Este trabajo fue apoyado por becas de investigación a JWW del Instituto Nacional de Salud (R01DK092640) y la Fundación Nacional de Ciencia (0.920.668).

1. Fly Collection y el hambre <ol><li> Posterior a las moscas experimentales bajo condiciones de temperatura y humedad controladas (por ejemplo, 21 ° C, humedad relativa 50-60%) en un 12 hr luz / oscuridad ciclo. </li><li> Recoger las moscas hembra en el día de la eclosión y colocarlos, junto con 4-5 machos, en nuevos frascos de comida (máximo 30 por vial). Edad vuela 2-5 días. </li><li> Preparar las cámaras de hambre mosca. <ol><li> Empuje un único tejido (4,8 x 8,4 pulgadas) hasta el fondo de un frasco de plástico vacía. Completamente empape el tejido con agua destilada. Utilice un objeto para empujar hacia abajo en el tejido y apretar suavemente el exceso de agua. </li><li> Invierta el frasco para desechar el exceso de agua. Debe haber suficiente agua para mantener las moscas hidratados y la cámara de la inanición húmeda, pero no lo suficiente como para ahogar a las moscas. </li></ol></li><li> Transfiera las moscas del frasco de comida en una cámara de la inanición y conecte el vial sobre 18-24 horas antes de que comience el experimento. Guarde elviales bajo condiciones de temperatura y humedad controladas durante la noche hasta el experimento comienza el día siguiente. </li></ol> 2. Preparación del olor del alimento <ol><li> Preparar una solución de agarosa al 1% mediante la adición de 0,1 g de agarosa de baja temperatura de fusión a 10 ml de agua destilada en un matraz de vidrio. Calentar la solución de agarosa en el microondas justo hasta que comience a hervir, pero mucho antes de que hierva de nuevo. <ol><li> Detener el microondas y agitar el frasco una vez. Repita este paso dos veces más hasta que la agarosa se haya disuelto completamente. Mantenga la solución de agarosa en estado líquido, manteniendo el frasco caliente sobre una placa caliente a 50 ° C. </li></ol></li><li> Añadir 990 l de la solución de agarosa al 1% y 10 l de vinagre de sidra de manzana a un tubo Eppendorf de 1,5 ml para obtener una solución de vinagre de sidra de manzana 1%. Vortex la solución hasta que se mezcle y coloque en una incubadora de baño seco ajustado a 50 ° C. </li></ol> 3. Sala de pruebas y configuración Cámara Comportamiento <ol><li&gt; Establecer la sala de pruebas a las condiciones deseadas (por ejemplo, temperatura y humedad). </li><li> Encienda el panel de LED (660 nm). </li><li> Enjuague las cribas y placas de ensayo con agua caliente y calentar en un horno de secado hasta que toda la humedad se haya evaporado. Enfriar los tamices y los platos a la temperatura ambiente antes de la prueba los experimentos iniciales. </li><li> Coloque un plato poco profundo en la parte superior de la placa difusora y llenarlo con agua para aumentar la humedad local y para enmascarar el agua de la gota de agarosa. </li><li> Colocar los tamices en el plato de agua. </li></ol> 4. Vuela Cargando en las placas de ensayo Diagramas con las especificaciones de las placas de prueba se pueden encontrar en la sección Archivos Suplementarios. La placa de la prueba está hecha de acrílico transparente y consta de 6 escenarios de prueba. Un sencillo control deslizante contiene cámaras de retención que permiten la carga de la mosca, la contención temporal, y la liberación simultánea de 6 moscas en sus respectivas cámaras enel inicio del experimento. Cruz filar grabadas en el centro de cada escenario en la placa indican dónde odorantes deben pipetearse. <ol><li> Inserte los controles deslizantes en la placa de pruebas de acrílico. </li><li> Deslice suavemente el aspirador en el vial más allá del tapón de algodón y permiten unos 6 moscas a pie hasta el aspirator.it es fundamental para ser lo más suave posible en el manejo de ellos. Uno puede tomar ventaja de la conducta mosca fototácticas para inducir moscas a arrastrarse hacia el aspirador al señalar la apertura vial hacia una fuente de luz tenue. Si es necesario, también se puede aplicar una suave succión para aspirar aproximadamente 6 moscas hembras. </li><li> Inserte la punta del aspirador en el primer agujero de la placa de la prueba. Permitir una sola mosca pase a la celda de detención y suavemente avanzar el cursor hacia adelante para cargar una mosca en el siguiente hoyo. Continúe hasta moscas ocupan los 6 celdas de detención de la placa. </li><li> Pipetear 5 l de solución de agarosa de sidra de manzana vinagre 1% directamente sobre el centro de la CRoss-pelos en la cara interior de la placa de la prueba. </li></ol> 5. Colocación de la placa de pruebas <ol><li> Para centrar la plancha de prueba, abra el archivo llamado &quot;Posicionamiento Tool.vi.