The authors thank Mike Crickmore, Dragana Rogulja, and Michelle Frank for comments on the manuscript. Pavel Gorelik provided technical support for manufacturing the behavioral arenas. This work was conducted in Mike Crickmore's lab and is also supported by the Whitehall Foundation (Principal Investigator: Dragana Rogulja). S.X.Z. is a Stuart H.Q. and Victoria Quan Fellow at Harvard Medical School.

NOTA: Este protocolo describe la preparación (secciones 1 - 3), ejecución (Sección 4), y el análisis (Sección 4) de los ensayos de saciedad en 2-D. Luego, utilizando la estimulación dopaminérgica como ejemplo, la sección 5 muestra la forma de combinar la estimulación thermogenetic con los ensayos de saciedad 2-D para inducir hipersexualidad. Sección 6 describe 3 maneras de verificar los resultados de los ensayos de saciedad en 2-D. Por último, la sección 7 muestra cómo medir la recuperación de la unidad de apareamiento en las moscas macho. 1. La fabricación de 8 y 32 de la cámara de Arenas del Comportamiento NOTA: Cada escenario conductual consiste en varias capas de láminas de plástico cortadas con láser se mantienen unidas por tornillos hexagonales y tuercas de mariposa en cada una de las cuatro esquinas (Figura 1A). <ol><li> Fabricar las capas de la arena. Fabricar cada capa usando un cortador láser para cortar láminas de plástico acrílico a la forma apropiada (véase la figura 1B, 1C de los productos). NOTA: Muchos institutio investigaciónns tienen cortadoras láser en sus talleres de máquinas o espacios fabricante. Si la institución tiene acceso a un cortador láser, continúe con los siguientes pasos. Si no es así, a continuación, siga las instrucciones del paso 1.2 en su lugar. <ol><li> Para cada capa, abra el patrón de diseño en el software de la cortadora láser. NOTA: Los diseños se pueden encontrar en los archivos PDF con nombres correspondientes (por ejemplo, 8-Sala Arena - Capa 2 - Doors.pdf) en el material suplementario 1. Este archivo también contiene anotaciones para el tipo de plástico que se utiliza (por ejemplo, 1 / 8 pulgadas (es decir, 3,175 mm) acrílico transparente). El espesor exacto de cada capa no es crítico. El requisito principal es permitir a 0,12 pulgadas (3 mm) o más de espacio vertical libre en las cámaras. </li><li> Ajustar los ajustes del láser (energía, enfoque, etc.) para el tipo y grosor de plástico para ser utilizado. Coloque objetos de plástico en la cama cortador láser y ejecutar el cortador láser. NOTA: Esta configuración puede variar ampliamente basado en el láser cutteModelo R y la fuerza de su láser. Encuentra los ajustes adecuados en función de la experiencia pasada o al hacer cortes de prueba en el plástico de desecho. Los grabados profundos hexagonales se incluyen en el diseño al recreo las cabezas de los tornillos hexagonales. Esta característica permite una sola mano apriete de las tuercas de mariposa y permite a los escenarios para descansar plana sobre el banco (sin sobresalir cabezas de los tornillos). Sin embargo, haciendo grabados profundos es a menudo difícil de lograr, y requiere mucho tiempo, usando un cortador láser. Este paso es opcional y se puede omitir sin afectar los resultados de comportamiento. </li><li> Al cortar el marco de la puerta (Capa 2, Figura 1 A), también utilizar la configuración de láser adecuados para grabar los números de cámara incluye en el diseño (como en la Figura 1B, 1C). </li></ol></li><li> Hacer un pedido con un fabricante de corte por láser en línea. Cargar todos los archivos de diseño de PDF para la arena de 8 y / o 32 de cámara y especificar el tipo de material (por ejemplo, 1/8 de pulgada (es decir, 3,175 mm) CLEAr acrílico) sobre la base de las anotaciones en los archivos. Los resultados aparecerán como en las figuras 1B (arena de 8 cámaras) y 1C (arena de 32 cámaras). </li><li> Montar arenas utilizando cuatro tornillos de cabeza hexagonal y cuatro tuercas de mariposa para alinear y mantener unidas las capas de plástico (Figura 1A). Las arenas aparecerá como en la figura 1D, 1E (8-cámara) y la Figura 1F, 1G (32 cámaras). NOTA: La pared de alimentos (Capa 4 en la figura 1A) se utiliza sólo para ensayos de saciedad 2-D y se omite en arenas 32 de cámara, que se utilizan en ensayos