Damos las gracias a Daniel Veit para la asistencia técnica y Pedro Gouveia en Electricidade Em Po (electricidadeempo.net) para personalizar el software de seguimiento de nuestras demandas. También agradecemos a Tom Retzke de apoyo durante el proceso de filmación. Este estudio fue apoyado por la Sociedad Max Planck.

Los detalles constructivos y técnicos de Flywalk se han descrito en otra parte 26 (en caso de cualquier problema de establecer esta configuración, más información se puede solicitar desde MK). Aquí nos centramos en las instrucciones detalladas sobre el manejo del paradigma que le ayudará a obtener resultados fiables. 1. Fly Manipulación <ol><li> Posterior vuela en bajo a las culturas media densidad en medio alimenticio 27 en virtud de un 12 h luz: 12 h: régimen de oscuridad a 23-25 ​​° C y una humedad relativa del 70%. Con este fin, permitir 20-30 adultos recién surgido vuela de reproducir en un gran frasco de comida durante 1 semana, luego descarta moscas adultas y esperar a surgir descendencia. </li><li> Recoger 30-40 recién emergidas (edad &lt;24 h) las moscas adultas y les envejecer en en nuevo un vial que contiene medio de los alimentos 27 durante 3-5 días. </li><li> Veinticuatro horas antes del inicio del experimento de comportamiento: Transferir todo el 30-40 recogido previamente 3-5 d de edad (ver 2.2) vuela a una nueva vial que contiene un tapón de espuma de caucho húmedo o un pañuelo de papel humedecido utilizando un aspirador. NOTA: No anestesiar las moscas utilizando CO 2. </li></ol> 2. Preparación de la instalación de Flywalk <ol><li> Use 250 ml botellas como humidificadores. Llenar humidificadores con 100 ml de agua destilada. </li><li> Preparar viales de olor. <ol><li> Preparar 500 l 10 -3 diluciones del acetato de etilo olores puros, butirato de etilo, acetato de isopentilo y 2,3-butanodiona en el aceite mineral disolvente. </li><li> Adjuntar dos válvulas de retención de bola por el olor vial. El registro de entrada válvulas permiten únicamente el flujo de aire unidireccional. Por lo tanto, conectar válvulas de retención de tal manera que el aire pueda entrar en el vial en un lado y dejarlo en el otro lado. </li><li> Retirar la tapa de un tubo de reacción de PCR 200 l. Pipetear 100 l de cada dilución de olor en un tubo de reacción separado y colocar los tubos en viales de olores distintos. También preparará un olor vial que contiene sólo el oi mineral disolventel. </li><li> Sellar herméticamente los viales de olor por cerrarlos utilizando tapones de acero inoxidable y juntas de goma. </li><li> Conectar los 5 viales de olor (4 olores que contienen 1 y que contienen aceite mineral) al sistema de suministro de olor. Asegúrese de conectar en la dirección de flujo de la derecha. Una conexión incorrecta no sólo pondrá en peligro el experimento planeado, pero también puede contaminar el sistema de entrega. </li></ol></li><li> Compruebe si hay fugas mediante el sellado de la salida de la cámara de mezcla del dispositivo de estímulo. Asegúrese de que todas las corrientes de aire antes de que el dispositivo de estímulo ahora caen progresivamente a cero. Si no es así, compruebe si hay fugas que ahora se pueden identificar por el silbido de aire que sale del sistema. </li><li> Transferir cuidadosamente 15 moscas individuales a 15 tubos de vidrio individuales utilizando un aspirador y tubos de vidrio cercanos en ambos lados utilizando los adaptadores correspondientes. Nota: Debido a que el sistema debe estar herméticamente sellado para experimentos exitosos, asegúrese de que los adaptadores encajan tubos de vidrio herméticamentey tenga en cuenta que los tubos de vidrio pueden romperse durante este paso. Tenga cuidado para evitar lesiones por el uso de guantes y gafas de protección. </li><li> Conecte los tubos de vidrio a la configuración Flywalk y, a partir de ahora, esperar por lo menos 15 minutos antes de comenzar el experimento para permitir que las moscas que se habitúan al nuevo entorno. </li><li> Después de colocar tubos de vidrio: compruebe la lectura de los medidores de flujo aguas abajo digitales en el ordenador 1 si los 16 flujos de aire después de que los tubos de vidrio se suman al flujo de aire que entra en el sistema. También puedes ver en el ordenador 1, si la humedad está entre 60% y 80%. </li><li> Diseño de protocolo de estímulo que controla la secuencia y el calendario de los estímulos de olor presentados a las moscas. Para obtener los datos descritos por ejemplo, presentes 4 olores y el control (aceite mineral) individualmente y es posible ternario y las mezclas cuaternarias de los olores de forma simultánea durante 40 veces cada uno. Establecer duración de pulso de 500 ms a un intervalo inter de 90 segundos y de forma aleatoria secuencia de estímulo. </li><li> Encienda la lifuente de lucha (cluster LED; λ = 630). Asegúrese de proporcionar suficiente luz para el seguimiento eficiente sin incrementar la temperatura en el interior de los tubos de vidrio. </li><li> Configurar una región de interés del sistema de seguimiento arrastrando un marco a través del área a monitorizar de una manera tal que se incluyen todos los 15 tubos de vidrio y aproximadamente 5 mm de los bordes de los tubos están excluidos. </li><li> Configurar 