&quot; &quot;LabVIEW VI para la herramienta de posicionamiento. vi se pueden encontrar en la sección Archivos Suplementarios. Ejecute el archivo haciendo clic en la flecha blanca en la esquina superior izquierda de la pantalla. </li><li> Coloque la placa de prueba en la parte superior del tamiz de manera que la abertura Arena enfrenta el piso de tamiz y el objetivo es el olor en el techo de la placa. Alinear el punto de mira grabadas en parte posterior de la plancha de prueba con la mira en la pantalla del monitor. </li><li> Cuando la alineación se ha completado, abortar la ejecución haciendo clic en el punto rojo situado cerca de la esquina superior izquierda de la pantalla. </li></ol> 6. Registre el Fly Posición durante el experimento <ol><li> Para realizar un seguimiento y registrar las coordenadas de la marcha durante cada ensayo de búsqueda de alimentos, abra el archivo de software de adquisición &quot;Fly seguimiento -. Seis Zones.vi &quot;LabVIEW VIs para&quot; Tracking Fly - Seis Zones.vi &quot;se pueden encontrar en la sección Archivos Suplementarios Ejecute el archivo haciendo clic en la flecha blanca en la esquina superior izquierda de la pantalla. . </li><li> Asigne un nombre al archivo y haga clic en &quot;Aceptar&quot;. </li><li> Avanzar en los controles deslizantes en las cámaras de prueba para liberar las moscas en las arenas de prueba. Tenga cuidado de no mover las cámaras de prueba, ya que esto dará lugar a la alineación incorrecta con coordenadas de software de análisis. </li><li> Haga clic en &quot;Start&quot; (comienza la grabación) y asegúrese de que la única fuente de luz en la cámara de pruebas es el panel LED de 660 nm. </li><li> Una vez finalizada la prueba, retire el tamiz y la cámara de comportamiento. Levante la placa de la prueba del tamiz y retire las moscas al sumergir la placa de hielo. Limpie suavemente la placa con agua caliente y eliminar los residuos de agarosa. Colocar las placas de ensayo en un horno de secado para eliminar la humedad. </li><li> Ventilar la zona de pruebas mediante la activación de un small ventilador durante aproximadamente 2 min. Apague el ventilador y cargar el siguiente grupo de moscas en la placa de la prueba siguiente. </li></ol> 7. Análisis de datos mediante software por pedido &quot;Análisis de Datos para Fly seguimiento en seis zonas&quot; se puede encontrar en la sección Archivos Suplementarios. Durante la adquisición de datos, la posición de la mosca individuo registros de software de adquisición de coordenadas de cada punto en un archivo de texto en tiempo. Una cámara digital único situado por encima de las placas de prueba adquiere imágenes a una velocidad de 0,5 Hz. El programa de software de análisis de &quot;Análisis de datos para Fly Tracking-seis zonas&quot; extrae la información de ese archivo de texto que a) calcular la velocidad media, b) determinar el punto de tiempo en el que una mosca se encuentra con éxito la fuente de olor, y c) crear ventanas gráficas que permitirá al usuario ver: la ubicación, la distancia de la mosca vuela desde la fuente de olor con el tiempo y la velocidad media mosca con el tiempo. También da formato a los datos para facilitar la exportación en un spreprograma adsheet. En esta macro, la búsqueda de latencia alimentaria se define como el punto en el tiempo que vuela pasar por lo menos 5 segundos dentro de un radio de 5 mm del centro de la arena. <ol><li> Abra el archivo de software de análisis de &quot;Análisis de datos para el seguimiento de la mosca - seis zonas&quot;. Bajo la pestaña &quot;Windows&quot;, haga clic en &quot;Crear nueva tabla.&quot; Repita este paso hasta que se hayan creado seis mesas. </li><li> Bajo la pestaña &quot;Macros&quot;, haga clic en &quot;Foodfinding.&quot; Un Panel principal debería aparecer con las siguientes opciones: Open Data Archivo sin formato para el diseño, Open Data Archivo sin formato de archivo de datos; Fly Location; Distancia, velocidad, diseño, FormatDataFile. </li><li> Para ver los datos en bruto sin anexar valores a un archivo de texto, haga clic en &quot;Abrir archivo de datos sin procesar para el diseño.