de cortejo. </li></ol> 2. Preparación de Alimentos para 2-D saciedad Ensayo NOTA: Debido a un ensayo de saciedad 2-D se extiende por 4,5 h, la mosca de alimentos se utiliza en la arena para proporcionar la nutrición y el agua. Este protocolo utiliza, pero no se limita a, la harina de maíz-agar convencional vuela alimentos. <ol><li> Parcialmente montar el campo de la saciedad 2-D (8-cámara) con capas 3 - 6(véase la Figura 1A para asignaciones de capa) y apretarlo con tuercas de mariposa y tornillos hexagonales. </li><li> Coloque los alimentos frescos mosca en una botella limpia, apto para microondas. Añadir agua suficiente para cubrir la superficie inferior de la botella (Figura 2A). </li><li> comida de microondas a máxima potencia durante 30 - 45 s. Comprobar el progreso y remover cada 15 s hasta que se derrita (Figura 2B). ¡PRECAUCIÓN! Fly alguna olla fácilmente sobre. </li><li> Utilice una punta de pipeta embotado de 1.000 l (Figura 2C) para transferir lentamente ~ 1 ml derritió los alimentos en cada cámara (Figura 2D). </li><li> Permita que los alimentos se vuelvan a solidificar a 4 ° C durante ~ 10 minutos (Figura 2E) antes de ensamblar completamente la arena (Figura 2F). </li><li> Utilice la arena completado para experimentos (véase la Sección 4) o se almacena a 4 ° C. </li><li> Almacenar la comida sobrante a 4 ° C y la reutilización. </li></ol> 3. Preparación Vírgenes Las hembras de la Conducta Ensayos NOTA: 2-D ensayos de saciedad utilizan un gran número de moscas hembras vírgenes (~ 120 - 160 para un campo de comportamiento completo) que son difíciles de recoger usando métodos estándar. En esta sección se describe un enfoque alternativo utilizando el transgén hs-HID en el cromosoma Y 28, que ha sido utilizado con éxito en ensayos de cortejo 25, 29. La acción usada para generar hembras vírgenes de ojos blancos tiene el genotipo w1118 (X) / hs-HID (Y); + / +; + / + (Bloomington código RS 24638). <ol><li> Flip vuela en una nueva botella una vez 20 - 50% de las pupas han eclosed (véase la Figura 3A, por ejemplo) y hay suficientes machos (5 - 10) para propagar los valores. </li><li> Choque térmico de la botella original en un baño de agua caliente 37 ° C durante 1 h para activar suficientemente hs-HID para matar a los machos (Figura 3B). Después del choque térmico, solamente las hembras eclose de estas botellas y así permanecerán hasta que la virgenensayos. NOTA: Asegúrese de que se calientan de manera uniforme todos los lados de la botella (véase la figura 3A para la línea de agua). Prolongar este tiempo para un máximo de 2 horas 1 hora si no es suficiente para practicar la eutanasia a todos los varones. </li><li> Aislar hembras colectadas durante al menos 3 d antes de los experimentos para asegurarse de que son lo suficientemente mayor como para ser sexualmente receptivas 25, 29. NOTA: los machos para el cromosoma Y menos de vez en cuando surgen de esta población. Estos machos tienen ojos en blanco y no se ven afectados por el choque térmico, ya que no contienen el transgén hs-HID. No pueden producir esperma y por lo tanto no puede disminuir la receptividad en las hembras 30, 31. </li></ol> 4. Realización y anotando 2-D saciedad Ensayos NOTA: Es importante controlar la edad del macho vuela como los cambios de unidad de acoplamiento con la edad. Este protocolo utiliza los machos que son 3 - 4 días de edad 25 </sup&gt;. <ol><li> Ajustar la incubadora a la temperatura deseada (por ejemplo, 23 ° C para el estándar, los experimentos de RT) y humedad (&gt; 30%). Para las incubadoras sin control de la humedad, dejando un vaso de agua en la incubadora es suficiente. </li><li> Colocar una arena ensayo de saciedad 2-D en la incubadora durante ~ 30 min para equilibrar la temperatura y para evitar la condensación en las cámaras durante el curso del experimento. Las puertas giratorias deben estar en la posición abierta. </li><li> Utilice un aspirador para aspirar mosca 32 15 - 20 hembras vírgenes en cada cámara de la arena (Figura 4). NOTA: Es importante que las hembras y los machos no se anestesian en el mismo día como el ensayo. En nuestra experiencia, si lo hace puede afectar la receptividad femenina y el comportamiento de apareamiento masculino. </li><li> Aspirar 