14 líneas de separación paralelas entre tubos individuales en el sistema de seguimiento por el cambio de sus Y-posiciones en la secuencia de comandos correspondiente para mantener individuo vuela identificables durante todo el experimento. Asegúrese de situar ellos de tal manera que siempre hay un tubo de vidrio entre dos de tales líneas de separación, ya que sólo una mosca se realizará un seguimiento entre cualquier conjunto de dos líneas. </li><li> Asegúrese de establecer parámetros de la cámara de tal manera que las moscas se realiza un seguimiento de forma fiable a través de los tubos de vidrio. Si moscas se pierden en los bordes de la región de interés, aumentar el brillo o la ganancia de la s de seguimientooftware. Evitar las vibraciones mecánicas del sistema de seguimiento. Seguir utilizando software comercial de acuerdo con el protocolo del fabricante. </li><li> Comience experimento iniciando el protocolo de estímulo. Grabar flies&#39; XY coordenadas a 20 fps (fotogramas por segundo) e ingrese combinación con el estado de la válvula olor en archivos de texto. </li></ol> Análisis 3. Datos NOTA: Los siguientes pasos en el análisis de datos están automatizados utilizando rutinas personalizadas-escrita programadas en R. Debido a que estos pasos son cruciales para obtener resultados significativos del análisis obstante, se presenta de una manera paso a paso. Los datos en bruto para el análisis son .csv archivos que contienen información sobre el estado de la válvula sincronizada olor, número de impulsos en el experimento y 15 de la mosca x posiciones en cm sobre un eje de tiempo común para el ciclo de estimulación de un olor. El código personalizado para el análisis de los datos se puede proporcionar a petición. <ol><li> Abrir .csv-file, encontrar tiempo-punto de apertura de la válvula significada por un chaENS en la columna que representa el estado de la válvula. </li><li> Calcular la función lineal de la posición olor de la forma f (t) = s * t + i donde t es el tiempo en el ciclo de estimulación, s es la velocidad del viento (aquí 20 cm / seg) y el intercepto i se puede calcular utilizando el punto de tiempo el olor entra en los tubos en la posición 0 (apertura de la válvula, más retraso). </li><li> Encuentra el punto de tiempo en el que el olor y vuela posición x se cruzan por cada mosca y establecer este punto de tiempo a 0. Nota: De esta manera las posiciones de moscas están alineados con cada uno del individuo encuentro con el olor. </li><li> Excluir moscas sentadas en los bordes de la región de interés. </li><li> Calcula la velocidad de X-posiciones dividiendo el desplazamiento a lo largo del eje x por el intervalo de tiempo (100 ms) y repetir el procedimiento para cada ciclo de estimulación. </li><li> Para obtener cursos temporales de velocidad, como se muestra en la Figura 2E calcular media-transcurso de tiempo de velocidad para cada mosca y olor y de los que el curso temporal media para un olor determinado. </li><li> Para obtener desplazamiento neto como se muestra en la Figura 3C calcular el desplazamiento neto dentro de 4 seg después del pulso de olor para cada evento de seguimiento y después el desplazamiento neto medio por mosca y el olor. </li></ol> 4. Procedimiento de limpieza <ol><li> Limpia Tubos de cristal <ol><li> Retire las moscas y los adaptadores de tubos de vidrio y disfrutar de tubos de vidrio en detergente. </li><li> Enjuagar los tubos de cristal bajo el chorro de agua destilada y secarlos usando aire a presión. </li><li> Tubos de vidrio térmico a 200 ° C durante 8 horas. </li></ol></li><li> Limpie Olor Sistema de Entrega <ol><li> Retire todos los viales de olor y tubo de la cámara de mezcla central. </li><li> Eliminar los adaptadores de tubo de la cámara de mezcla. </li><li> Cámara de mezcla limpia por lavado con solución de limpieza de laboratorio y disolventes (por ejemplo, etanol, acetona). Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio. </li><li> Cámara de mezcla en seco utilizando aire a presión y se calienta a 200 ° C durante 8 horas. </li></ol></li><li> Limpie olor Viales y Válvulas <ol><li> Retire el tapón de acero (junta de goma de descarte) y válvulas de retención de viales de olor y disfrutar todos los componentes de la solución de limpieza de laboratorio. </li><li> Componentes sonicado en un baño de ultrasonidos y enjuague con agua destilada. </li><li> Limpie todos los componentes excepto válvulas de retención con etanol y acetona. Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio. </li><li> Componentes secos utilizando aire a presión y les calientan a 200 ° C durante 8 horas. </li><li> Limpie las válvulas de retención en el interior por el lavado con etanol y acetona usando una jeringa (considerar la dirección del flujo). Realice estos pasos bajo la campana de laboratorio usando gafas de laboratorio. Debido a la acetona ataca a las piezas de goma, inmediatamente las válvulas de retención en seco mediante el lavado con aire a presión. </li><li> Quite los olores residuales mediante un pulso de aire a través de las válvulas de retención durante varios días. Utilice una incubadora a 60 ° C y un aire de 1 segundo encendido / 1 segundo aire de régimen para esta etapa de limpieza. </li></ol&gt; </li></ol>

