Los autores queremos agradecer a Sandra Peiritsch para el cuidado de los animales y Noelani Peet para redacción médica. Se agradece el apoyo financiero por el fondo de ciencia austríaco (FWF grant P 24260-B19) y el Austria de MED-EL.

Todos los experimentos en animales fueron aprobados por el Comité de bienestar de los animales locales y el Ministerio Federal austríaco para la ciencia, investigación y economía.
1. prepare el equipo y la instalación necesaria para la cirugía
<ol><li>Coloque el microscopio quirúrgico, taladro, placa calefactora y Pulso Oxímetro para permitir la fácil y eficiente manipulación durante la cirugía. Comprobar el funcionamiento de los dispositivos basados en el manual del fabricante. Asegúrese que la placa está a 38 ° C con el fin de proteger al animal de hipotermia durante la cirugía.</li>
	<li>Poner en una capucha y una máscara.</li>
	<li>Realizar desinfección de la mano quirúrgica. Lávese las manos minuciosamente con jabón. Séquese las manos y después utilizar un desinfectante con alcohol para desinfectar las manos. Colóquese guantes después de que las manos estén secas.</li>
	<li>Preparar los instrumentos quirúrgicos esterilizados y los equipos necesarios para la implantación coclear. Vea la Tabla de materiales para los instrumentos quirúrgicos y equipos utilizados para la implantación de CI de conejillo de Indias en el presente Protocolo.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas del potencial de acción compuesto (PAC), prepare una pieza aproximadamente 3,5 cm de largo alambre oro aislado Teflon quitando cuidadosamente las piezas del aislamiento en ambos extremos con una pinza de micro (aproximadamente 3 mm de un extremo y 5 mm de el otro extremo). Preparar un segundo trozo de alambre de oro (aproximadamente 2,5 cm) con extremos de aislamiento de aproximadamente 5 mm. lugar los cables preparados en alcohol o desinfectante.</li>
</ol>2. anestesia, medicamentos y preparación de animales
<ol><li>Pesar el animal. Nota: Los animales utilizados son mujeres Dunkin-Hartley albino conejillos de Indias. El peso de los animales utilizados, que son aproximadamente 4-6 semanas de edad, oscila entre 300 y 400 g.</li>
	<li>Preparar los anestésicos y medicamentos necesarios para la cirugía basada en el peso del animal. Preparar 0,72 mL de la mezcla anestésica, que consiste en 0,06 mL ketamina (100 mg/mL), medetomidina (1 mg/mL), de 0,18 mL 0,12 mL de midazolam (5 mg/mL) y 0,36 mL de fentanyl (50 μg/mL) para la cirugía en un conejillo de Indias de 400 g. Vea la tabla 1 para dosis basada en el peso de los anestésicos.</li>
	<li>Inyectar la mezcla de ketamina y medetomidina, midazolam, fentanilo por vía subcutánea a la almohadilla de grasa en el cuello del animal utilizando una aguja de 27 G. Ver tabla 1 para el peso base de dosis de los anestésicos. Cubra la jaula y dejar el animal en un lugar tranquilo durante 10 minutos antes de proceder.</li>
	<li>Lubricar los ojos de los animales y mantenerlos lubricados durante todo el procedimiento. Afeitarse la cabeza del animal, centrándose en la región retroauricular para permitir un acceso quirúrgico suficiente a la bulla.</li>
	<li>Colocar el animal en la placa de calefacción en posición prona y asegúrese de que el animal no está en contacto directo con la placa calefactora para evitar quemaduras térmicas. Coloque la sonda del oxímetro de pulso a un pie del animal. Luego, abra cuidadosamente la boca del animal con un laringoscopio pequeño y limpiar que la cavidad oral completa de los alimentos se basa mediante el uso de una ventosa.</li>
	<li>Mantenga la boca del animal con el laringoscopio. Introduzca con cuidado un tubo de estómago en el esófago del animal y lentamente empuje en la dirección del estómago hasta que sienta una resistencia.<ol>
<li>Supervisar O2-saturación del animal para asegurarse de que el tubo de estómago no está en la tráquea. Retire el tubo del estómago si hay una disminución en la saturación de O2 y vuelva a intentarlo después de que el animal está completamente oxigenado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inyectar una mezcla de suero fisiológico, glucosa 5% y enrofloxacina en la almohadilla de grasa en el cuello del animal utilizando una aguja de 23 G.</li>
