Los autores desean agradecer Keith Tarpley de la EPA oficina de equipo de investigación y desarrollo-Research Triangle Park (RTP-ORD) gráfica y los medios de comunicación para el desarrollo, grabación y edición de video instructivo. También nos gustaría dar las gracias a Deborah Pritchett de ProteinSimple para mantener conversaciones útiles con respecto a la optimización de nuestros datos de. Guynn JM fue apoyado por el Instituto de Oak Ridge para la ciencia y el programa de Educación de la investigación y la participación en la Agencia de protección ambiental de nosotros.

Nota: Asegúrese de que todos los reactivos y las muestras se preparan de acuerdo con el fabricante &#39; protocolo de s, se indica a continuación. Por favor, use equipo de protección personal apropiado durante este procedimiento, que incluye guantes de nitrilo, bata de laboratorio, zapatos cerrados y gafas de seguridad. Una tabla de materiales, reactivos y equipo necesario se suministra por separado. Concentración de proteína de las muestras debe determinarse previamente mediante metodologías establecidas que son compatibles con el lisado buffer utilizado, como el ensayo de Bradford 11.
 1. preparación de muestras y reactivos del paquete estándar como suministrado por el fabricante de <ol><li>para preparar la solución de trabajo de 400 mM de Ditiotreitol (DTT), añadir agua desionizada μl 40 para el tubo transparente que contiene la stock suministrado por el fabricante. Es importante evitar la introducción de burbujas a la solución al mezclar la solución con lentos y suaves pipeteo.</li>
	<li>Añadir 20 μl 10 X tampón y 20 μl de la solución preparada 400 mM TDT rosa tubo que contiene 5 fluorescente X master mix (véase la Tabla de materiales). 
	Nota: El Master Mix (MM) es sellada por el fabricante con una cubierta de aluminio y debe ser traspasado por una punta de pipeta. Mezcla suavemente transfiriendo lento para evitar salpicaduras de TDT en la pipeta.</li>
	<li>a continuación, añadir agua desionizada μl 16, suministra de 2 μl de 10 X tampón de muestra y 2 μl de la solución TDT preparado 400 mM blanco biotinilado escalera tubo suministrado por el fabricante. Mezclar suavemente y transferir a un tubo de 0.6 mL para desnaturalización.</li>
	<li>Preparar 0.1 x tampón diluyendo el suministrado 10 X solución 1: 100 con agua. Preparar suficiente 0.1 x tampón para diluir todas las muestras de.</li>
	<li>Calcular la cantidad de buffer de muestra x 0.1 que es agregado a una muestra, que dependerá de la concentración final deseada de la proteína total. Mezclar 1 parte 5 x fluorescente MM con 4 partes de muestra para conseguir la concentración final deseada diluida.
	<ol><li>Calcular volúmenes como sigue: (i) volumen 5 x fluorescente MM = (concentración de proteína final deseada) / 5; (ii) volumen de stock de proteína = (concentración de proteína final deseado x volumen Total necesario) / proteína accionario concentración; (iii) volumen 0.1 x buffer de la muestra = volumen Total - 5 x volumen m - proteína stock volumen.</li>
	</ol></li></ol> 2. Desnaturalización de las muestras y la escala <ol><li>lugar preparado muestras y escalera biotinilado en un bloque de calor de 95 ° C por 5 min los tubos Vortex inmediatamente después de la incubación, ejecutar un giro de ~ 5 s en un lugar de hielo y centrífuga de mesa 
	Nota: Algunas proteínas pueden exigir más condiciones de desnaturalización (p. ej., 70 o C durante 10 min) para evitar la agregación de la proteína y mejorar la migración en la matriz capilar. Considerar esta opción si hay manchas pesadas en los más altos pesos moleculares (ver video por ejemplo).</li>
</ol> 3. Preparación de anticuerpos <ol><li>según lo determinado por la optimización (véase Resultados de representante y video), preparar el deseado añadir de anticuerpo primario (p. ej., 1:50, 1: 100) de los anticuerpos suministrados Diluyente 2. 
	Nota: Los anticuerpos se utilizan generalmente en concentraciones más altas para inmunoensayo basado en el tubo capilar que por borrar occidental tradicional. El anticuerpo secundario suministrado está listo para usar sin dilución.</li>
</ol> 4. Preparación de Luminol-S y peróxido de <ol><li>preparar una mezcla de 1:1 de luminol-S y peróxido de.</li>
	<li>Vortex para mezclar y almacenar en hielo. 
	Nota: Es importante que esta mezcla se prepara fresca para cada ensayo experimental. mezcla total 250ul se necesita para ejecutar un plato completo.</li>
</ol> 5. Preparación de la placa de ensayo <ol><li>como se muestra en la figura 1, cargar las muestras y los reactivos preparados anteriormente en la placa de ensayo. Ver instrucciones detalladas a continuación para cada fila. Para minimizar la evaporación de los pozos, asegúrese que la tapa de la placa se sustituye entre adiciones de reactivo.</li>
	<li>En fila A, pipeta de 5 μl de escalera biotinilado en A1 bien. Para la fila restante, pipeta preparado muestras (5 μl) en los pocillos A2-A25. 
	Nota: Es imperativo que el A1 siempre contiene escalera, como el primer capilar en el cartucho está optimizado para ejecutar esta norma.</li>
	<li>En fila B, pipetee 10 μl de anticuerpo diluyente 2 en cada pocillo (B1-B25).</li>
	<li>En la fila C, pipetee 10 μl de anticuerpo diluyente 2 en pozo C1. En la fila restante C pozos, pipetee 10 μl de anticuerpo primario (pozos C2-C25).</li>
	<li>En la fila D, pipetee 10 μl de estreptavidina-HRP en D1 bien. En la fila restante D pozos, pipetee 10 μl de anticuerpo secundario (pozos D2-D25).</li>
	<li>En fila E, pipetee 10 μl de la mezcla recién preparada de peróxido de luminol en cada pocillo (E1-E25).</li>
	<li>Por último, Añadir 500 μl de tampón de lavado por compartimiento a cada una de las filas del top 3 de los pozos de búfer. 
	Nota: Es importante minimizar la formación de burbujas pipeteando suavemente y no expulsando el volumen final de la punta como burbujas pueden interferir con el tubo capilar carga y ejecutar.</li>