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Aunque el sistema Flywalk parece bastante sofisticada a primera vista, una vez puesto en marcha, es fácil de usar y produce resultados muy robustos. Para destacar la consistencia de los resultados obtenidos con el bioensayo se puede decir que los resultados representativos se muestran aquí se obtuvieron casi 2 años después de algunos de los resultados que se muestran en un estudio previo 29 con una configuración modificada usando un nuevo software de seguimiento y de la fuente de luz. Sin embargo, las re...

El objetivo primordial de cualquier investigación neuroethological es establecer una relación de causalidad entre los estados de actividad de neuronas individuales o circuitos neuronales y el comportamiento de un organismo. Para lograr este objetivo la actividad neuronal y el comportamiento debe ser monitoreado en condiciones de estímulo idénticas y estas condiciones de estímulo debería idealmente ser similares a los del sistema nervioso bajo escrutinio evolucionado para darle sentido. Particularmente cuando se trata de bioensayos de comportamiento, estos requisitos históricamente han demostrado ser muy exigente en Drosophila melanogaster neuroetología olfativo. Una vez liberado de la fuente, plumas olor rompen rápidamente en filamentos delgados con difusión turbulenta provocada por el movimiento del aire es el principal determinante de la distribución de olor 1. Como resultado, un insecto navegando hacia una fuente de olor experimenta estimulación intermitente con paquetes de olor intercalados con intervalos variables de aire limpio. Ambas cosascaminar y los insectos voladores - incluyendo Drosophila - se han demostrado para explotar este régimen estimulación intermitente para la navegación por el aumento en ceñida al encuentro penacho y predominantemente movimiento transversal del viento en la ausencia de olores 2 - 5. Considerando que los procedimientos de estimulación en experimentos fisiológicos imitar en gran medida los de un insecto puede experimentar en su entorno natural o bien proporcionando bocanadas individuales de olores intercalados con períodos prolongados de aire limpio o secuencias de estimulación dinámicos 6 - 11, muchos bioensayos de comportamiento utilizados en Drosophila neuroetología tales como ensayo TRAP , arenas en campo abierto o T-laberinto confían en olor-gradientes de 12 - 15. Sin embargo, debido a los gradientes de olor, por definición, son variables en la concentración dependiendo de la distancia desde la fuente de olor, un comportamiento particular no puede atribuirse a una concentración de olor precisa el uso de estos paradigmas. Además, la pendiente deun gradiente olor depende fundamentalmente de las propiedades fisicoquímicas de la sustancia odorífera. Un gradiente de un compuesto muy volátil será menos profunda que la creada por un compuesto menos volátil y por lo tanto también más difíciles de rastrear para un organismo basándose en la medición de diferencias de concentración en el espacio como el único medio de navegación 16 - 20, que puede conducir a una interpretación errónea de las preferencias olfativas particularmente en ensayos de elección. Este efecto también es muy perjudicial cuando se investiga el comportamiento hacia mezclas de olores, ya que conduce a diferentes relaciones de componentes de mezcla en cada punto en el espacio, por lo que una vez más se opone a una clara correlación entre la fisiología y el comportamiento. Mientras moscas del vinagre tienden a agregarse en la fermentación de la fruta, que son solitarias en su navegación hacia fuentes de alimento y sitios de oviposición. Sin embargo, en lugar de pruebas de los animales individuales muchos paradigmas conductuales utilizadas en Drosophila neuroethología examinar el comportamiento de olores guiada por cohortes de moscas y la atracción se anotó como la fracción de moscas que eligen el olor más de un estímulo de control. Estos experimentos de cohortes han contribuido en gran medida a la comprensión de neuroetología mosca y muchas de las observaciones formuladas por el uso de ellos podría ser confirmado en experimentos de una sola mosca. Sin embargo, se ha observado que las moscas pueden influir en cada decisión other&#39;s 21 y en casos extremos la evaluación de un olor puede pasar de la indiferencia a la evitación en función de la densidad de población 22. Además, los resultados de este tipo de experimentos proporcionan a menudo sólo el punto final de una secuencia de decisiones de comportamiento en lugar de observar lo que está haciendo la marcha mientras se está haciendo, lo que sería deseable cuando se intenta correlacionar el comportamiento con la actividad neuronal. Estos experimentos de cohortes en vez de baja resolución contrastan con alta resolución de los métodos de una sola mosca tales como arenas de vuelo atados y cintas de correr que permitenpara una observación directa de las respuestas de comportamiento en el momento del estímulo se presenta 20,23,24. Sin embargo, los experimentos de cohortes siguen siendo populares, porque son muy eficientes y proporcionan