	<li>Use desinfectante para manos alcohol para desinfectar las manos otra vez. Colóquese guantes limpios de nuevo.</li>
	<li>Preparar el campo quirúrgico con alternando peelings de povidona yodo y el 70% de etanol y cubrir el animal. Abrazaderas de cortinas adhesivas uso o toalla para asegurarse de que sólo en el campo quirúrgico se queda al descubierto durante el procedimiento.</li>
	<li>Por vía subcutánea inyectar 0,1 mL de solución de lidocaína 2% en el área de la incisión prevista para la suficiente anestesia local y posicionar al animal hacia un lado.</li>
	<li>Volver a la dosis el animal con 1/4 de la dosis inicial de la mezcla anestésica cada 30 minutos después de la primera inyección para mantener la anestesia suficiente.</li>
</ol>3. implantación coclear
<ol><li>Realizar una incisión de la piel aproximadamente del 2-3 cm 3-5 mm posterior a la oreja con un bisturí. Utilizar el cauterio bipolar cuando sea necesario para minimizar el sangrado. Nota: La profundidad anestésica se debe confirmar por la falta de pedal retirada antes de la primera incisión. Esta prueba debe repetirse cada 15-20 minutos para controlar la profundidad anestésica durante el procedimiento.</li>
	<li>Corte cuidadosamente los músculos en el área retroauricular después palpando la bulla auditiva utilizando un bisturí 15 o tijeras quirúrgicas. Nota: Palpe la bulla auditiva como una prominencia debajo de los músculos.</li>
	<li>Diseccionar los músculos de la ampolla, empujando suavemente a un lado usando un Raspatories o un bastoncillo de algodón. Usar un retractor para exponer toda la longitud de la incisión y han acceso sin trabas a la bulla.</li>
	<li>Utilice la punta de un bisturí 15 para perforar un agujero en la bulla. Gire con cuidado el bisturí hasta el hueso está perforado para permitir la inspección de las estructuras del oído medio.</li>
	<li>Ampliar la bullostomy según sea necesario para asegurarse de la vuelta basal de la cóclea y puede visualizarse adecuadamente el nicho de la ventana redonda. Coloque la cabeza del animal en una posición derivada para poder acceder a estas estructuras. Cubra el área de la bullostomy con un pequeño trozo de una compresa para evitar que sangre y líquido extracelular que el oído medio. Nota: La posición derivada de la cabeza puede obstruir las vías respiratorias del animal. Por lo tanto, la saturación de oxígeno del animal debe revisarse con frecuencia.</li>
	<li>Coloque el animal en la posición propensa. Exponga el vértice del animal, realizar una incisión rectangular y quitando la piel. Diseca el periostio y limpiar los huesos de cualquier otro tipo de tejido o sangre usando un bisturí.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, acabado de la preparación del alambre oro 3,5 cm teflon aislado formando un pequeño gancho con una micro pinzas en el extremo del alambre, que ha sido símbolo de 3 mm.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, guía al final del hilo de oro, ha sido símbolo de 5 mm, por vía subcutánea a la cima a través de un catéter venoso periférico 18 G, utilizando una pinza de micro. Use otro micro fórceps con la otra mano para guiar el extremo curvo del hilo con cuidado en el oído medio.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, descender la cabeza del animal para visualizar el área del nicho de la ventana redonda a través de la bullostomy. Use la otra mano para enganchar el alambre de oro para la prominencia ósea del nicho de la ventana redonda usando una micro pinzas.</li>
	<li>Mantener la suave tensión en el alambre de oro y fijarlo al borde craneal de la bullostomy con 10-15 μl de pegamento de tejido utilizando una jeringa de 1 mL con una aguja de 27 G. Evitar el desplazamiento de pegamento en el oído medio. Vea la figura 1 para una imagen intraoperatoria de la zona de la ventana redonda con el alambre de oro in situ.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, conecte el extremo sin aislamiento del alambre de oro para el equipo utilizado para medir potenciales auditivos y realizar mediciones de CAP iniciales. Ver Honeder et al., 2016, para una descripción detallada de las medidas de tapa realizado rutinariamente en nuestro laboratorio. 12