	<li>Una vez que se cargan todos los pozos, centrifugar la placa a ~ 1000 x g durante 5 min a temperatura ambiente para eliminar las burbujas y el líquido esté en el fondo de los pozos. Pop burbujas visibles con una pequeña pipeta o aguja limpia (p. ej., estéril de calibre 25 &#34; top rep &#34; aguja).</li>
</ol> <img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55911/55911fig1.jpg" /> figura 1 . Plantilla de pipeteado para la placa de ensayo. Código de colores representa correctamente reactivos y las muestras (total hasta 24) añadidas a la placa de ensayo. Añadir biotinilado escalera a (naranja), bien A1 preparado muestras de pozos A2 hasta A25 (azul claro), anticuerpo 2 diluyente en los pocillos B1-B25 y C1 (verde claro), anticuerpo primario en los pocillos C2 hasta C25 (azul), estreptavidina-HRP a bien D1 (rosa oscuro), anticuerpo secundario para pozos D2 hasta D25 (verde oscuro) y la mezcla de peróxido de luminol en los pocillos E1 hasta E25 (morado). Tampón de lavado se añade a las primeras tres filas de la placa media grande pozos (azul oscuro). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911fig1large.jpg" target="_blank"> haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
 6. a partir del instrumento capilar inmunoensayo <ol><li>Asegúrese de encienden el instrumento y el equipo que lo acompaña. No tiempo de calentamiento es necesario.</li>
	<li>Abra el software de instrumentación en la computadora. En primer lugar, seleccione la &#34; ensayo &#34; ficha a la derecha de la ventana y &#34; nuevo ensayo &#34; bajo la &#34; menú Archivo &#34; a la izquierda. Seleccionar el tamaño, rango de tamaño (p. ej., 12-230 kDa) y cartucho de tipo (p. ej., tubo capilar 25) que fue utilizado para el ensayo particular. 
	Nota: Una entrada también de mayo ensayo los parámetros, incluyendo la concentración de proteína, el tipo de anticuerpo y dilución, si lo desea, pero éstos no están obligados a iniciar el análisis.</li>
	<li>Abrir la puerta en el instrumento presionando el botón en la parte superior del panel naranja.</li>
	<li>Cuidadosamente Desembale el cartucho capilar. Sin tocar los tubos capilares de vidrio, coloque el cartucho en el soporte del cartucho. Verificar asientos de cartucho mediante la observación de la luz interior cambia de naranja a azul.</li>
	<li>Sujetan firmemente sobre el Banco y retire cuidadosamente el sello de la evaporación de la parte inferior de la placa. Pop burbujas en estos pozos de matriz de separación con un smtodos los punta de la pipeta o aguja limpia (p. ej., estéril de calibre 25 &#34; top rep &#34; aguja).</li>
	<li>Coloque la placa de ensayo en el sostenedor de la placa, asegurando que esté completamente colocado y cierre la puerta instrumento.</li>
	<li>Haga clic en la &#34; Inicio &#34; en botón software. 
	Nota: Si no aparece ningún botón de inicio, la conexión con el instrumento se ha perdido. Elegir el instrumento en el menú superior izquierdo, luego conecte. Debe aparecer una ventana emergente con el número de serie del instrumento; Seleccione esta opción, a continuación, haga clic en conectar. El botón de inicio debería aparecer ahora.</li>
	<li>Cuando el plazo termine, deseche la placa. Quite el cartucho y coloque en un contenedor de objetos punzantes para su eliminación, junto con cualquier agujas que pueden haber sido usados para burbujas de pop. Deja el poder en para evitar problemas de conexión si se utiliza regularmente el instrumento (p. ej., al menos semanalmente).</li>
</ol> 7. Análisis de experimento <ol><li>antes del análisis, garantizar que se realizan los siguientes controles de calidad.
	<ol><li>Estándares fluorescentes verificar seleccionando la &#34; Mostrar normas &#34; icono. Verificar que las normas están correctamente identificadas en la &#34; vista gráfico &#34; ficha. Si son incorrectas, ir a la &#34; sola vista &#34; icono, haga clic en el pico correcto y seleccione &#34; estándar de fuerza &#34;, o haga clic en el pico incorrecta y seleccione &#34; no un estándar &#34;. Realizar esta comprobación para cada tubo capilar nuevo.</li>
		<li>Verificar biotinilado escalera haciendo clic en el &#34; muestras de &#34; y &#34; vista solo &#34; los iconos. Seleccione la escalera en la ficha del experimento. Si un pico es incorrectamente, haga clic derecho sobre él en &#34; vista gráfico &#34; y seleccione &#34; pico de quitar &#34;. 
		Nota: por ejemplo, la escalera biotinilado utilizada para el kit de kDa 12-230 debe mostrar 12, 40, 66, 116, 180 y 230 kDa picos de tamaño. Si no se realiza este paso, el tamaño de los picos muestra incorrectamente se calculará, producir falsos resultados.</li>
		<li>Ver y analizar los picos de la muestra. Obtener datos de la tabla de picos, como peso molecular, área de pico, altura máxima y señal a ruido (S/N), según sea necesario para los cálculos experimentales.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Bradley, H. L., Sabnis, H., Pritchett, D., Bunting, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Hematopoietic stem cell protocols. 1185, (2014).</li><li>Guo, L., Eldridge, S., Furniss, M., Mussio, J., Davis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+Human+Induced+Pluripotent+Stem+Cell-Derived+Cardiomyocytes+(hiPSC-CMs)+to+Monitor+Compound+Effects+on+Cardiac+Myocyte+Signaling+Pathways.">Use of Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes (hiPSC-CMs) to Monitor Compound Effects on Cardiac Myocyte Signaling Pathways.</a> Curr Protoc Chem Biol. 7 (3), 141-185 (2015).</li><li>Chen, J. 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Los autores declaran que no tienen intereses financieros que compiten. Este manuscrito ha sido revisado por la salud nacional y el laboratorio de investigación de efectos ambientales y aprobado para su publicación. El contenido no refleja necesariamente las opiniones de la EPA ni mención de nombres comerciales o productos comerciales constituye aprobación ni recomendación para su uso.

