> Figura 1. montajes experimentales, donde Electrospun hilado se mantiene dentro; (A) insertos de cultivo celular y la placa de unión bien bajo; (B) poli (tetrafluoroetileno) (PTFE) artesa y placa de Petri; y (C) recipiente biorreactor. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig1highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52135/52135fig2.jpg" /> Figura 2. Ubicación de las células 4 horas después de la siembra Onto PCL Electrospun Hilos utilizando diferentes Siembra Set-ups. (A) demuestra el porcentaje de células que se han adherido al cadalso PCL (media ± desviación estándar), (B) destaca la propagación porcentaje de ubicación de la celda dentro de las tres fracciones - los medios de comunicación, bien y andamio (n = 4, los datos presentados como los valores medios). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src = &quot;/ files / ftp_upload / 52135 / 52135fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3. Representante Scanning Electron micrografías para PCL electrohiladas Los hilos con células madre mesenquimales humanas, 4 horas después de la siembra inicial utilizando diferentes montajes experimentales. (Todas las imágenes con una ampliación 1.000X, barra de escala = 130 micras.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta cifra.</a>

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Optimizing Attachment of Human Mesenchymal Stem Cells on Poly(&amp;#949;-caprolactone) Electrospun Yarns

This article describes a range of set-ups for seeding human mesenchymal stem cells onto materials, in this case electrospun yarns, that do not cover the base of standard culture well plates in order to maximize and quantify the number of cells that initially attach compared to the known seeding density.

Optimización de unión de las células madre mesenquimales humanas en poli (ε-caprolactona) electrohiladas Hilos

Research into biomaterials and tissue engineering often includes cell-based in vitro investigations, which require initial knowledge of the starting cell ...

optimizing-attachment-human-mesenchymal-stem-cells-on-poly

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Optimizing Attachment of Human Mesenchymal Stem Cells on Poly(&#949;-caprolactone) Electrospun Yarns

9.6K vistas.  The University of Manchester. This article describes a range of set-ups for seeding human mesenchymal stem cells onto materials, in this case electrospun yarns, that do not cover the base of standard culture well plates in order to maximize and quantify the number of cells that initially attach compared to the known seeding density.

Video: Optimizing Attachment of Human Mesenchymal Stem Cells on Poly(&#949;-caprolactone) Electrospun Yarns

Use of Human Perivascular Stem Cells for Bone Regeneration

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are a FACS-sorted population of 'pericytes' (CD146+CD34-CD45-) and 'adventitial cells' (CD146-CD34+CD45-), each of which we have previously reported to have properties of mesenchymal stem cells. PSCs, like MSCs, are able to undergo osteogenic differentiation, as well as secrete pro-osteogenic cytokines1,2. In the present protocol, we demonstrate the osteogenicity of PSCs in several animal models including a muscle pouch implantation in SCID (severe combined immunodeficient) mice, a SCID mouse calvarial defect and a femoral segmental defect (FSD) in athymic rats. The thigh muscle pouch model is used to assess ectopic bone formation. Calvarial defects are centered on the parietal bone and are standardly 4 mm in diameter (critically sized)8. FSDs are bicortical and are stabilized with a polyethylene bar and K-wires4. The FSD described is also a critical size defect, which does not significantly heal on its own4. In contrast, if stem cells or growth factors are added to the defect site, significant bone regeneration can be appreciated. The overall goal of PSC xenografting is to demonstrate the osteogenic capability of this cell type in both ectopic and orthotopic bone regeneration models.

Human perivascular stem cells (PSCs) are a novel stem cell class for skeletal tissue regeneration similar to mesenchymal stem cells (MSCs). PSCs can be isolated by FACS (fluorescence activated cell sorting) from adipose tissue procured during standard liposuction procedures, then combined with an osteoinductive scaffold to achieve bone formation in vivo.

El uso de las células estaminales perivasculares para la regeneración ósea

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are ...

Investigación

Bioingeniería

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells (hESCs) and Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to high levels of NK cells after 4 weeks culture and can undergo further 2-log expansion with artificial antigen presenting cells. hESC- and iPSC-derived NK cells developed in this system have a mature phenotype and function. The production of large numbers of genetically modifiable NK cells is applicable for both basic mechanistic as well as anti-tumor studies. Expression of firefly luciferase in hESC-derived NK cells allows a non-invasive approach to follow NK cell engraftment, distribution, and function. We also describe a dual-imaging scheme that allows separate monitoring of two different cell populations to more distinctly characterize their interactions in vivo. This method of derivation, expansion, and dual in vivo imaging provides a reliable approach for producing NK cells and their evaluation which is necessary to improve current NK cell adoptive therapies.