</li>
	<li>Coloque el animal en posición prona. 2 perforaciones 1 mm anterior a la sutura lambda utilizando una fresa de 1 mm sin causar daño a la duramadre. Implante de 2 tornillos de acero inoxidable de 2mm en el cráneo. Nota: Los tornillos sirven como puntos de fijación para el conector del electrodo. Adaptar la distancia entre los tornillos con respecto al tamaño del conector.</li>
	<li>Utilizar un catéter venoso periférico 18 G para guiar el electrodo desde el conector a la bulla en una capa de tejido cerca de la calavera como sea posible.</li>
	<li>Mezclar el polvo de cemento dental con el líquido para cemento dental en polvo con una espátula de acuerdo con el manual del fabricante.</li>
	<li>Lugar 0,5 - 0,7 mL de semifluid cemento dental entre los tornillos utilizando una espátula. Coloque el conector del electrodo entre los tornillos.</li>
	<li>Mantenga el conector en posición hasta que el cemento dental es endurecido. Asegúrese de que los tornillos están revestidos por el cemento para permitir la fijación estable de la conexión.</li>
	<li>Posición del animal hacia los lados. Taladre con cuidado cochleostomy 1 mm desde el nicho de la ventana redonda con una fresa de diamante de 0.5 mm a una tasa de rotación de 5000 disparos por minuto.</li>
	<li>Introduzca con cuidado el electrodo en el tympani de scala a una profundidad de 4 mm. Retirar el electrodo y repetir la inserción. Vea la figura 2 para el electrodo utilizado para la implantación coclear de conejillo de Indias.</li>
	<li>Utilizando una aguja recta, sellar la zona de cochleostomy con un trozo pequeño de músculo. Fijar el electrodo al borde craneal de la bullostomy con 10 μl de pegamento de tejido mediante el uso de una jeringa de 1 mL con una aguja de 27 G.</li>
	<li>Preparar el cemento dental como se menciona en 3.14. Cierre con cuidado la bullostomy con aproximadamente 0,3 mL de cemento dental mediante el uso de una espátula. Cierre la incisión retroauricular usando Sutura absorbible 5-0.</li>
	<li>Gire el animal a la posición propensa.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, coge el borde posterior de la incisión rectangular en la cima del animal utilizando un fórceps de tejido. Utilice una tijera con la otra mano para hacer un túnel subcutáneo de aproximadamente 2 cm de longitud en el cuello del animal.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, el alambre de oro 2.5 cm por vía subcutánea en el cuello del animal usando un fórceps del implante. Soldar el extremo sin aislamiento corto al pin del conector en el vértice del animal designado.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, la soldadura del electrodo de nicho de ventana redonda (cable de oro) con el conector adecuado del conector en el vértice del animal.</li>
	<li>Aplicar una cantidad adicional de cemento dental en la parte superior el conector para cubrir completamente las patas del aislantes y el electrodo.</li>
	<li>Cuando se piensan las medidas de la tapa, mida la postoperatoria según el protocolo de investigación.</li>
</ol>4. posoperatorio cuidado
<ol><li>Aplicar atipamezole y flumazenil por vía subcutánea después de la cirugía y las medidas con el fin de antagonizar la anestesia.</li>
	<li>Aplique solución salina fisiológica como sustitución líquido para apoyar la recuperación del animal de la cirugía.</li>
	<li>Coloque el animal bajo una lámpara de calefacción hasta que se ha recuperado de la anestesia y comienza a moverse dentro de la jaula.<ol>
<li>Evitar la hipertermia o quemar mediante la colocación de la lámpara de calentamiento aproximadamente de 50 cm para el animal. Asegúrese de que la temperatura del cuerpo del animal siempre es entre 37.5 ° C y 39 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Compruebe el animal para los síntomas de lesión vestibular como nistagmo, que circunda o voltearse. 13 , 14
</li>
	<li>Buprenorfina para la analgesia se aplican dos veces al día por dos más días después de la cirugía. Nota: Antes de la primera aplicación de buprenorfina después de la cirugía Asegúrese de que el animal ha recuperado totalmente y tiene respiración estable. Aplicación de este medicamento mientras el animal está todavía bajo anestesia puede ocasionar depresión respiratoria.</li>