Durante décadas, ha habido interés sostenido en el desarrollo de métodos de inmunoanálisis basados en electroforesis capilar debido a baja muestra y reactivo de gasto, disminuido de procesamiento tiempo comparado con los métodos tradicionales y alta compatibilidad automatizar el procedimiento4,15. Hay un número de diferentes protocolos para la separación de las proteínas que han utilizado los capilares, como polímero electroforético, electrocinético, tamizado y métodos isoeléctricos, que aislar proteínas de diferentes propiedades (respectivamente, carga electrostática, equilibrio de partición, tamizado de propiedades de la matriz de separación y pH)16. Aquí, describimos un método de electroforesis capilar basados en anticuerpos (o inmunoensayo), utilizando un polímero tamizado separación, que ha sido automatizado y comercialmente adoptado3. Las ventajas de este sistema incluyen facilidad de uso y operación, reactivos estandarizados y disponibles en el mercado y mediciones fiables y sensibles que requieren menos reactivo y las muestras en comparación con ensayos de proteínas tradicionales como la western blot inmunoensayo ligado a enzimas y otros formatos de3,4,5. Se ha observado en las evaluaciones previas de esta tecnología que la gama del tamaño de la proteína que puede ser evaluada ha sido limitada por la separación disponible matriz4, ofertas sin embargo recientes han ampliado la gama de valores medibles de 2 a kDa 44017 . Además, algunos buffers lisados son conocidos por ser incompatible con el ensayo18, por lo tanto selección de los reactivos experimentales usados debe considerarse previamente.
Una ventaja importante de un procedimiento automatizado con componentes disponibles en el mercado es la consistencia de resultados a través de métodos estandarizados y reactivos. Esto minimiza las posibilidades de fracaso de ensayo mediante la automatización de pasos críticos en el procedimiento. Sin embargo, es importante tener en cuenta que ciertas prácticas deben respetarse durante el protocolo para minimizar los problemas con el inmunoensayo basadas en electroforesis capilar. En primer lugar, es crítico que la mezcla de luminol-S/peróxido se prepara fresco e inmediatamente antes de placa de carga. Constante tiempo resultará en luminiscencia constante después de agrega el agente oxidante, que dará como resultado mediciones constantes para un ensayo determinado anticuerpo después de ensayo. Además, es importante que se utilicen reactivos no caducados, que afecta sobre todo a la potencia del agente oxidante. Además, es importante que el orden de carga de muestras, anticuerpos y otros reactivos estrictamente seguida (ver figura 1). Cualquier reactivo pipetea fuera de lugar resultará en fracaso de ensayo y una carrera desperdiciada.
Además de estos pasos críticos, temas primarias experimentadas con la técnica generalmente pueden ser superados mediante optimización. De hecho, estas condiciones son específicas para cada combinación de sistema anticuerpos de modelo y por lo tanto deben determinarse empíricamente para cada nuevo ensayo. En este artículo, nos centramos en tres procedimientos comunes de optimización: tiempo de exposición, valoración lisado y dilución del anticuerpo primario. Depende de la capacidad para generar resultados medibles en el análisis de un tiempo de exposición cuando el sustrato del luminol no es ser rápidamente agotado, como resultado de agotamiento de sustrato en pérdida de señal. Valoración lisado determina el rango dinámico lineal de cada ensayo, que puede variar con diferentes modelo de los sistemas, así como diversos anticuerpos, incluso para el mismo objetivo de proteína. Las diluciones de anticuerpo elegidas en o cerca de concentraciones de saturación garantizar cambios en la señal no será afectados por la escasez de anticuerpos libres, pero sólo por diferentes cantidad de proteína disponible objetivo del epítopo. Otras consideraciones durante el proceso de optimización pueden incluir tiempo de incubación del anticuerpo y apilamiento/carga de la muestra. En la mayoría de los casos la configuración por defecto para el instrumento ofrece el mejor equilibrio entre sensibilidad y resolución. Sin embargo, en algunos casos, mala resolución o sensibilidad puede mejorarse mediante el ajuste de estos parámetros.
Métodos de inmunoensayo basadas en electroforesis capilar ofrecen las mediciones de proteína rápida, eficiente y reproducible. Mientras que estos métodos se han utilizado principalmente en entornos de investigación y desarrollo, la coherencia de estas tecnologías tiene utilidad potencial en usos clínicos y regulatorios. Por ejemplo, la identificación de subpoblaciones sensibles a tóxicos medioambientales o en pacientes con progresión de la enfermedad puede basarse en proteínas biomarcadores medidos en matrices de acceso, tales como sangre, orina y saliva. Como reactivo y caída de los costos de operación y el número de muestras y blancos que pueden ser evaluados al mismo tiempo aumenta, probablemente veremos métodos de inmunoanálisis basados en electroforesis capilar utilizados para este tipo de aplicaciones.