&quot; Busque y seleccione el archivo de datos experimental en la ventana del navegador que aparece. Haga clic en &quot;Abrir&quot;. </li><li> Haga clic en &quot;Fly Location&quot; para ver la ubicación de cada marcha en cada uno de los seis escenarios (seis parcelas XY representan cada mosca &#39;s posición con el tiempo debería aparecer en la pantalla). </li><li> Haga clic en &quot;Distance&quot; para ver la distancia de cada mosca de la fuente de olor (seis parcelas que representan la distancia a la mosca de la fuente de olor con el tiempo deben aparecer en la pantalla). La línea horizontal en y = 5 mm indica el umbral a partir del cual se considera que la marcha que se encuentra en el origen de los alimentos. </li><li> Haga clic en &quot;Speed&quot; para ver la velocidad media de cada mosca durante el ensayo (seis parcelas que representan la velocidad de la marcha con el tiempo deben aparecer en la pantalla). </li><li> Haga clic en &quot;Formato&quot; para visualizar una presentación con todas las moscas ubicación, distancia, velocidad y gráficos, además de la velocidad media (durante los primeros 50 segundos) y la latencia de encontrar la fuente de olor para cada vuelo (Figura 1). Para ver correctamente el diseño, puede ser necesario ajustar los márgenes. Para hacer esto, primero haga clic en la ventana de diseño. Bajo la pestaña &quot;Archivo&quot;, haga clic en &quot;Configuración de página para el diseño.&quot; Cambiar los márgenes de0.2 pulgadas y haga clic en &quot;Aceptar&quot;. Inmediatamente a la izquierda de cada parcela lugar es una pequeña mesa con los títulos &quot;Speed&quot; y &quot;latencia&quot;. Los valores introducidos en cada epígrafe indican la velocidad media en mm / seg y la latencia de la búsqueda de alimentos en cuestión de segundos. Entradas en blanco bajo Latencia indican la marcha no pudo localizar la fuente del olor. Búsqueda latencia alimentaria se define como el punto de tiempo en el que las moscas pasaron al menos 5 segundos dentro de un radio de 5 mm desde el centro de la cámara. </li><li> Para imprimir una presentación, haga clic en el área de disposición (layout actualizaciones de archivo actual). Haga clic en &quot;Archivo&quot; y luego haga clic en &quot;Diseño de impresión&quot;. </li><li> Para ver el siguiente archivo, simplemente haga clic en &quot;Abrir archivo de datos sin procesar para el diseño.&quot; Haga clic en el siguiente archivo de datos brutos que desea ver y haga clic en &quot;Aceptar&quot;. Haga clic en la ventana de diseño para actualizar la ventana con el nuevo archivo de datos. </li><li> Los ajustes se pueden guardar en un archivo de experimento para su uso posterior. </li></ol> 8. Exportar datos deEl software de análisis de datos a una hoja de cálculo <ol><li> Para exportar datos de velocidad y latencia para cada archivo, haga clic en &quot;Open Data Archivo sin formato de archivo de datos.&quot; Seleccione un archivo de datos experimentales y haga clic en &quot;Abrir&quot;. Aparecerá una nueva ventana del navegador. </li><li> En la nueva ventana del explorador, haga clic en &quot;Nuevo&quot; y luego haga clic en &quot;Documento de texto&quot;. Nombre del nuevo documento de texto. Seleccione el archivo de texto recién nombrado y haga clic en &quot;Abrir&quot;. Esto almacena los datos del archivo de datos brutos en el archivo de texto. </li><li> Para exportar datos desde otro archivo, haga clic en &quot;Abrir archivo de datos brutos para archivo de datos.&quot; Haga clic en otro archivo y haga clic en &quot;Abrir&quot;. Seleccione el archivo de texto del paso 8.2). Continúe este proceso para los archivos de datos restantes que desea exportar. </li><li> Una vez que todos los archivos de datos deseados se han añadido al archivo de texto, haga clic en &quot;Formato de archivo de datos.&quot; Seleccione el documento de texto se utiliza para almacenar los datos de los pasos anteriores y haga clic en &quot;Open&quot; (un nuevo window se abrirá de forma automática). </li><li> Cree un nuevo documento de texto en la ventana, asigne un nombre al archivo y haga clic en &quot;Guardar&quot;. Esto crea un archivo de texto que contiene el nombre del archivo, la velocidad media, y la latencia para cada vuelan y se pueden importar en un programa de hoja de cálculo. </li><li> Parcelas acumulativas se construyen a partir de datos sobre el número total de moscas alcanzar el objetivo olor del alimento como función del tiempo (Figura 3). </li><li> Los conjuntos de datos experimentales se analizan para la significación estadística utilizando una prueba z para proporciones. </li></ol>