	<li>Peso del animal durante los primeros 3 días después de la cirugía para detectar la pérdida de peso posible como un marcador sustituto de angustia durante este tiempo. Nota: Pérdida de peso de aproximadamente 10% durante los primeros 3 días después de la cirugía puede esperar y debe ser considerada común. Esta pérdida de peso es temporal y se recuperará en pocos días.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Stevens, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+and+regional+hearing+impairment+prevalence:+an+analysis+of+42+studies+in+29+countries.">Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries.</a> Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).</li><li>Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+hearing+loss+on+the+quality+of+life+of+elderly+adults.">The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults.</a> Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).</li><li>Arnoldner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electric+acoustic+stimulation+in+patients+with+postlingual+severe+high-frequency+hearing+loss:+clinical+experience.">Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience.</a> Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).</li><li>Kral, A., O'Donoghue, G. 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Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+Systemic+Steroid+on+Hearing+Preservation+After+Cochlear+Implantation+via+Round+Window+Approach:+A+Guinea+Pig+Model.">The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model.</a> Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).</li><li>Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+cochlear+damage+with+three+perimodiolar+electrode+designs.">Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs.</a> Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).</li></ol>

Christoph Arnoldner y Honeder de Clemens son los titulares de una beca de investigación de Austria de MED-EL. Los electrodos utilizados en esta publicación fueron proporcionados por Austria de MED-EL. Los restantes autores no tienen nada que revelar.

El protocolo presentado describe cómo realizar la implantación coclear en el modelo de conejillo de Indias. Este protocolo permite evaluar diferentes intervenciones por sus efectos sobre la audición residual y reacción de cuerpo extraño al electrodo de CI. Deben tomarse varias precauciones para lograr una alta reproducibilidad y exactitud de los experimentos.
Umbrales de audiencia de la base de todos los cerdos de guinea deben medirse preoperatively usando por ejemplo auditivas del médula oblonga respuestas. Algunos de los cuyes disponibles comercialmente presentan una pérdida auditiva relevante y por lo tanto no se incluirán en la cohorte experimental. Dependiendo de la duración de la cirugía y el protocolo de que esta evaluación se puede realizar ya sea inmediatamente antes de cirugía o unos días antes de la implantación coclear, dando el animal, el tiempo suficiente para recuperarse de la anestesia.
Al realizar la cirugía bajo anestesia general en un espontáneamente respiración animal, la velocidad es importante. Por lo tanto, la preparación meticulosa antes de la cirugía es esencial, como es la elección del protocolo anestésico. El uso de ketamina, medetomidina, midazolam y fentanilo en combinación con los resultados de la anestesia local en un suficiente anestesia y analgesia, mientras que al mismo tiempo el animal sigue a respirar espontáneamente. En comparación con el uso de ketamina y xilacina describe a menudo, este régimen produce mejor analgesia y perioperatoria menor morbilidad y mortalidad. Es importante que todos los instrumentos y medicamentos (incluyendo un refuerzo de los anestésicos) disponibles antes de poner el animal a dormir.
Debido a los cambios de posición de los animales durante la cirugía (cambiar de prono a posición lateral y parte posterior), es un riesgo de aspiración del estómago contenido en los pulmones. Por esta razón, el protocolo incluye también la aplicación de una sonda gástrica, que es una manera rápida y fácil para proteger al animal de aspiración y reducir la mortalidad perioperatoria.