Inmunoensayos electroforéticos capilares medida expresión de la proteína en los lysates de la célula utilizando sistemas de separación de tamaño o carga y ofrecen varias ventajas sobre el tradicionales inmunoensayos. Por ejemplo, en comparación con western blot, el procedimiento automatizado basado en el tubo capilar elimina la necesidad de geles, dispositivos de transferencia, y lavado manual. Además, la cantidad absoluta de proteínas necesaria es aproximadamente 10 veces menos, haciendo sistemas de tubo capilar ideal para el uso con tipos raros de la célula o limitada muestra1,2. Resultados se obtienen en tan sólo 3 h utilizando sistemas automatizados y anteriormente se han demostrado para ser más cuantitativa y reproducible que convencional occidental blot procedimientos3,4,5. El proceso de ensayos de tamaño consiste en cargar las muestras que contienen sulfato de sodio dodecyl (SDS), dithiothreitol (DTT) y fluorescencia con la etiqueta marcadores de peso molecular en columnas capilares que contienen matrices de apilamiento y de separación. Voltaje aplicado a los tubos capilares separa las proteínas en las muestras según el tamaño, y la luz UV inmoviliza las proteínas separadas de la pared capilar. El capilar es inmuno-sondeado con destino específico primaria rábano picante y el anticuerpo peroxidasa (HRP)-anticuerpo secundario conjugado. Luminol y peróxido de catalizan la generación de luz quimioluminiscente que es medido por una cámara de carga dispositivo acoplado (CCD) y analizada para cuantificar proteínas.
A pesar de la relativa facilidad y velocidad de una plataforma automatizada basada en tubo capilar electroforético inmunoensayo, optimización de condiciones de ensayo como el tiempo de exposición, dilución de anticuerpo y la concentración de proteína es importante para la obtención precisa y reproducible resultados. En general, los siguientes procedimientos se deben realizar para optimizar un análisis para estos sistemas:
1) una pantalla se debe realizar para evaluar y elegir los anticuerpos para la señal y especificidad a la meta de proteína. Si está disponible, proteína purificada o epitopo de destino puede utilizarse para evaluar la especificidad; sin embargo, sigue siendo importante evaluar potencial señal inespecífica en proteína total proviene del sistema modelo.
2) a continuación, el rango dinámico del ensayo debe ser determinado. En una situación ideal, señal de doblar (medido mediante el área de pico) se observa como se duplica la concentración de la muestra; sin embargo, en la práctica, un cambio proporcional en la señal de entrada de manera predecible (p. ej., linear fit) es suficiente para la cuantificación de proteína. Además, esta optimización define la concentración de proteína con alta señal, pero todavía dentro del rango lineal para el modelo experimental.
3) determinar la concentración óptima del anticuerpo con la concentración de proteína fijo elegida en el paso 2 de la optimización. Como la concentración de anticuerpos aumenta, la señal aumenta hasta mesetas en saturación. Una concentración de anticuerpo cerca de este nivel de saturación es necesaria para una medición precisa de la concentración de la proteína.
El proceso utilizado para optimizar las concentraciones de proteína, las diluciones de anticuerpo y tiempos de exposición para un tamaño basado en el tubo capilar automatizado análisis6 se demuestra usando los extractos de células enteras aislados de BEAS-2B, un humano de SV-40 transformado bronquial línea de células epiteliales. Aislamiento de proteínas de los extractos de célula o tejido se puede realizar usando un número de protocolos publicados7,8,9 y no se tratarán aquí. Resultados de un experimento de prueba usando las condiciones optimizadas son también registrados por total y fosforila p53 (serina 15, serina 20) en cultivos expuestos a doxorrubicina (un agente quimioterapéutico común que induce la apoptosis de la célula10) en 1.2, 1.8, y media de 2,4 μg/mL para 4 h antes de la cosecha. Las áreas de pico de p53 se normalizan para ɑ-tubulina, que se utiliza como un control de carga.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Wes instrument</td>
			<td>ProteinSimple (Santa Clara, CA)</td>
			<td>004-600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>P53 DO-1 primary antibody</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology, Inc.</td>
			<td>sc-126</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphorylated p53 (ser 15) primary antibody</td>
			<td>Cell Signaling Technology</td>
			<td>9286</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphorylated p53 (ser 20) primary antibody</td>
			<td>Cell Signaling Technology</td>
			<td>9287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>alpha-tubulin primary antibody</td>
			<td>Cell Signaling Technology</td>
			<td>3873</td>
			<td>used as a loading control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Compass Software</td>
			<td>ProteinSimple (Santa Clara, CA)</td>
			<td></td>
			<td>provided with the Wes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12-230 kDa Master kit</td>
			<td>ProteinSimple (Santa Clara, CA)&#160;</td>
			<td>PS MK02 (since replaced by a new kit #)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>www.proteinsimple.com/consumables_sw_wes.html</td>
			<td>INCLUDES PART NO: 
			Wash Buffer (60 mL) 042-202 
			10X Sample Buffer (440 &#956;L) 042-195 
			Pre-Filled Microplates (8) PS-PP01 
			Capillary Cartridges (8) PS-CC01 
			Antibody Diluent II (20 mL) 042-203 
			Luminol-S (1.5 mL) 042-233 
			Peroxide (1.5 mL) 042-234 
			Streptavidin-HRP (132 &#956;L) 042-414 
			Standard Pack (8): Biotinylated ladder, fluorescent 5X master mix, DTT, and empty 0.6 mL tube PS-ST01 
			Anti-Rabbit Secondary Antibody 042-206 
			or 
			Anti-Mouse Secondary Antibody 042-205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name&#160;</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="3">Cell culture, treatment, and harvest (using vendor recommended protocols; protocols not included in manuscript)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BEAS-2B cells</td>
			<td>American Type Culture Collection (ATCC, Manassas, VA)</td>
			<td>CRL-9609</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>keratinocyte growth medium, KGM Gold</td>
			<td>Lonza Ltd (Basel, Switzerland)</td>
			<td>192152</td>
			<td>for cell culture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>keratinocyte basal medium, KBM Gold</td>
			<td>Lonza Ltd (Basel, Switzerland)</td>
			<td>192151</td>
			<td>serum free medium for chemical dosing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>doxorubicin</td>
			<td>Sigma-Aldrich (St. Louis, MO)</td>
			<td>D1515</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coomassie Blue Bradford Assays</td>
			<td>ThermoFisher Scientific (Waltham, MA)</td>
			<td>23200</td>
			<td>for protein quantification</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nuclear Extract kit</td>
			<td>Active Motif (Carlsbad, CA)</td>
			<td>D1515</td>
			<td>used to prepare whole cell lysates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>INCLUDES:</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Lysis Buffer AM1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1M dithiothreitol (DTT)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Protease Inhibitor Cocktail</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10X PBS&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Phosphatase Inhibitors</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

procedure and key optimization strategies for an automated capillary electrophoretic-based immunoassay method

Nuevas tecnologías que utilizan inmunoensayos basados en tubo capilar prometen evaluación más rápido y más cuantitativa de proteína comparado con inmunoensayos tradicionales. Sin embargo, otros ensayos basados en anticuerpos de la proteína, optimización de parámetros de inmunoensayo basado en el tubo capilar, tales como concentración de proteína, dilución de anticuerpo y tiempo de exposición es un requisito previo importante para la generación de significativos y confiables datos. Las mediciones deben estar dentro del rango lineal del ensayo donde los cambios en la señal son directamente proporcionales a los cambios en la concentración de lisado. El proceso de elección de las concentraciones adecuadas de lisado, las diluciones de anticuerpo y tiempos de exposición en la línea de células epiteliales bronquiales humanas, BEAS-2B, se demuestra aquí. Linealidad de ensayo se muestra en un rango de concentraciones de proteína Extracto de células enteras con anticuerpos p53 y α-tubulina. Un ejemplo de quemadura de la señal se ve en las concentraciones más elevadas con tiempos de exposición largos, y se muestra una curva de dilución de anticuerpo de α-tubulina demostrando saturación. Además, se reportan resultados experimentales ejemplo para células tratadas con doxorrubicina con parámetros optimizados.