<ol>
	<li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The hungry fly : a physiological study of the behavior associated with feeding. , (1976).</li><li>Root, C. M., Ko, K. I., Jafari, A., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+facilitation+by+neuropeptide+signaling+mediates+odor-driven+food+search.">Presynaptic facilitation by neuropeptide signaling mediates odor-driven food search.</a> Cell. 145, 133-144 (2011).</li><li>Root, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+presynaptic+gain+control+mechanism+fine-tunes+olfactory+behavior.">A presynaptic gain control mechanism fine-tunes olfactory behavior.</a> Neuron. 59, 311-321 (2008).</li><li>Semmelhack, J. L., Wang, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Select+Drosophila+glomeruli+mediate+innate+olfactory+attraction+and+aversion.">Select Drosophila glomeruli mediate innate olfactory attraction and aversion.</a> Nature. 459, 218-223 (2009).</li><li>Faucher, C., Forstreuter, M., Hilker, M., de Bruyne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+responses+of+Drosophila+to+biogenic+levels+of+carbon+dioxide+depend+on+life-stage,+sex+and+olfactory+context.">Behavioral responses of Drosophila to biogenic levels of carbon dioxide depend on life-stage, sex and olfactory context.</a> J. Exp. Biol. 209, 2739-2748 (2006).</li><li>Quinn, W. G., Harris, W. A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditioned+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Conditioned behavior in Drosophila melanogaster.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 71, 708-712 (1974).</li><li>Fishilevich, E., Domingos, A. I., Asahina, K., Naef, F., Vosshall, L. B., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+behavior+mediated+by+single+larval+olfactory+neurons+in+Drosophila.">Chemotaxis behavior mediated by single larval olfactory neurons in Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 2086-2096 (2005).</li><li>Venken, K. J., Simpson, J. H., Bellen, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulation of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Hamada, F. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+internal+thermal+sensor+controlling+temperature+preference+in+Drosophila.">An internal thermal sensor controlling temperature preference in Drosophila.</a> Nature. 454, 217-220 (2008).</li><li>Kitamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+modification+of+behavior+in+Drosophila+by+targeted+expression+of+a+temperature-sensitive+shibire+allele+in+defined+neurons.">Conditional modification of behavior in Drosophila by targeted expression of a temperature-sensitive shibire allele in defined neurons.</a> J. Neurobiol. 47, 81-92 (2001).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14, 341-351 (1995).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development. 118, 401-415 (1993).</li></ol>