1 macho en cada cámara. </li><li> Coloque la arena cargada en la incubadora bajo una videocámara de consumo normal (Figura 5) y el cine durante 4,5 h. </li><li> Puntuación vídeos observando cuando cada mosca macho empieza y termina cada apareamiento (es decir, la cópula). Este paso puede llevar mucho tiempo al principio. Con la práctica, se puede marcar los vídeos a velocidad de 5x o superior. NOTA: Como moscas se aparean para ~ 20 min a ~ 23 ° C (más corta duración a temperaturas más altas) 29, uno puede leerlo a través de la primera 15 min de cada acoplamiento. </li><li> Tras registrar todos los tiempos de apareamiento, sumar el número de apareamientos para cada mosca (ver resultados representativos). </li><li> Utilice el código proporcionado para generar una ethogram. Ver material suplementario 2 para el código, instrucciones y datos de ejemplo. </li><li> Utilice CO2 o temperatura fría para anestesiar las moscas antes de retirarlas. </li></ol> 5. El uso de la manipulación thermogenetic para revertir la saciedad en 2-D saciedad Ensayos NOTA: Este protocolo pruebas si la estimulación thermogenetic de una población neuronal definida puede superar la sensación de saciedad. El Fli experimentales expresar el canal catiónico sensible al calor TRPA1 en poblaciones definidas de neuronas (UAS-TRPA1). Los pasos siguientes se aplican a la estimulación de las neuronas dopaminérgicas (TH-Gal4), que se ha demostrado para promover la unidad de acoplamiento 25. Estos pasos se pueden utilizar en conjunción con otros conductores neuronales para descubrir otras poblaciones que promueven la unidad de acoplamiento. <ol><li> Para inducir comportamientos de acoplamiento thermogenetically en las moscas saciadas, aumentar la temperatura de la incubadora (por ejemplo, de 23 ° C a 28,5 ° C) después de completar un experimento 4,5 h plena saciedad 2-D. </li><li> Después de la incubadora alcanza la temperatura deseada, continuar la estimulación de calor y la puntuación de los apareamientos (es decir. Cópulas) de los machos durante 1 h (ver resultados representativos). NOTA: La temperatura y la duración de la estimulación puede variar en función del genotipo por lo que es necesario solucionar las condiciones óptimas que evitan que la sobreestimulación de las neuronas y seguir produciendo una robufenotipo st. </li></ol> 6. El uso de cortejo y la locomoción para Verificar Saciedad NOTA: En esta sección se describen 3 métodos opcionales que se pueden utilizar para verificar los resultados de los ensayos de saciedad en 2-D. Ellos no son necesarios para cada ensayo. <ol><li> Utilizar ensayos de cortejo para verificar la saciedad. <ol><li> Aspirar un macho y una hembra virgen en cada una de las 32 cámaras en una arena de cortejo. </li><li> Filmar las moscas de ~ 20 min utilizando una videocámara de consumo normal. </li><li> Puntuación del índice de cortejo (CI) para cuantificar el cortejo 25; esta es la fracción de tiempo de la realización de comportamiento de cortejo (canto, siguiente, etc.) y el apareamiento (es decir, la copulación) sobre una ventana de 5 min. Esta ventana se inicia desde la primera instancia del comportamiento de cortejo. Si una mosca macho no se inicia el cortejo en el primero 15 min, su CI es 0. Naïve WT moscas deben mostrar un CI mayor de 0.9, mientras que una mosca completamente saciado debe tener un CI bElow 0.2. Otras medidas de cortejo también pueden ser considerados 23, 33. </li></ol></li><li> Anotando el cortejo en ensayos de saciedad 2-D <ol><li> Puntuación de la cantidad de tiempo que una mosca macho gasta cortejo, durante un período de tiempo de un ensayo de saciedad 2-D (por ejemplo, la primera h). El cortejo se define como el macho de realizar cualquier etapa del ritual (cantando, siguiendo, etc.). A diferencia de en la Sección 6.1.3, este paso no incluye el tiempo de apareamiento el macho pasa. </li><li> Dividir el tiempo de cortejo anterior por el tiempo total que el macho no se aparea (es decir, no copular) en el mismo período de tiempo. Por ejemplo, si una mosca macho tribunales para 15 min y compañeros durante 20 minutos sobre la primera h, la proporción es de 15 min / (60 min - 20 min) = 0,375. La relación se muestra como &quot;Fracción de tiempo en