Tiempo de exposición - Burnout de señal de determinación
Quemadura de la señal puede ocurrir cuando el sustrato peróxido y luminol se agota demasiado rápido. Se puede determinar mediante el examen de los datos en tiempos de exposición distintos de la quimioluminescencia. En el software de análisis, vaya a "Editar – &#62; análisis – &#62; imágenes". Las exposiciones van desde 5 hasta 480 s. El eje y en un electroferograma informa/tiempo de la señal, por lo que los datos de cada exposición deben tener un coeficiente de tiempo de la señal similar. Este coeficiente disminuye con exposiciones prolongadas secuencialmente si luminol se convierte en agotados, como se ha visto con el p53-1 anticuerpo (figura 2). Por agotamiento del substrato, este ensayo puede considerarse medible hasta la concentración de μg/μl 0.2 sólo en las exposiciones de s 5-30. Por lo tanto, en este ejemplo, 15 s se determinó que el tiempo de exposición de análisis de datos óptima para p53.
Valoración de lisado - Determinar el rango dinámico lineal
Es importante que se tomen medidas dentro del rango dinámico lineal de cada ensayo, donde los cambios en la señal medida por el área de pico son proporcionales a los cambios en la cantidad de proteína en la muestra. Utilizando el tiempo de exposición óptimo de 15 elegidos de s en la sección anterior, se demuestra linealidad de ensayo para p53 y ɑ-tubulina durante más de una gama de 15 dobleces de concentración (figura 3). En nuestra experiencia, un valor de R2 de &#62; 0.9 de una regresión lineal de ajuste se considera aceptable para un rango de dilución de la proteína purificada de cantidad conocida (si es una medida cuantitativa absoluta) o muestra lisado de proteínas objetivo desconocido (si ensayo es una medida cuantitativa relativa).
Optimización de dilución del anticuerpo
Usando los anticuerpos a saturar las concentraciones ayuda a asegurar que los cambios de señal medidos sean debidos a cambios en la cantidad de proteína. Como demostración, dos líneas de células BEAS-2B (0,2 μg/μl proteína total cargado en el ensayo) los extractos de células enteras se sondeaba con concentraciones de anticuerpos diluidos en serie ɑ-tubulina que van desde 1:25 - 1: 800 (figura 4). Señal quimioluminiscente (aquí, medida como área de pico) se traza contra la dilución del anticuerpo. Saturación fue observada cerca de la 1:50 donde la curva comienza una notable meseta de dilución.
Ensayo experimental - tratamiento de doxorrubicina en las células BEAS-2B
Usando las condiciones analíticas optimizadas, cultivo de células BEAS-2B fue tratado con tres diferentes concentraciones de doxorrubicina (1.2, 1.8 y 2.4 μg/mL) durante 4 h (figura 5, tabla 1). Activación de p53 a través de modificaciones poste-de translación media varias respuestas celulares, incluyendo la detención del ciclo celular, senescencia y apoptosis12. Específicamente, la fosforilación de la serina 15 se ha atribuido a la activación transcripcional de p53, resultando en la apoptosis después de la doxorrubicina tratamiento13. En esta demostración, ɑ-tubulina normalizado pico áreas se presentan como doble del control. Curiosamente, 3.5 aumentos 4 veces en p53 fosforilación en serina se observaron incrementos de 15 y 2 veces en el nivel de p53 fosforilada en serina 20 después de la exposición de 4 h a la doxorrubicina. Estos resultados indican la activación de p53; sin embargo, no hay respuesta a la dosis se considera para las concentraciones elegidas (por el contrario, la dosis más baja probada produce la respuesta más alta). Total p53 no demostró una respuesta clara en este sistema de modelo. Previamente hemos observado la activación de la fosforilación de p53 en la ausencia de aumento de los niveles de p53 total bajo condiciones similares en tratados con zinc de las células BEAS-2B14.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55911/55911fig2v3.jpg"> 
Figura 2 . Comparación de exposición de imagen para detectar señales de agotamiento. Lane vistas mostrar disminución de las concentraciones de proteína para lisados de BEAS-2B sondeado con p53-1 anticuerpo a una dilución 1: 500. Coeficientes de señal QL, como alturas de pico en el software del instrumento, se superponen. A diferencia de las alturas de pico, las intensidades de la banda visual se generan automáticamente y ajustar el instrumento para facilitar la visualización de las bandas y no es comparable de un panel a otro. Tenga en cuenta la disminución en la señal de la quimioluminescencia como aumento del tiempo de exposición, con la señal comienza a desaparecer (split pico) en las dos exposiciones más largas, que indica agotamiento de sustrato. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911fig2v3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55911/55911fig3v3.jpg"> 
Figura 3 . Valoración lisado que muestra las vistas de carril. Valoración lisado mostrando el carril considera (A) de BEAS-2B lisado cuando sondeado con 1: 500 p53-1 o 1:50 ɑ-tubulina. A diferencia de los valores de área de pico, las intensidades de la banda visual se generan automáticamente y ajustar el instrumento para facilitar la visualización de las bandas y no es comparable de un panel a otro. Análisis de regresión lineal (B) confirma que los análisis son lineales en toda la gama probada, de 0.01 a 0.20 μg/μl y 0.025 a 0.40 μg/μl, con valores de2 R de 0.999 y 0.985, respectivamente. Las concentraciones de proteínas totales en el medio de la gama lineal fueron escogidas para dar cabida a posibles variaciones de proteína objetivo en cualquier dirección (e.g., 0,2 μg/μl de α-tubulina). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911fig3v3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55911/55911fig4.jpg"> 
Figura 4 . Curvas de dilución del anticuerpo α-tubulina para dos BEAS-2B separadas proteína lisados con y sin normalización de la línea de base. Una definitiva departura de linealidad se ve en el 1:50 (0,02) dilución, lo que indica saturación. 1:50, por tanto, fue elegida como la dilución óptima para este anticuerpo. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55911/55911fig5.jpg"> 
Figura 5. Efecto del tratamiento con doxorrubicina (DXN) 4 h en total y la serina fosforilados expresión de la proteína p53 de las células BEAS-2B. Áreas de pico son normalizadas a α-tubulina y trazadas como doble del control (CTL). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Table 1" src="/files/ftp_upload/55911/55911tbl1.jpg"> 
Tabla 1. Efecto del tratamiento con doxorrubicina (DXN) 4 h en total y la serina fosforilados expresión de la proteína p53 de las células BEAS-2B. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55911/55911tbl1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta mesa.</a>

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Procedure and Key Optimization Strategies for an Automated Capillary Electrophoretic-based Immunoassay Method

Se demuestra un inmunoensayo de capilar usando una plataforma comercial para medir las proteínas blanco de preparaciones de proteínas totales. Además, parámetros de ensayo del tiempo de exposición, concentración y dilución de anticuerpo están optimizados para un sistema de modelo de cultivo celular.