resultados sólidos, incluso a baja comparativamente tamaños de muestra, porque la variabilidad inter-individual y entre ensayos están parcialmente en promedio debido a la observación de las poblaciones durante períodos prolongados de tiempo. Mientras vuelo atado cinta de correr y probablemente proporcionan el estándar de oro en relación con la presentación del estímulo y la resolución temporal, las arenas utilizadas están diseñados para los animales individuales y por lo tanto es mucho tiempo para obtener el tamaño de muestra necesario para un análisis estadístico. Recientemente se han desarrollado varios otros enfoques que permiten una adquisición eficiente de los datos de comportamiento de alta resolución en combinación con un régimen de estímulo bien definido. Estos incluyen sin supervisión seguimiento 3D de múltiples moscas del vinagre en un túnel de viento en combinación con un modelo 3D preciso del olor penacho 5 </sup&gt;, el seguimiento de múltiples moscas individuales en cámaras elección suministradas con corrientes de aire de ambos lados 25 y el paradigma Flywalk 26. En Flywalk, 15 moscas individuales están situados en pequeños tubos de vidrio y monitoreados continuamente por una cámara aérea en condiciones de luz roja. Los olores se añaden a una corriente de aire continua de 20 cm / seg y se desplazan por los tubos de vidrio a una velocidad constante. La corriente de aire se humidifica pasándolo a través de botellas de 250 ml que contenían agua destilada (humidificadores) antes de entrar en el sistema de suministro de olor. Las posiciones flies&#39; se registran dentro de una región cuadrada de interés (ROI) que abarca la mayor parte de la longitud de los tubos de olor (pero excluyendo los bordes exteriores de los tubos (aproximadamente 5 mm en cada lado), donde las moscas no pueden moverse más hacia arriba o hacia a favor del viento) en la época de presentación de olor (Figura 1 A, B). Fly identidades se mantienen constantes por el sistema de seguimiento de turante el experimento sobre la base de sus Y-posiciones (es decir, sus límites de tubo de vidrio). Olor estimulación se consigue utilizando un dispositivo de estímulo multi-componente que permite la presentación de hasta 8 olores individuales y todas las mezclas posibles de los mismos 26,29 (Figura 1B). El curso de un experimento se controla por un ordenador que regula el sistema de suministro de olor y la recolección de la temperatura y la humedad información (ordenador 1, la Figura 1C). Este equipo también controla un datalogger (iniciar / detener la grabación) en un segundo equipo que rastrea continuamente las posiciones de la mosca a 20 fotogramas por segundo (ordenador 2). Vuela posiciones, estado de la válvula de olor (es decir, el tiempo-punto de apertura de la válvula), el olor de identificación, la temperatura y la humedad alrededor de los ciclos de estimulación olor se registran en el ordenador 2. De esta manera la información sobre el olor y volar posiciones están sincronizados y se exportan como .csv archivos que se pueden procesar más y analizados mediante rutinas de análisis personalizadas escrita. Porquetodo el sistema es controlado por ordenador, ninguna intervención humana es necesaria durante una sesión experimental.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Flywalk setup</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:207px;">details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">stimulus device</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LED cluster</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>details available upon request</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">HD Pro Webcam C920</td>
			<td style="width:325px;">Logitech, Lausanne, Switzerland</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2 Computers</td>
			<td style="width:325px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">Flywalk Reloaded v1.0 software</td>
			<td style="width:325px;">Electricidade Em P&#243; (electricidadeempo.net)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Labview 11.0 software</td>
			<td style="width:325px;">National Instruments, Austin, TX</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly food</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">Standard fly vials</td>
			<td style="width:325px;">Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Standard fly vials</td>
			<td style="width:325px;">Greiner bio-one GmbH, Frickenhausen, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">aspirator</td>
			<td style="width:325px;">Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">mineral oil</td>
			<td style="width:325px;">Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">odors</td>
			<td style="width:325px;">Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="18">
			<td height="18" style="height:18px;width:216px;">200 &#181;l PCR reaction tubes</td>
			<td style="width:325px;">Biozym Scientific GmbH, Oldendorf, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-resolution quantification of odor-guided behavior in drosophila melanogaster using the flywalk paradigm