el cortejo nonmating&quot; en resultados representativos. </li></ol></li><li> Usando el ensayo de locomoción para evaluar agotamiento <ol><li> Parcialmente montar el 32-Arena de cámara con todas las partes, pero la hoja de contraste. </li><li> Aspirar una mosca macho (no hay moscas hembras) en cada una de las 32 cámaras en una arena de cortejo. </li><li> Filmar las moscas de ~ 10 min utilizando una videocámara de consumo normal. </li><li> Realizar un seguimiento de las moscas con el plugin MTrack2 en ImageJ (http://valelab.ucsf.edu/~nstuurman/ijplugins/MTrack2.html). </li></ol></li></ol> 7. Recuperación de acoplamiento de unidad después de 2-D saciedad Ensayo <ol><li> Realizar un ensayo de saciedad 2-D como se describe en la Sección 4, pero aspirar el macho despega al final del ensayo. </li><li> Aislar las moscas macho a 23 ° C para el número deseado de días. </li><li> Realizar un ensayo de saciedad 2-D con los machos recuperados y anotar sus apareamientos (es decir, cópulas) por tan sólo 1 hora (ver resultados representativos). </li></ol>

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	<li>Sturtevant, A. H., Bridges, C. B., Morgan, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+spatial+relations+of+genes.">The spatial relations of genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 5 (5), 168-173 (1919).</li><li>Campos-Ortega, J. A., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Embryonic Development of Drosophila melanogaster. , (1985).</li><li>Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systems+Approaches+to+Biological+Rhythms+in+Drosophila.">Systems Approaches to Biological Rhythms in Drosophila.</a> Methods in Enzymology. 393, 61-185 (2005).</li><li>Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rho+GTPases+in+neuronal+morphogenesis.">Rho GTPases in neuronal morphogenesis.</a> Nature reviews. Neuroscience. 1 (3), 173-180 (2000).</li><li>Schmucker, D., Clemens, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Dscam+Is+an+Axon+Guidance+Receptor+Exhibiting+Extraordinary+Molecular+Diversity.">Drosophila Dscam Is an Axon Guidance Receptor Exhibiting Extraordinary Molecular Diversity.</a> Cell. 101 (6), 671-684 (2000).</li><li>Jan, Y. N., Jan, L. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HLH+proteins,+fly+neurogenesis,+and+vertebrate+myogenesis.">HLH proteins, fly neurogenesis, and vertebrate myogenesis.</a> Cell. 75 (5), 827-830 (1993).</li><li>Stockinger, P., Kvitsiani, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+circuitry+that+governs+Drosophila+male+courtship+behavior.">Neural circuitry that governs Drosophila male courtship behavior.</a> Cell. 121 (5), 795-807 (2005).</li><li>Yu, J. Y., Kanai, M. I., Demir, E., Jefferis, G. S. X. E., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+Organization+of+the+Neural+Circuit+that+Drives+Drosophila+Courtship+Behavior.">Cellular Organization of the Neural Circuit that Drives Drosophila Courtship Behavior.</a> Current biology. 20 (18), 1602-1614 (2010).</li><li>Zhou, C., Pan, Y., Robinett, C. C., Meissner, G. W., Baker, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+Brain+Neurons+Expressing+doublesex+Regulate+Female+Receptivity+in+Drosophila.">Central Brain Neurons Expressing doublesex Regulate Female Receptivity in Drosophila.</a> Neuron. 83 (1), 149-163 (2014).</li><li>Rideout, E. J., Dornan, A. J., Neville, M. C., Eadie, S., Goodwin, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+sexual+differentiation+and+behavior+by+the+doublesex+gene+in+Drosophila+melanogaster.">Control of sexual differentiation and behavior by the doublesex gene in Drosophila melanogaster.</a> Nature neuroscience. 13 (4), 458-466 (2010).</li><li>Manoli, D. S., Foss, M., Villella, A., Taylor, B. J., Hall, J. C., Baker, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Male-specific+fruitless+specifies+the+neural+substrates+of+Drosophila+courtship+behaviour.">Male-specific fruitless specifies the neural substrates of Drosophila courtship behaviour.</a> Nature. 436 (7049), 395-400 (2005).</li><li>Kimura, K. I., Ote, M., Tazawa, T., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fruitless+specifies+sexually+dimorphic+neural+circuitry+in+the+Drosophila+brain.">Fruitless specifies sexually dimorphic neural circuitry in the Drosophila brain.