Los autores declaran no tener ningún interés financiero en competencia.

En este protocolo, se describe un procedimiento paso a paso para el ensayo de comportamiento de búsqueda de alimento. Además de los olores relacionados con los alimentos, también se puede adaptar para el estudio de la capacidad de la mosca para localizar otros objetos de olor. Por ejemplo, se puede aplicar hacia el estudio de la yerba comportamiento localización en las moscas macho 3 Hay varias consideraciones adicionales para este protocolo que vamos a hablar aquí con respecto a este procedimiento.: </p...

Estados de promover el hambre dos tipos de comportamientos del apetito: búsqueda de alimentos y consumo de alimentos 1. Este ensayo de comportamiento simple es útil para el estudio de los comportamientos asociados con la búsqueda de alimento quimiotácticos 2,3. En concreto, hace un seguimiento de la posición marcha, la velocidad al caminar y la latencia para localizar un blanco de olor de los alimentos. Latencia de hallazgo de alimentos sirve como métrica para medir los cambios en la sensibilidad del sistema de detección de olor de la mosca aguas abajo de los cambios en su estado de apetencia interna. Una versión manual de este ensayo se utilizó previamente para mostrar la señalización del receptor de GABA-B es importante para el comportamiento de olor localización en moscas adultas 3. La actual versión automatizada de la prueba fue fundamental en el estudio de cómo corto neuropéptido F (sNPF) Señalización remodela el mapa olfativa en Drosophila y las influencias apetitiva comportamientos 2. La prueba se realiza en una habitación oscura, temperatura y humedad controladas. Digitalcámaras de vídeo que figuran por encima de las placas de prueba de acrílico claras seguimiento moscas retroiluminada por 660 nm de la iluminación LED. Información de la cámara es procesada en tiempo real por un ordenador colocado junto a la zona de pruebas. Utilizamos el software de adquisición de datos para registrar y guardar las coordenadas de las posiciones de la mosca durante el periodo de prueba. En este paradigma, el sujeto se libera en una arena que contiene un olor del alimento en el centro; el objeto olor crea un olor gradiente de alimentos dentro de la arena que induce el comportamiento de búsqueda de comida en la mosca. Un protocolo similar de búsqueda de olores se ha aplicado hacia el estudio de chemosensation en solo larvas de Drosophila 7. Mientras que otros ensayos de comportamiento como el de cuatro campos olfatómetro 4,5 o el t-laberinto 6 evalúan olor de aversión o atracción comportamientos, este paradigma es el más adecuado para evaluar la sensibilidad y la quimiotaxis comportamientos olfativas. Varias ventajas clave acompañan esta assaY. En primer lugar, permite la adquisición rápida de grandes conjuntos de datos, debido a la recolección y análisis de datos son en su mayoría automatizado. En segundo lugar, este ensayo aísla y mide el comportamiento de las moscas individuales, eliminando así las señales sociales olfativos que pueden influir en su comportamiento. En tercer lugar, la sencillez del protocolo y el diseño experimental sencillo hacer el ensayo eficaz y fácil de enseñar a otros. Además, este ensayo puede ser utilizada para explorar aún más circuitos neurales que subyacen el comportamiento de búsqueda de alimentos mediante la combinación con la caja de herramientas genética extensa disposición de Drosophila melanogaster 8. Expresión dirigida de transgenes que el silencio o excitar las neuronas se pueden lograr con herramientas como el sistema GAL4-UAS, así como la ts1 UAS-shibire, UAS-tétanos-toxina, y UAS-TRPA1 (B) transgenes 9-12.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company </td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Apple Cider Vinegar</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td></td>
			<td>commercially available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose, Type VII</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A0701</td>
			<td>low gelling temperature agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acrylic Testing Plate</td>
			<td></td>
			<td>custom</td>
			<td>Plate contains 6 arenas. Each arena is 60 mm in diameter 6 mm in height. See testing plate diagrams for specific measurements.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW V.8.5</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>776670-09</td>
			<td>platform for programs: PositioningTool.vi, FlyTracking--Six Zones.vi NOTE: &#34;elapsed time.vi&#34;, &#34;time into file.vi&#34;, and &#34;two object detect.vi&#34; are included subroutines that must be available in order for the main data acquisition program &#34;FlyTracking--Six zones.vi&#34; to run.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Acquisition Software 8.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW Vision Builder AI 3.5</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Igor Pro V.6</td>
			<td>Wavemetric, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>platform for macro: Data Analysis for Fly Tracking--Six Zones</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Basler scA1390-17fm</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>779980-01</td>
			<td>Digital Camera NOTE: driver for camera available at Baslerweb.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8 mm lens</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>780024-01</td>
			<td>Lens for Basler Digital Camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Glass Diffuser Plate</td>
			<td>Edmund Optics</td>
			<td>custom</td>
			<td>Diffuses light, 25 cm x 30 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>US Std. No. 100</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>04-881X</td>
			<td>Sieve with nominal opening of 150 &#956;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED backlight 660 nm (20 cm x 20 cm)</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td>BL47192</td>
			<td>a simpler but more expensive lighting option.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Supply for LED Backlight</td>
			<td>Spectra West</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lighting Option 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>660 nm LEDs</td>
			<td>Superbrightleds</td>
			<td>RL5R1330</td>
			<td>Wavelength 660 nm (approximately 7 x 7 LED array for a 14.7 inch x 9.75 inch panel)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear DC Power Supply</td>
			<td>GW Instek</td>
			<td>GPS-1830D</td>
			<td>Power supply for LED Panel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Solderless Breadboard</td>
			<td>Digikey</td>
			<td>922354-ND</td>
			<td>Breadboard for LEDs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a single-fly assay for foraging behavior in drosophila