Para mantener la esterilidad durante la reubicación, las zonas donde el animal es tocado necesidad a ser cubierta por cortinas estériles, guantes deben cambiarse después de eso o reposicionamiento debe hacerse por otra persona que no es estéril.
O2-control de saturación es también de suma importancia durante la cirugía. El posicionamiento de la cabeza necesaria para la visualización del promontorio y nicho de la ventana redonda puede causar una obstrucción de las vías respiratorias, que pueden manejarse fácilmente cuando identifica bastante temprano.
Generalmente los animales pierden gran cantidad de líquidos corporales (por ejemplo, sangre, líquido extracelular, orina) durante la cirugía. Por lo tanto, el protocolo de sustitución de líquido introducido en este manuscrito representa un método bien tolerado para estabilizar la hemodinamia de los animales y apoya la recuperación rápida de la anestesia.
Para evitar errores al realizar mediciones audiometrical, se recomienda conectar el mismo pin del conector a un electrodo específico durante cada cirugía.
Una limitación de este método es la relativamente alta variabilidad en los cambios de umbral audición postoperatoria, que a menudo no se correlacionan bien con la opinión del cirujano. A pesar de esta variabilidad en los resultados se asemeja a la situación en humanos destinatarios de CI con la audición residual, lo no se entiende completamente lo que son las causas de los resultados variable. 16 , 17 , 18 en general, la variabilidad disminuye con el tiempo y la experiencia del cirujano. Es importante evitar fuerzas excesivas cuando se inserta el electrodo, que puede conseguirse una velocidad de inserción lenta. Porque la inserción cuidadosa de un electrodo de CI puede producir solamente muy limitado de la hipoacusia, el protocolo presentado describe una inserción repetida del electrodo, que causa una mayor y más predecible pérdida de la audición. Esta pérdida auditiva es más pronunciada en la zona de alta frecuencia, entre 16 y 32 kHz. Como el trauma de intracochlear depende de la profundidad de inserción, la morfología de la cóclea y el enfoque (cochleostomy versus inserción de ventana redonda) deben tomarse en cuenta. Inserción del electrodo de CI a través de la membrana de ventana redonda, que generalmente se realiza en implantación coclear de la preservación de audición humana, también se ha utilizado en el modelo de conejillo de Indias. 19 porque la membrana de ventana redonda se esconde en el conejillo de Indias y la inserción de electrodo a través de los resultados de la membrana de ventana redonda en un ángulo desfavorable inserción, perforar un cochleostomy conduce a los cambios de umbral de audición más predecibles. Este protocolo propone el uso de un bisturí en lugar de un taladro para la apertura de la bulla timpánica, porque esto se traduce en una exposición de reducir el ruido del oído a implantar. La evaluación histológica de los oídos interno a la reacción de cuerpo extraño al electrodo, la cantidad de células ciliadas y las células del ganglio espiral así como trauma a las estructuras como la lámina espiral ósea y las tasas de desplazamiento del electrodo se deben realizar en todos los implantan orejas, ya estos resultados facilitan la mejor comprensión de los resultados funcionales medidos. 12 , 20

Más de 500 millones de personas en todo el mundo sufren pérdida de audición. 1 alteración auditiva se ha relacionado con una mayor tasa de depresión, baja autoestima y menores sentimientos de autoestima, que conducen a la disminución de la calidad de vida. 2 mientras que los audífonos son una forma adecuada para restaurar la función sensorial en los casos de pérdida de oído moderada, la modalidad de tratamiento más eficaz para pacientes que sufren de pérdida auditiva profunda es el implante coclear (IC). Debido a los excelentes resultados con respecto a la percepción del habla, criterios de candidatura para la implantación coclear ahora también incluyen a pacientes<s>s</s> residual sustancial de la audiencia en la región de baja frecuencia, pero no se benefician de ayudas auditivas. 3 ya que estos pacientes pueden uso combinado de estimulación eléctrica y acústica en el oído implantado, preservación de la audiencia se ha convertido en un grave problema para los cirujanos de CI. Durante la implantación coclear, una matriz de electrodos se inserta en la escala timpánica de la cóclea, donde estimula eléctricamente el nervio auditivo. 4 el trauma de la inserción de electrodo supone un riesgo para la audición residual e induce fibrosis, lo cual aumenta la impedancia de electrodo y consumo de la batería del implante. Así, los modelos para el estudio de intervenciones que pueden reducir la pérdida de la audición y la fibrosis causada por la inserción del electrodo son esenciales.