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells hESCs and Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs

This protocol describes the development, expansion, and in vivo imaging of NK cells derived from hESCs and iPSCs.

Desarrollo, la expansión y<em&gt; En vivo</em&gt; Monitoreo de las células NK humanas a partir de células madre embrionarias humanas (hESCs) y y células madre pluripotentes inducidas (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to ...

Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells similar to pericyte-derived mesoangioblasts (iPSC-derived mesoangioblast-like stem/progenitor cells: IDEMs) can be established from iPSCs generated from patients affected by different forms of muscular dystrophy. Patient-specific IDEMs can be genetically corrected with different strategies (e.g. lentiviral vectors, human artificial chromosomes) and enhanced in their myogenic differentiation potential upon overexpression of the myogenesis regulator MyoD. This myogenic potential is then assessed in vitro with specific differentiation assays and analyzed by immunofluorescence. The regenerative potential of IDEMs is further evaluated in vivo, upon intramuscular and intra-arterial transplantation in two representative mouse models displaying acute and chronic muscle regeneration. The contribution of IDEMs to the host skeletal muscle is then confirmed by different functional tests in transplanted mice. In particular, the amelioration of the motor capacity of the animals is studied with treadmill tests. Cell engraftment and differentiation are then assessed by a number of histological and immunofluorescence assays on transplanted muscles. Overall, this paper describes the assays and tools currently utilized to evaluate the differentiation capacity of IDEMs, focusing on the transplantation methods and subsequent outcome measures to analyze the efficacy of cell transplantation.

Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived myogenic progenitors are promising candidates for cell therapy strategies to treat muscular dystrophies. This protocol describes transplantation and functional measurements required to evaluate the engraftment and differentiation of iPSC-derived mesoangioblasts (a type of muscle progenitors) in mouse models of acute and chronic muscle regeneration.

Trasplante De InducidaS Pluripotentes Derivadas De Células Madre Mesoangioblastos Como Progenitores Miógenos En Modelos De Ratón De La Regeneración Muscular

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

Electrospun Fibrous Scaffolds of Poly(glycerol-dodecanedioate) for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among the various fabrication methods, electrospinning is the most attractive one due to its simplicity and versatility. Additionally, electrospun nanofibers mimic the size of natural extracellular matrix ensuring additional support for cell survival and growth. This study showed the viability of the fabrication of long fibers spanning a larger deposit area for a novel biodegradable and biocompatible polymer named&#160;poly(glycerol-dodecanoate) (PGD)1 by using a newly designed collector for electrospinning. PGD exhibits unique elastic properties with similar mechanical properties to nerve tissues, thus it is suitable for neural tissue engineering applications. The synthesis and fabrication set-up for making fibrous scaffolding materials was simple, highly reproducible, and inexpensive. In biocompatibility testing, cells derived from mouse embryonic stem cells could adhere to and grow on the electrospun PGD fibers. In summary, this protocol provided a versatile fabrication method for making PGD electrospun fibers to support the growth of mouse embryonic stem cell derived neural lineage cells.

Electrospun Fibrous Scaffolds of Polyglycerol-dodecanedioate for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

Synthesis and fabrication of electrospun long fibers spanning a larger deposit area via a newly designed collector from a novel biodegradable polymer named poly(glycerol-dodecanoate) (PGD) was reported. The fibers were able to support the growth of cells derived from mouse pluripotent stem cells.

Electrospun fibroso Andamios de poli (glicerol-dodecanodioato) de Ingeniería Neural Los tejidos de las células madre embrionarias de ratón

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among ...