</a> Nature. 438 (7065), 229-233 (2005).</li><li>Cachero, S., Ostrovsky, A. D., Yu, J. Y., Dickson, B. J., Jefferis, G. S. X. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+the+fly+brain.">Sexual dimorphism in the fly brain.</a> Current biology. 20 (18), 1589-1601 (2010).</li><li>Clowney, E. J., Iguchi, S., Bussell, J. J., Scheer, E., Ruta, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multimodal+Chemosensory+Circuits+Controlling+Male+Courtship+in+Drosophila.">Multimodal Chemosensory Circuits Controlling Male Courtship in Drosophila.</a> Neuron. 87 (5), 1036-1049 (2015).</li><li>Kallman, B. R., Kim, H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitation+and+inhibition+onto+central+courtship+neurons+biases+Drosophila+mate+choice.">Excitation and inhibition onto central courtship neurons biases Drosophila mate choice.</a> eLife. 4, e11188 (2015).</li><li>von Philipsborn, A. C., Liu, T., Yu, J. Y., Masser, C., Bidaye, S. S., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+control+of+Drosophila+courtship+song.">Neuronal control of Drosophila courtship song.</a> Neuron. 69 (3), 509-522 (2011).</li><li>Zhou, C., Franconville, R., Vaughan, A. G., Robinett, C. C., Jayaraman, V., Baker, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+neural+circuitry+mediating+courtship+song+perception+in+male+Drosophila.">Central neural circuitry mediating courtship song perception in male Drosophila.</a> eLife. 4, e08477 (2015).</li><li>Kohatsu, S., Koganezawa, M., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Female+contact+activates+male-specific+interneurons+that+trigger+stereotypic+courtship+behavior+in+Drosophila.">Female contact activates male-specific interneurons that trigger stereotypic courtship behavior in Drosophila.</a> Neuron. 69 (3), 498-508 (2011).</li><li>Kohatsu, S., Yamamoto, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visually+induced+initiation+of+Drosophila+innate+courtship-like+following+pursuit+is+mediated+by+central+excitatory+state.">Visually induced initiation of Drosophila innate courtship-like following pursuit is mediated by central excitatory state.</a> Nature Communications. 6, 6457 (2015).</li><li>Fan, P., Manoli, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+neural+mechanisms+that+inhibit+Drosophila+from+mating+with+other+species.">Genetic and neural mechanisms that inhibit Drosophila from mating with other species.</a> Cell. 154 (1), 89-102 (2013).</li><li>Kurtovic, A., Widmer, A., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+class+of+olfactory+neurons+mediates+behavioural+responses+to+a+Drosophila+sex+pheromone.">A single class of olfactory neurons mediates behavioural responses to a Drosophila sex pheromone.</a> Nature. 446 (7135), 542-546 (2007).</li><li>Ejima, A., Smith, B. P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generalization+of+Courtship+Learning+in+Drosophila+Is+Mediated+by+cis-Vaccenyl+Acetate.">Generalization of Courtship Learning in Drosophila Is Mediated by cis-Vaccenyl Acetate.</a> Current Biology. 17, 599-605 (2007).</li><li>Keleman, K., Vrontou, E., Kr&#252;ttner, S., Yu, J. Y., Kurtovic-Kozaric, A., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopamine+neurons+modulate+pheromone+responses+in+Drosophila+courtship+learning.">Dopamine neurons modulate pheromone responses in Drosophila courtship learning.</a> Nature. 489 (7414), 145-149 (2012).</li><li>Pan, Y., Baker, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+Identification+and+Separation+of+Innate+and+Experience-Dependent+Courtship+Behaviors+in+Drosophila.">Genetic Identification and Separation of Innate and Experience-Dependent Courtship Behaviors in Drosophila.</a> Cell. 156 (1-2), 236-248 (2014).</li><li>Zhang, S. X., Rogulja, D., Crickmore, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dopaminergic+Circuitry+Underlying+Mating+Drive.">Dopaminergic Circuitry Underlying Mating Drive.</a> Neuron. 91 (1), 168-181 (2016).</li><li>Bowers, M. B., Van Woert, M., Davis, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+behavior+during+L-dopa+treatment+for+Parkinsonism.">Sexual behavior during L-dopa treatment for Parkinsonism.