En su ambiente natural, los insectos como la mosca del vinagre Drosophila melanogaster son bombardeados con una gran cantidad de olores químicamente distintas. Para complicar aún más las cosas, los olores detectados por el sistema nervioso de los insectos no suelen ser compuestos simples, pero las mezclas cuya composición y proporciones de concentración variar. Esto conduce a una cantidad casi infinita de diferentes estímulos olfativos que tienen que ser evaluada por el sistema nervioso. Para entender qué aspectos de un estímulo olor determinan su evaluación por parte de la marcha, por lo que es conveniente examinar de manera eficiente el comportamiento olor guiada hacia muchas sustancias odoríferas y mezclas de olores. Para correlacionar directamente el comportamiento a la actividad neuronal, la conducta debe ser cuantificado en un plazo de tiempo similar y bajo condiciones de estímulo idénticos como en experimentos neurofisiológicos. Sin embargo, muchos bioensayos olfativas que actualmente se utilizan en Drosophila neuroetología son bastante specializado ya sea hacia la eficiencia o hacia la resolución. Flywalk, un sistema de entrega olor y seguimiento automatizado, llena el vacío entre la eficiencia y la resolución. Permite la determinación de exactamente cuando un paquete olor estimula una mosca libremente caminar, y para determinar las del animal reacción de comportamiento dinámico.

Debido a que las moscas pueden distribuir libremente dentro de sus tubos de vidrio entre los pulsos de olor y viaja por el pulso de olor a través de los tubos de vidrio a una velocidad constante moscas encuentran el olor en diferentes momentos dependiendo de su posición x en el momento de la estimulación. Como resultado, los inicios de las trayectorias contra el viento evocadas por un pulso de 500 mseg de una atractiva 10 -3 dilución de acetato de etilo se retrasan en alrededor de 1 seg para las moscas en...