Isolation of Mesenchymal Stem Cells from Human Alveolar Periosteum and Effects of Vitamin D on Osteogenic Activity of Periosteum-derived Cells

Mesenchymal stem cells (MSCs) are present in a variety of tissues and can be differentiated into numerous cell types, including osteoblasts. Among the dental sources of MSCs, the periosteum is an easily accessible tissue, which has been identified to contain MSCs in the cambium layer. However, this source has not yet been widely studied.
Vitamin D3 and 1,25-(OH)2D3 have been demonstrated to stimulate in vitro differentiation of MSCs into osteoblasts. In addition, vitamin C facilitates collagen formation and bone cell growth. However, no study has yet investigated the effects of Vitamin D3 and Vitamin C on MSCs.
Here, we present a method of isolating MSCs from human alveolar periosteum and examine the hypothesis that 1,25-(OH)2D3 may exert an osteoinductive effect on these cells. We also investigate the presence of MSCs in the human alveolar periosteum and assess stem cell adhesion and proliferation. To assess the ability of vitamin C (as a control) and various concentrations of 1,25-(OH)2D3 (10&#8722;10, 10&#8722;9, 10&#8722;8, and 10&#8722;7 M) to alter key mRNA biomarkers in isolated MSCs mRNA expression of alkaline phosphatase (ALP), bone sialoprotein (BSP), core binding factor alpha-1 (CBFA1), collagen-1, and osteocalcin (OCN) are measured using real-time polymerase chain reaction (RT-PCR).

We present a protocol to investigate the mRNA expression biomarkers of periosteum-derived cells (PDCs) induced by vitamin C (vitamin C) and 1,25-dihydroxy vitamin D [1,25-(OH)2D3]. In addition, we evaluate the ability of PDCs to differentiate into osteocytes, chondrocytes, and adipocytes.

Aislamiento de células madre mesenquimatosas del periostio Alveolar humano y efectos de la vitamina D en la actividad osteogénica de células derivadas del periostio

Mesenchymal stem cells (MSCs) are present in a variety of tissues and can be differentiated into numerous cell types, including osteoblasts. Among the ...

Exploring the Potential of Mesenchymal Stem Cell Sheet on The Development of Hepatocellular Carcinoma In Vivo

An in vivo animal model that mimics human cancer could have various applications that deliver significant clinical information. The currently used techniques for the development of in vivo cancer models have considerable limitations. Therefore, in this study, we aim to implement cell sheet technology to develop an in vivo cancer model. Hepatocellular carcinoma (HCC) is successfully developed in nude rats using cell sheets created from HCC cell line cells. The cancer cell sheets are generated through intracellular adhesion and the formation of a stratified structure, controlled by the extracellular matrix. This allows for the HCC sheet transplantation into the liver and the creation of a tumor-bearing animal model within a month. In addition, the role of mesenchymal stem cells (MSC) in the development of this cancer model is investigated. In addition to the HCC cell line sheet, another two cell sheets are created: a sheet of HCC cells and bone marrow MSCs (BMMSCs) and a sheet of HCC cells and umbilical cord MSCs (UCMSCs). Sheets that have a combination of both HCC cells and MSCs are also capable of producing a tumor-bearing animal. However, the addition of MSCs reduces the size of the formed tumor, and this adverse effect on tumor development varies depending on the used MSCs' source. This indicates that a cell sheet made of certain MSC subtypes could be utilized in tumor management and control.

Exploring the Potential of Mesenchymal Stem Cell Sheet on The Development of Hepatocellular Carcinoma In Vivo

Here, we present a protocol to develop an in vivo cancer model using cell sheet technology. Such a model could be very useful for the evaluation of anticancer therapeutics.

Explorar el potencial de la hoja de células madre mesenquimales en el desarrollo de Carcinoma Hepatocelular en Vivo

An in vivo animal model that mimics human cancer could have various applications that deliver significant clinical information. The currently used ...

Uptake of New Lipid-coated Nanoparticles Containing Falcarindiol by Human Mesenchymal Stem Cells

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and size by low-density lipoproteins (LDLs) because cancer cells have an increased need for cholesterol to proliferate, and this has been exploited as a mechanism for delivering anticancer drugs to cancer cells. Moreover, depending on drug chemistry, encapsulating the drug can be advantageous to avoid degradation of the drug during circulation in vivo. Therefore, in this&#160;study, this design is used to fabricate lipid-coated nanoparticles of the anticancer drug falcarindiol, providing a potential new delivery system of falcarindiol in order to stabilize its chemical structure against degradation and improve its uptake by tumors. Falcarindiol nanoparticles, with a phospholipid and cholesterol monolayer encapsulating the purified drug core of the particle, were designed. The lipid monolayer coating consists of 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DSPC), cholesterol (Chol), and 1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (DSPE PEG 2000) along with the fluorescent label DiI (molar ratios of 43:50:5:2). The nanoparticles are fabricated using the rapid injection method, which is a fast and simple technique to precipitate nanoparticles by good-solvent for anti-solvent exchange. It consists of a rapid injection of an ethanol solution containing the nanoparticle components into an aqueous phase. The size of the fluorescent nanoparticles is measured using dynamic light scattering (DLS) at 74.1 &#177; 6.7 nm. The uptake of the nanoparticles is tested in human mesenchymal stem cells (hMSCs) and imaged using fluorescence and confocal microscopy. The uptake of the nanoparticles is observed in hMSCs, suggesting the potential for such a stable drug delivery system for falcarindiol.