Para muchos animales, el hambre promueve cambios en el sistema olfativo de una manera que facilita la búsqueda de las fuentes de alimentos apropiados. En este artículo de vídeo, se describe un ensayo automatizado para medir el efecto del hambre o la saciedad en el comportamiento de búsqueda de comida dependiente olfativo en la mosca adulta fruta Drosophila melanogaster. En una caja hermética a la luz iluminada por la luz roja que es invisible para moscas de la fruta, una cámara vinculada al software de adquisición de datos personalizadas controla la posición de las seis moscas simultáneamente. Se limita Cada mosca caminar en arenas individuales que contienen un olor de comida en el centro. Las arenas de prueba descansan sobre un suelo poroso que sirve para evitar la acumulación de olores. Latencia para localizar la fuente de olor, una medida que refleja la sensibilidad olfativa en diferentes estados fisiológicos, se determina mediante análisis de software. Aquí, vamos a discutir la mecánica críticos de la gestión de este paradigma conductual y cubrimos cuestiones específicas relativas a loadi moscang, la contaminación de olores, la temperatura de ensayo, la calidad de los datos, y el análisis estadístico.

El software de análisis de datos y el diseño, un ejemplo de que se puede ver en la Figura 1, se utilizan para evaluar el rendimiento de cada mosca durante su prueba de 10 min de acuerdo con un conjunto de criterios de análisis. Los siguientes criterios se utilizan para determinar si los datos de cada una mosca se utilizarán para el análisis de datos y están diseñados para eliminar esas moscas que son incapaces de realizar la tarea de búsqueda de los alimentos debido a una lesión, enfermedad, es...

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A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

En este artículo de vídeo, se describe un ensayo automatizado para medir el efecto del hambre o la saciedad en el comportamiento de búsqueda de comida dependiente olfativo en la mosca adulta fruta Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

a-single-fly-assay-for-foraging-behavior-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

13.1K vistas.  University of California-San Diego.  En este artículo de vídeo, se describe un ensayo automatizado para medir el efecto del hambre o la saciedad en el comportamiento de búsqueda de comida dependiente olfativo en la mosca adulta fruta Drosophila melanogaster. 

Video: A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Un procedimiento para el implante Cámara Espinal para Longitudinal<em&gt; En Vivo</em&gt; Imágenes de la médula espinal de ratón

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Teñido Insectos de la Conducta ensayos: el comportamiento de apareamiento de anestesiada<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Las larvas

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Cuantificación de la Drosophila Grooming Comportamiento

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other neurological diseases at an increasing speed. However, little is known about the molecular mechanisms that underlie these disorders. The genetic, molecular, and behavioral toolbox of Drosophila melanogaster makes this model organism particularly useful to characterize new disease genes and mechanisms in a high-throughput manner. Nevertheless, high-throughput screens require efficient and reliable assays that, ideally, are cost-effective and allow for the automatized quantification of traits relevant to these disorders. The island assay is a cost-effective and easily set-up method to evaluate Drosophila locomotor behavior. In this assay, flies are thrown onto a platform from a fixed height. This induces an innate motor response that enables the flies to escape from the platform within seconds. At present, quantitative analyses of filmed island assays are done manually, which is a laborious undertaking, particularly when performing large screens.
This manuscript describes the &#34;Drosophila Island Assay&#34; and &#34;Island Assay Analysis&#34; algorithms for&#160;high-throughput, automated data processing and quantification of island assay data. In the setup, a simple webcam connected to a laptop collects an image series of the platform while the assay is performed. The &#34;Drosophila Island Assay&#34; algorithm developed for the open-source software Fiji processes these image series and quantifies, for each experimental condition, the number of flies on the platform over time. The &#34;Island Assay Analysis&#34; script, compatible with the free software R, was developed to automatically process the obtained data and to calculate whether treatments/genotypes are statistically different. This greatly improves the efficiency of the island assay and makes it a powerful readout for basic locomotion and flight behavior. It can thus be applied to large screens investigating fly locomotor ability, Drosophila models of movement disorders, and drug efficacy.

High-throughput Analysis of Locomotor Behavior in the Drosophila Island Assay

The island assay is a relatively new, cost-effective assay that can be used to evaluate the basic locomotor behavior of Drosophila melanogaster. This manuscript describes algorithms for automatic data processing and objective quantification of island assay data, making this assay a sensitive, high-throughput readout for large genetic or pharmacological screens.

Análisis de alto rendimiento del comportamiento Locomotor en el ensayo de la isla de Drosophila

Advances in next-generation sequencing technologies contribute to the identification of (candidate) disease genes for movement disorders and other ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Seguimiento de comportamiento larvario de Drosophila en respuesta a la estimulación de la Optogenetic de las neuronas olfatorias

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.