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High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

El Flywalk automatizado sistema de seguimiento se utiliza para la alta resolución de la cuantificación del comportamiento de olor guiada en Drosophila melanogaster.

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Uso de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

high-resolution-quantification-odor-guided-behavior-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

9.2K vistas.  Max Planck Institute for Chemical Ecology.  El Flywalk automatizado sistema de seguimiento se utiliza para la alta resolución de la cuantificación del comportamiento de olor guiada en Drosophila melanogaster. 

Video: High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

La grabación simultánea de señales de calcio en neuronas identificadas y comportamiento de alimentación de Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central nervous system (CNS). Although much is known about the molecular mechanisms that pattern the spinal cord and elicit neuronal differentiation1, 2, we lack a deep understanding of these early events at the level of cell behavior. It is thus critical to study the behavior of neural progenitors in real time as they undergo neurogenesis.
In the past, real-time imaging of early embryonic tissue has been limited by cell/tissue viability in culture as well as the phototoxic effects of fluorescent imaging. Here we present a novel assay for imaging such tissue for long periods of time, utilizing a novel ex vivo slice culture protocol and wide-field fluorescence microscopy (Fig. 1). This approach achieves long-term time-lapse monitoring of chick embryonic spinal cord progenitor cells with high spatial and temporal resolution.
This assay may be modified to image a range of embryonic tissues3, 4 In addition to the observation of cellular and sub-cellular behaviors, the development of novel and highly sensitive reporters for gene activity (for example, Notch signaling5) makes this assay a powerful tool with which to understand how signaling regulates cell behavior during embryonic development.

Imaging embryonic tissue in real-time is challenging over long periods of time. Here we present an assay for monitoring cellular and sub-cellular changes in chick spinal cord for long periods with high spatial and temporal resolution. This technique can be adapted for other regions of the nervous system and developing embryo.

Imágenes de alta resolución en vivo del comportamiento de las células en el desarrollo de neuroepitelio

The embryonic spinal cord consists of cycling neural progenitor cells that give rise to a large percentage of the neuronal and glial cells of the central ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensayo sencillo para cuantificación de Prevención Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

El alimentador de ensayo capilar para analizar el consumo de alimentos en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Cuantificación de la Drosophila Grooming Comportamiento

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Protein aggregation is a central feature of most neurodegenerative diseases, including Alzheimer&#39;s disease (AD), Parkinson&#39;s disease (PD), Huntington&#39;s disease (HD), and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Protein aggregates are closely associated with neuropathology in these diseases, although the exact mechanism by which aberrant protein aggregation disrupts normal cellular homeostasis is not known. Emerging data provide strong support for the hypothesis that pathogenic aggregates in AD, PD, HD, and ALS have many similarities to prions, which are protein-only infectious agents responsible for the transmissible spongiform encephalopathies. Prions self-replicate by templating the conversion of natively-folded versions of the same protein, causing spread of the aggregation phenotype. How prions and prion-like proteins in AD, PD, HD, and ALS move from one cell to another is currently an area of intense investigation. Here, a Drosophila melanogaster model that permits monitoring of prion-like, cell-to-cell transmission of mutant huntingtin (Htt) aggregates associated with HD is described. This model takes advantage of powerful tools for manipulating transgene expression in many different Drosophila tissues and utilizes a fluorescently-tagged cytoplasmic protein to directly report prion-like transfer of mutant Htt aggregates. Importantly, the approach we describe here can be used to identify novel genes and pathways that mediate spreading of protein aggregates between diverse cell types in vivo. Information gained from these studies will expand the limited understanding of the pathogenic mechanisms that underlie neurodegenerative diseases and reveal new opportunities for therapeutic intervention.

Monitoring Cell-to-cell Transmission of Prion-like Protein Aggregates in Drosophila Melanogaster

Accumulating evidence supports the idea that pathogenic protein aggregates associated with neurodegenerative diseases spread between cells with prion-like properties. Here, we describe a method that enables visualization of cell-to-cell spreading of prion-like aggregates in the model organism, Drosophila melanogaster.