This article describes the encapsulation of falcarindiol in lipid-coated 74 nm nanoparticles. The cellular uptake of the nanoparticles&#160;by human stem cells into lipid droplets is monitored by fluorescent and confocal imaging. Nanoparticles are fabricated by the rapid injection method of solvent shifting, and their size is measured with the dynamic light scattering technique.

Absorción de nuevas nanopartículas recubiertas de lípidos que contienen Falcarindiol por células madre mesenquimales humanas

Nanoparticles are the focus of an increased interest in drug delivery systems for cancer therapy. Lipid-coated nanoparticles are inspired in structure and ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

Medición del potencial de acción óptica unicelular en cardiomiocitos derivados de células madre pluripotentes inducidas por humanos

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

A Culture Method to Maintain Quiescent Human Hematopoietic Stem Cells

Human hematopoietic stem cells (HSCs), like other mammalian HSCs, maintain lifelong hematopoiesis in the bone marrow. HSCs remain quiescent in vivo, unlike more differentiated progenitors, and enter the cell cycle rapidly after chemotherapy or irradiation to treat bone marrow injury or in vitro culture. By mimicking the bone marrow microenvironment in the presence of abundant fatty acids, cholesterol, low concentration of cytokines, and hypoxia, human HSCs maintain quiescence in vitro. Here, a detailed protocol for maintaining functional HSCs in the quiescent state in vitro is described. This method will enable studies of the behavior of human HSCs under physiological conditions.

This protocol enables the maintenance of quiescent human hematopoietic stem cells in vitro by mimicking the bone marrow microenvironment using abundant fatty acids, cholesterol, lower concentrations of cytokines, and hypoxia.

Un método de cultivo para mantener las células madre hematopoyéticas humanas quiescentes

Human hematopoietic stem cells (HSCs), like other mammalian HSCs, maintain lifelong hematopoiesis in the bone marrow. HSCs remain quiescent in vivo, ...

In vitro Induction of Human Dental Pulp Stem Cells Toward Pancreatic Lineages

As of 2000, the success of pancreatic islet transplantation using the Edmonton protocol to treat type I diabetes mellitus still faced some obstacles. These include the limited number of cadaveric pancreas donors and the long-term use of immunosuppressants. Mesenchymal stem cells (MSCs) have been considered to be a potential candidate as an alternative source of islet-like cell generation. Our previous reports have successfully illustrated the establishment of induction protocols for differentiating human dental pulp stem cells (hDPSCs) to insulin-producing cells (IPCs). However, the induction efficiency varied greatly. In this paper, we demonstrate the comparison of hDPSCs pancreatic induction efficiency via integrative (microenvironmental and genetic manipulation) and non-integrative (microenvironmental manipulation) induction protocols for delivering hDPSC-derived IPCs (hDPSC-IPCs). The results suggest distinct induction efficiency for both the induction approaches in terms of 3-dimensional colony structure, yield, pancreatic mRNA markers, and functional property upon multi-dosage glucose challenge. These findings will support the future establishment of a clinically applicable IPCs and pancreatic lineage production platform.

In vitro Induction of Human Dental Pulp Stem Cells Toward Pancreatic Lineages

This protocol presents a comparison between two different induction protocols for differentiating human dental pulp stem cells (hDPSCs) toward pancreatic lineages in vitro: the integrative protocol and the non-integrative protocol. The integrative protocol generates more insulin producing cells (IPCs).

In vitro Inducción de células madre de pulpa dental humana hacia linajes pancreáticos

As of 2000, the success of pancreatic islet transplantation using the Edmonton protocol to treat type I diabetes mellitus still faced some obstacles. ...