</a> The American journal of psychiatry. 127 (12), 1691-1693 (1971).</li><li>Sacks, O. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Awakenings. , (1999).</li><li>Dietzl, G., Chen, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila.">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).</li><li>Crickmore, M. A., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Opposing+dopaminergic+and+GABAergic+neurons+control+the+duration+and+persistence+of+copulation+in+Drosophila.">Opposing dopaminergic and GABAergic neurons control the duration and persistence of copulation in Drosophila.</a> Cell. 155 (4), 881-893 (2013).</li><li>Peng, J., Chen, S., Busser, S., Liu, H., Honegger, T., Kubli, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gradual+Release+of+Sperm+Bound+Sex-Peptide+Controls+Female+Postmating+Behavior+in+Drosophila.">Gradual Release of Sperm Bound Sex-Peptide Controls Female Postmating Behavior in Drosophila.</a> Current biology. 15 (3), 207-213 (2005).</li><li>Yapici, N., Kim, Y. J., Ribeiro, C., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+receptor+that+mediates+the+post-mating+switch+in+Drosophila+reproductive+behaviour.">A receptor that mediates the post-mating switch in Drosophila reproductive behaviour.</a> Nature. 451 (7174), 33-37 (2008).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Sensillum+Recordings+in+the+Insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36 (36), 1-5 (2010).</li><li>Cook, R., Cook, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Attractiveness+to+males+of+female+Drosophila+melanogaster:+effects+of+mating,+age+and+diet.">The Attractiveness to males of female Drosophila melanogaster: effects of mating, age and diet.</a> Animal behaviour. 23, 521-526 (1975).</li><li>Toates, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Motivational Systems (Problems in the Behavioural Sciences). , (1986).</li><li>Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mating+of+a+fly.">The mating of a fly.</a> Science. 264 (5166), 1702-1714 (1994).</li><li>Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+and+manipulating+neural+circuits+in+the+fly+brain.">Mapping and manipulating neural circuits in the fly brain.</a> Advances in genetics. 65 (9), 79-143 (2009).</li><li>Venken, K. J. T., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+Manipulation+of+Genes+and+Cells+in+the+Nervous+System+of+the+Fruit.">Genetic Manipulation of Genes and Cells in the Nervous System of the Fruit.</a> Neuron. 72 (2), 202-230 (2011).</li><li>Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations.">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li><li>Bellen, H. J., Levis, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+BDGP+gene+disruption+project:+single+transposon+insertions+associated+with+40%+of+Drosophila+genes.">The BDGP gene disruption project: single transposon insertions associated with 40% of Drosophila genes.</a> Genetics. 167 (2), 761-781 (2004).</li><li>Spradling, A. C., Stern, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Berkeley+Drosophila+Genome+Project+gene+disruption+project:+Single+P-element+insertions+mutating+25%+of+vital+Drosophila+genes.">The Berkeley Drosophila Genome Project gene disruption project: Single P-element insertions mutating 25% of vital Drosophila genes.</a> Genetics. 153 (1), 135-177 (1999).</li><li>Parks, A. L., Cook, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+generation+of+high-resolution+deletion+coverage+of+the+Drosophila+melanogaster+genome.">Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome.</a> Nature genetics. 36 (3), 288-292 (2004).</li><li>Matthews, K. A., Kaufman, T. C., Gelbart, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Research+resources+for+Drosophila:+the+expanding+universe.">Research resources for Drosophila: the expanding universe.</a> Nature reviews. Genetics. 6 (3), 179-193 (2005).</li><li>Ni, J. Q., Liu, L. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Drosophila+resource+of+transgenic+RNAi+lines+for+neurogenetics.">A Drosophila resource of transgenic RNAi lines for neurogenetics.</a> Genetics. 182 (4), 1089-1100 (2009).