Procedimiento y estrategias clave de la optimización para un método de inmunoensayo de basadas en electroforesis capilar automatizado

New technologies that utilize capillary-based immunoassays promise faster and more quantitative protein assessment compared to traditional immunoassays. ...

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Research

JoVE Journal

Biology

10.9K vistas.  U.S. Environmental Protection Agency. Se demuestra un inmunoensayo de capilar usando una plataforma comercial para medir las proteínas blanco de preparaciones de proteínas totales. Además, parámetros de ensayo del tiempo de exposición, concentración y dilución de anticuerpo están optimizados para un sistema de modelo de cultivo celular.

Video: Procedure and Key Optimization Strategies for an Automated Capillary Electrophoretic-based Immunoassay Method

Optimization of the Ugi Reaction Using Parallel Synthesis and Automated Liquid Handling

The optimization of a Ugi reaction involving the mixing of furfurylamine, benzaldehyde, boc-glycine and t-butylisocyanide is described. Triplicate runs of 48 parallel experiments are reported, varying concentration, solvent and the excess of some of the reagents. The isolation of the product was achieved by a simple filtration and wash procedure. The highest yield obtained was 66% from 0.4 M methanol with 1.2 eq. of imine. This is significantly above the 49% yield obtained from the initial reaction under equimolar concentration at 0.4 M in methanol. Methanol solutions with reagent concentrations of 0.4M or 0.2M gave superior yields while all solvent systems at 0.07M performed poorly. At 0.2M, methanol and ethanol/methanol (60/40) mixtures were statistically equally good while THF/methanol (60/40) was poor and acetonitrile/methanol (60/40) was intermediate. Good reproducibility of the precipitate yields was obtained in these replicate experiments, allowing for subtle interaction effects to be positively identified.

The Ugi reaction has proved to be a convenient way to quickly create diverse libraries of compounds. It involves the reaction of an amine, an aldehyde, a carboxylic acid and an isonitrile typically in methanol at room temperature. In this video, we utilize a 48-slot Mettler-Toledo MiniBlock equipped with filtration tubes and a Mettler-Toledo MiniMapper automated liquid handler was used to deliver the reagents and solvent. The parameters of interest were the concentration, the solvent composition and the excess of some of the reagents.

Optimización de la reacción de Ugi mediante la síntesis en paralelo y manejo de líquidos automatizados

The optimization of a Ugi reaction involving the mixing of furfurylamine, benzaldehyde, boc-glycine and t-butylisocyanide is described.  Triplicate runs ...

Investigación

Biología

Polymerase Chain Reaction: Basic Protocol Plus Troubleshooting and Optimization Strategies

In the biological sciences there have been technological advances that catapult the discipline into golden ages of discovery. For example, the field of microbiology was transformed with the advent of Anton van Leeuwenhoek&#39;s microscope, which allowed scientists to visualize prokaryotes for the first time. The development of the polymerase chain reaction (PCR) is one of those innovations that changed the course of molecular science with its impact spanning countless subdisciplines in biology. The theoretical process was outlined by Keppe and coworkers in 1971; however, it was another 14 years until the complete PCR procedure was described and experimentally applied by Kary Mullis while at Cetus Corporation in 1985. Automation and refinement of this technique progressed with the introduction of a thermal stable DNA polymerase from the bacterium Thermus aquaticus, consequently the name Taq DNA polymerase.
PCR is a powerful amplification technique that can generate an ample supply of a specific segment of DNA (i.e., an amplicon) from only a small amount of starting material (i.e., DNA template or target sequence). While straightforward and generally trouble-free, there are pitfalls that complicate the reaction producing spurious results. When PCR fails it can lead to many non-specific DNA products of varying sizes that appear as a ladder or smear of bands on agarose gels. Sometimes no products form at all. Another potential problem occurs when mutations are unintentionally introduced in the amplicons, resulting in a heterogeneous population of PCR products. PCR failures can become frustrating unless patience and careful troubleshooting are employed to sort out and solve the problem(s). This protocol outlines the basic principles of PCR, provides a methodology that will result in amplification of most target sequences, and presents strategies for optimizing a reaction. By following this PCR guide, students should be able to: 
 
&#9679; Set up reactions and thermal cycling conditions for a conventional PCR experiment 
&#9679; Understand the function of various reaction components and their overall effect on a PCR experiment 
&#9679; Design and optimize a PCR experiment for any DNA template 
&#9679; Troubleshoot failed PCR experiments

PCR has emerged as a common technique in many molecular biology laboratories. Provided here is a quick guide to several conventional PCR protocols. Because each reaction is a unique experiment, optimal conditions required to generate a product vary. Understanding the variables in a reaction will greatly enhance troubleshooting efficiency, thereby increasing the chance to obtain the desired result.

Reacción en cadena: Protocolo Básico Plus Estrategias de resolución de problemas y optimización

In the biological sciences there have been technological advances that catapult the discipline into golden ages of discovery. For example, the field of ...

Spatial Multiobjective Optimization of Agricultural Conservation Practices using a SWAT Model and an Evolutionary Algorithm

Finding the cost-efficient (i.e., lowest-cost) ways of targeting conservation practice investments for the achievement of specific water quality goals across the landscape is of primary importance in watershed management. Traditional economics methods of finding the lowest-cost solution in the watershed context (e.g.,5,12,20) assume that off-site impacts can be accurately described as a proportion of on-site pollution generated. Such approaches are unlikely to be representative of the actual pollution process in a watershed, where the impacts of polluting sources are often determined by complex biophysical processes. The use of modern physically-based, spatially distributed hydrologic simulation models allows for a greater degree of realism in terms of process representation but requires a development of a simulation-optimization framework where the model becomes an integral part of optimization.
Evolutionary algorithms appear to be a particularly useful optimization tool, able to deal with the combinatorial nature of a watershed simulation-optimization problem and allowing the use of the full water quality model. Evolutionary algorithms treat a particular spatial allocation of conservation practices in a watershed as a candidate solution and utilize sets (populations) of candidate solutions iteratively applying stochastic operators of selection, recombination, and mutation to find improvements with respect to the optimization objectives. The optimization objectives in this case are to minimize nonpoint-source pollution in the watershed, simultaneously minimizing the cost of conservation practices. A recent and expanding set of research is attempting to use similar methods and integrates water quality models with broadly defined evolutionary optimization methods3,4,9,10,13-15,17-19,22,23,25. In this application, we demonstrate a program which follows Rabotyagov et al.'s approach and integrates a modern and commonly used SWAT water quality model7 with a multiobjective evolutionary algorithm SPEA226, and user-specified set of conservation practices and their costs to search for the complete tradeoff frontiers between costs of conservation practices and user-specified water quality objectives. The frontiers quantify the tradeoffs faced by the watershed managers by presenting the full range of costs associated with various water quality improvement goals. The program allows for a selection of watershed configurations achieving specified water quality improvement goals and a production of maps of optimized placement of conservation practices.