</li><li>Ni, J. Q., Zhou, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-scale+shRNA+resource+for+transgenic+RNAi+in+Drosophila.">A genome-scale shRNA resource for transgenic RNAi in Drosophila.</a> Nature. 8 (5), 405-407 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Estados motivacionales pueden ser saciados, mantienen, y se recuperaron 34. Presentamos un ensayo de saciedad 2-D de forma rápida y robusta que mide todos estos aspectos de apareamiento unidad en la marcha. Este ensayo se abre la posibilidad de utilizar manipulaciones genéticas mosca avanzada para estudiar los componentes moleculares y de circuito de un comportamiento motivado. El ensayo de saciedad se basa en la capacidad del varón a la corte con éxito y copular,...

El trabajo en Drosophila ha proporcionado la penetración profunda y pionera en muchos fenómenos biológicos, incluyendo la naturaleza del gen 1, los principios del desarrollo embrionario 2, 3 ritmos circadianos, y el desarrollo y el cableado del sistema nervioso 4, 5, 6. La motivación sigue siendo mucho menos conocido que estos fenómenos, tal vez debido a las limitaciones de los sistemas que se han estudiado hasta el momento. La motivación en la mosca se estudia principalmente en el contexto de hambre, que presenta muchos retos debido a su extremadamente pequeña ingesta de alimentos por combate alimentación y exoesqueleto que impide signos manifiestos de la deposición de grasa. En consecuencia, hay una necesidad de ampliar los sistemas utilizados para estudiar la motivación en la marcha. Se describe un marco de comportamiento para el estudio de la unidad de acoplamiento enDrosophila. Este sistema se aprovecha de las herramientas neurogenéticas en la mosca, así como la accesibilidad 7, 8, 9, 10, 11, 12 y la conectoma putativo de su circuito de dimorfismo sexual 8, 13. Además, gran parte de la innata 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21 y aprendimos 22, 23, 24 circuitos sensorio-motor que controla el cortejo se ha trabajado de manera detallada, proporcionando una oportunidad únicapara localizar el nodo de circuito exacta sobre la que incide la motivación. Recientemente hemos informado de que, en la marcha, al igual que en los seres humanos, los niveles de dopamina son fundamentales para la unidad de acoplamiento 25, 26, 27. Hemos tenido acceso a la genética a nivel de circuito molecular- y detallada productora de dopamina y la recepción de las neuronas en la marcha, lo que facilita los análisis pertinentes de este fenómeno conservada usando los ensayos que aquí describimos 25. Añadimos a los ensayos de comportamiento en Zhang et al. 25 una nueva arena de comportamiento plana que permite la creación de vídeo, lo que llamamos un ensayo de saciedad de 2 dimensiones (2-D), una mejora importante sobre los métodos anteriores. En consecuencia, el nuevo ensayo es más escalable y cuantificable, y por tanto más adecuado para pantallas genéticas de los genes y las neuronas implicadas en la motivación. Utilizamos este nuevo ensayo, junto con ensayos de cortejo y neurogemanipulaciones néticas, para demostrar cómo medir y alterar la unidad de acoplamiento de la marcha.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1195">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1/16 inch clear acrylic</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td style="width:119px;">8589K12</td>
			<td style="width:743px;">Used to make arenas; see Supplemental Material 1 for designs.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1/8 inch clear acrylic</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td>8589K42</td>
			<td>Used to make arenas; see Supplemental Material 1 for designs.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3/16 inch clear acrylic</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td>8560K219</td>
			<td>Used to make arenas; see Supplemental Material 1 for designs.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1/32 inch black delrin</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td>8575K132</td>
			<td>Used to make arenas; see Supplemental Material 1 for designs.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hex screws, 1 inch long (50x)</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td>92314A115&#160;</td>