This work demonstrates an integration of a water quality model with an optimization component utilizing evolutionary algorithms to solve for optimal (lowest-cost) placement of agricultural conservation practices for a specified set of water quality improvement objectives. The solutions are generated using a multi-objective approach, allowing for explicit quantification of tradeoffs.

Optimización multiobjetivo espacial de las prácticas de agricultura de conservación que utilizan un modelo SWAT y un algoritmo evolutivo

Finding the cost-efficient (i.e., lowest-cost) ways of targeting conservation practice investments for the achievement of specific water quality goals ...

LeafJ: An ImageJ Plugin for Semi-automated Leaf Shape Measurement

High throughput phenotyping (phenomics) is a powerful tool for linking genes to their functions (see review1 and recent examples2-4). Leaves are the primary photosynthetic organ, and their size and shape vary developmentally and environmentally within a plant. For these reasons studies on leaf morphology require measurement of multiple parameters from numerous leaves, which is best done by semi-automated phenomics tools5,6. Canopy shade is an important environmental cue that affects plant architecture and life history; the suite of responses is collectively called the shade avoidance syndrome (SAS)7. Among SAS responses, shade induced leaf petiole elongation and changes in blade area are particularly useful as indices8. To date, leaf shape programs (e.g. SHAPE9, LAMINA10, LeafAnalyzer11, LEAFPROCESSOR12) can measure leaf outlines and categorize leaf shapes, but can not output petiole length. Lack of large-scale measurement systems of leaf petioles has inhibited phenomics approaches to SAS research. In this paper, we describe a newly developed ImageJ plugin, called LeafJ, which can rapidly measure petiole length and leaf blade parameters of the model plant Arabidopsis thaliana. For the occasional leaf that required manual correction of the petiole/leaf blade boundary we used a touch-screen tablet. Further, leaf cell shape and leaf cell numbers are important determinants of leaf size13. Separate from LeafJ we also present a protocol for using a touch-screen tablet for measuring cell shape, area, and size. Our leaf trait measurement system is not limited to shade-avoidance research and will accelerate leaf phenotyping of many mutants and screening plants by leaf phenotyping.

Demonstration of key methods for high throughput leaf measurements. These methods can be used to accelerate leaf phenotyping when studying many plant mutants or otherwise screening plants by leaf phenotype.

LeafJ: Un Plugin para ImageJ Semi-automático Medición Hoja Forma

High throughput phenotyping (phenomics) is a powerful tool for linking genes to their functions (see review1 and recent examples2-4). Leaves are the ...

A Sensitive and Specific Quantitation Method for Determination of Serum Cardiac Myosin Binding Protein-C by Electrochemiluminescence Immunoassay

Biomarkers are becoming increasingly more important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing myocardial infarction (MI) is largely driven by detecting cardiac-specific proteins in patients' serum or plasma as an indicator of myocardial injury. Having recently shown that cardiac myosin binding protein-C (cMyBP-C) is detectable in the serum after MI, we have proposed it as a potential biomarker for MI. Biomarkers are typically detected by traditional sandwich enzyme-linked immunosorbent assays. However, this technique requires a large sample volume, has a small dynamic range, and can measure only one protein at a time.	
Here we show a multiplex immunoassay in which three cardiac proteins can be measured simultaneously with high sensitivity. Measuring cMyBP-C in uniplex or together with creatine kinase MB and cardiac troponin I showed comparable sensitivity. This technique uses the Meso Scale Discovery (MSD) method of multiplexing in a 96-well plate combined with electrochemiluminescence for detection. While only small sample volumes are required, high sensitivity and a large dynamic range are achieved. Using this technique, we measured cMyBP-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I levels in serum samples from 16 subjects with MI and compared the results with 16 control subjects. We were able to detect all three markers in these samples and found all three biomarkers to be increased after MI. This technique is, therefore, suitable for the sensitive detection of cardiac biomarkers in serum samples.

Measuring biomarkers in complex biological samples is increasingly guiding clinical decision-making. We describe a highly sensitive method to simultaneously measure cardiac myosin binding protein-C, creatine kinase MB, and cardiac troponin I in serum samples from subjects with myocardial infarction and healthy control subjects.

Un método de cuantificación sensible y específica para la determinación de suero miosina cardíaca proteína de unión-C por inmunoensayo electroquimioluminiscencia

Biomarkers are becoming increasingly more  important in clinical decision-making, as well as basic science. Diagnosing  myocardial infarction (MI) is ...

An Innovative Method for Exosome Quantification and Size Measurement

Although the biological importance of exosomes has recently gained an increasing amount of scientific and clinical attention, much is still unknown about their complex pathways, their bioavailability and their diverse functions in health and disease. Current work focuses on the presence and the behavior of exosomes (in vitro as well as in vivo) in the context of different human disorders, especially in the fields of oncology, gynecology and cardiology.
Unfortunately, neither a consensus regarding a gold standard for exosome isolation exists, nor is there an agreement on such a method for their quantitative analysis. As there are many methods for the purification of exosomes and also many possibilities for their quantitative and qualitative analysis, it is difficult to determine a combination of methods for the ideal approach. 
Here, we demonstrate nanoparticle tracking analysis (NTA), a semi-automated method for the characterization of exosomes after isolation from human plasma by ultracentrifugation. The presented results show that this approach for isolation, as well as the determination of the average number and size of exosomes, delivers reproducible and valid data, as confirmed by other methods, such as scanning electron microscopy (SEM).

A method for isolation of exosomes from whole blood and further analysis by nanoparticle tracking using a semi-automatic instrument is presented in this article. The presented technology provides an extremely sensitive method for visualizing and analyzing particles in liquid suspension.

Un método innovador para exosome cuantificación y medición de tamaño

Although the biological importance of exosomes has recently gained an increasing amount of scientific and clinical attention, much is still unknown about ...

Cryo-Electron Microscopic Grid Preparation for Time-Resolved Studies using a Novel Robotic System, Spotiton

The capture of short-lived molecular states triggered by the early encounter of two or more interacting particles continues to be an experimental challenge of great interest to the field of cryo-electron microscopy (cryo-EM). A few methodological strategies have been developed that support these &#34;time-resolved&#34; studies, one of which, Spotiton-a novel robotic system-combines the dispensing of picoliter-sized sample droplets with precise temporal and spatial control. The time-resolved Spotiton workflow offers a uniquely efficient approach to interrogate early structural rearrangements from minimal sample volume. Fired from independently controlled piezoelectric dispensers, two samples land and rapidly mix on a nanowire EM grid as it plunges toward the cryogen. Potentially hundreds of grids can be prepared in rapid succession from only a few microliters of a sample. Here, a detailed step-by-step protocol of the operation of the Spotiton system is presented with a focus on troubleshooting specific problems that arise during grid preparation.

The protocol presented here describes the use of Spotiton, a novel robotic system, to deliver two samples of interest onto a self-wicking, nanowire grid that mix for a minimum of 90 ms prior to vitrification in liquid cryogen.

Preparación de la rejilla microscópica crio-electrónica para estudios resueltos en el tiempo utilizando un nuevo sistema robótico, Spotiton

The capture of short-lived molecular states triggered by the early encounter of two or more interacting particles continues to be an experimental ...

Strategies for Optimization of Cryogenic Electron Tomography Data Acquisition

Cryogenic electron tomography (cryoET) is a powerful method to study the 3D structure of biological samples in a close-to-native state. Current state-of-the-art cryoET combined with subtomogram averaging analysis enables the high-resolution structural determination of macromolecular complexes that are present in multiple copies within tomographic reconstructions. Tomographic experiments usually require a vast amount of tilt series to be acquired by means of high-end transmission electron microscopes with important operational running-costs. Although the throughput and reliability of automated data acquisition routines have constantly improved over the recent years, the process of selecting regions of interest at which a tilt series will be acquired cannot be easily automated and it still relies on the user's manual input. Therefore, the set-up of a large-scale data collection session is a time-consuming procedure that can considerably reduce the remaining microscope time available for tilt series acquisition. Here, the protocol describes the recently developed implementations based on the SerialEM package and the PyEM software that significantly improve the time-efficiency of grid screening and large-scale tilt series data collection. The presented protocol illustrates how to use SerialEM scripting functionalities to fully automate grid mapping, grid square mapping, and tilt series acquisition. Furthermore, the protocol describes how to use PyEM to select additional acquisition targets in off-line mode after automated data collection is initiated. To illustrate this protocol, its application in the context of high-end data collection of Sars-Cov-2 tilt series is described. The presented pipeline is particularly suited to maximizing the time-efficiency of tomography experiments that require a careful selection of acquisition targets and at the same time a large amount of tilt series to be collected.

The increasing demand for large-scale data collection in cryogenic electron tomography requires high-throughput image acquisition routines. Described here is a protocol that implements the recent developments of advanced acquisition strategies aimed at maximizing the time-efficiency and throughput of tomographic data collection.

Estrategias para la optimización de la adquisición de datos de tomografía electrónica criogénica

Cryogenic electron tomography (cryoET) is a powerful method to study the 3D structure of biological samples in a close-to-native state. Current ...

Real-Time Detection of Reactive Oxygen Species Production in Immune Response in Rice with a Chemiluminescence Assay

Reactive oxygen species (ROS) play vital roles in a variety of biological processes, including the sensing of abiotic and biotic stresses. Upon pathogen infection or challenge with pathogen-associated chemicals (pathogen-associated molecular patterns [PAMPs]), an array of immune responses, including a ROS burst, are quickly induced in plants, which is called PAMP-triggered immunity (PTI). A ROS burst is a hallmark PTI response, which is catalyzed by a group of plasma membrane-localized NADPH oxidases-the RBOH family proteins. The vast majority of ROS comprise hydrogen peroxide (H2O2), which can be easily and steadily detected by a luminol-based chemiluminescence method. Chemiluminescence is a photon-producing reaction in which luminol, or its derivative (such as L-012), undergoes a redox reaction with ROS under the action of a catalyst. This paper describes an optimized L-012-based chemiluminescence method to detect apoplast ROS production in real-time upon PAMP elicitation in rice tissues. The method is easy, steady, standardized, and highly reproducible under firmly controlled conditions.

Here, we describe a method for the real-time detection of apoplastic reactive oxygen species (ROS) production in rice tissues in pathogen-associated molecular pattern-triggered immune response. This method is simple, standardized, and generates highly reproducible results under controlled conditions.

Detección en tiempo real de la producción reactiva de especies de oxígeno en la respuesta inmune en el arroz con un ensayo de quimioluminiscencia

Reactive oxygen species (ROS) play vital roles in a variety of biological processes, including the sensing of abiotic and biotic stresses. Upon pathogen ...

Recolección de hemolinfa de pequeños artrópodos

A Precise and Quantifiable Method for Collecting Hemolymph from Small Arthropods

Arthropods are known to transmit a variety of viruses of medical and agricultural importance through their hemolymph, which is essential for virus transmission. Hemolymph collection is the basic technology for studying virus-vector interactions. Here, we describe a novel and simple method for the quantitative collection of hemolymph from small arthropods using Laodelphax striatellus (the small brown planthopper, SBPH) as a research model, as this arthropod is the main vector of rice stripe virus (RSV). In this protocol, the process begins by gently pinching off one leg of the frozen arthropod with fine-tipped tweezers and pressing the hemolymph out of the wound. Then, a simple micropipette consisting of a capillary and a pipette bulb is used to collect the transudative hemolymph from the wound according to the principle of capillary forces. Finally, the collected hemolymph can be dissolved into a specific buffer for further study. This new method for collecting hemolymph from small arthropods is a useful and efficient tool for further research on arboviruses and vector-virus interactions.

Autor destacado: Un método preciso y cuantificable para recolectar hemolinfa de pequeños artrópodos  

We describe a method to collect quantifiable hemolymph efficiently from small arthropods for subsequent analysis.