			<td>Used to make arenas. Can be replaced by 3/4 inch screws (92314A113, McMaster-Carr) for 32-chamber arenas.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Thumb nuts (25x)</td>
			<td style="width:119px;">McMaster-Carr</td>
			<td>92741A100</td>
			<td>Used to make arenas. Can be replaced by regular hex nuts (90480A005, McMaster-Carr).</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Camcorder</td>
			<td style="width:119px;">Canon</td>
			<td>Vixia HF R700</td>
			<td>Can be replaced by any consumer comcorder.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measuring and altering mating drive in male drosophila melanogaster

A pesar de décadas de investigación, las bases neuronales y moleculares de los estados motivacionales siguen siendo un misterio. Recientemente hemos desarrollado una novela, reduccionista, y un sistema escalable para la investigación en profundidad de la motivación de utilizar la unidad de acoplamiento macho de Drosophila melanogaster (Drosophila), los métodos para los que detallamos aquí. El paradigma de comportamiento se centra en el descubrimiento de que la unidad de apareamiento masculino disminuye junto con la fertilidad a lo largo de cópulas repetidas y recupera más de ~ 3 d. En este sistema, las herramientas neurogenéticas potentes disponibles en la mosca convergen con la accesibilidad genética y diagrama de cableado putativo disponible para el comportamiento sexual. Esta convergencia permite un rápido aislamiento e interrogatorio de pequeñas poblaciones neuronales con funciones específicas de motivación. A continuación detallamos el diseño y ejecución del ensayo de saciedad que se utiliza para medir la motivación y alterar el cortejo en la mosca macho. Usando estoensayo, también demostramos que la unidad de apareamiento masculino baja puede ser superada mediante la estimulación de las neuronas dopaminérgicas. El ensayo de saciedad es simple, asequible y robusta a las influencias de los antecedentes genéticos. Esperamos que el ensayo de saciedad para generar muchos nuevos conocimientos sobre la neurobiología de los estados motivacionales.

Para la caracterización de la unidad de apareamiento de Drosophila, 3 días de edad, WT Cantón-S machos se probaron en un ensayo de saciedad 2-D. En el transcurso del ensayo (4,5 h), los machos se aparean un promedio de 4,8 ± 0,3 (media ± error estándar de la media, SEM) veces. Apareamientos inician sobre todo en las primeras 2 h (78%) (Figura 6A, 6B) y se vuelven menos frecuentes a medida que avanza el ensayo (Figura 6A, 6B). Esta disminuc...

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Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

En este artículo se describe un ensayo de comportamiento que utiliza la unidad de apareamiento masculino en Drosophila melanogaste R a estudiar la motivación. Usando este método, los investigadores pueden utilizar técnicas de neurogenéticas mosca avanzada para descubrir los mecanismos genéticos, moleculares y celulares que subyacen a esta motivación.

La medición y la modificación de acoplamiento de unidad en Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

measuring-and-altering-mating-drive-in-male-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

11.0K vistas.  Boston Children’s Hospital.  En este artículo se describe un ensayo de comportamiento que utiliza la unidad de apareamiento masculino en Drosophila melanogaste R a estudiar la motivación. Usando este método, los investigadores pueden utilizar técnicas de neurogenéticas mosca avanzada para descubrir los mecanismos genéticos, moleculares y celulares que subyacen a esta motivación. 

Video: Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

El marcaje de células individuales en el Sistema Nervioso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensayo sencillo para cuantificación de Prevención Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Teñido Insectos de la Conducta ensayos: el comportamiento de apareamiento de anestesiada<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Las larvas

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

El alimentador de ensayo capilar para analizar el consumo de alimentos en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...