El conejillo de Indias es un modelo animal adecuado y conveniente para CIs, debido a la más fácil y más reproducible acceso quirúrgico del oído interno en comparación con los Jerbos, las ratas o ratones. 5 , 6 , 7 , 8 además, el rango de audición de esta especie es relativamente comparable al oído humano. 9 especies más grandes como los gatos o monos, que han sido utilizados para abordar preguntas de investigación específicas relacionados con CIs, no representan una opción razonable para la mayoría de los estudios CI debido a consideraciones éticas y financieras. 10 , 11
En Resumen, el conejillo de Indias es un modelo confiable y relativamente económica para evaluar los efectos de las intervenciones farmacológicas en el ajuste del implante coclear.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1104px;" width="1103">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:308px;">Scale</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:519px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Oxygen insufflator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Sucker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Povidone Iodine Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Alcohol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Laryngoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Stomach tube&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fr 06, Lg 80 cm</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Surgical binocular microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">0.5 mm diamond burr</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">1 mm diamond burr</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Heating plate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Pulse oximeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Tissue glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Dental cement powder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Fluid for dental cement powder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Bipolar cautery</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Gauze compress</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Cotton bud</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Cement mixing bowl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Teflon insulated gold wire</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scalpel with blade No. 10</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scalpel with blade No. 15</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Mosquito forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Dressing forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Delicate dressing forceps 2X</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Micro forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Screw driver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Stainless steel screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>diameter: 1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Retractor</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle probe</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Spatula</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">5-0 absorbable sutures&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle 23G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle 27G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Medetomidine 1 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.36 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Midazolam g mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.2 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Fentanyl 50 &#181;g/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.036 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Ketamine 100 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Lidocaine (local anesthesia)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>4 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Atipamezole 5 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Flumazenil 0.1 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Enrofloxacin 100 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Buprenorphin&#160; 0.3 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.05 mg/kg&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Physiological Saline (at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12.5 mL/Kg (pre-surgery)</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12.5 mL/Kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Physiological Saline (at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>25 mL/kg (post-surgery)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cochlear implantation in the guinea pig

Los implantes cocleares son dispositivos altamente eficientes que pueden restablecer la audición en sujetos con hipoacusia profunda. Debido a los resultados de percepción de habla mejor, criterios de candidatura se han ampliado en las últimas décadas. Esto incluye a pacientes con audición residual substancial que beneficiarse de la estimulación eléctrica y acústica del oído mismo, que hace a la preservación de la audiencia durante la implantación coclear una cuestión importante. Impedancia del electrodo y la cuestión conexa del consumo de energía es otro campo importante de investigación, como avances en esta área podrían allanar el camino para las prótesis auditivas totalmente implantables. Para abordar estas cuestiones de manera sistemática, adecuada los modelos animales son esenciales. Por lo tanto, el objetivo de este protocolo es proporcionar un modelo animal de implantación coclear, que se puede utilizar para abordar varias preguntas de investigación. Debido a su gran bulla timpánica, que permite un fácil acceso quirúrgico del oído interno, así como su rango de audición que es relativamente similar para el rango de audición de los seres humanos, el conejillo de Indias es una especie utilizada en la investigación auditiva. Implante coclear en el conejillo de Indias se realiza vía un acercamiento retroauricular. A través de la bullostomy un cochleostomy se perfora y se introduce el electrodo del implante coclear en tympani del scala. Este electrodo puede utilizarse entonces para estimulación eléctrica, determinación de impedancia de electrodo y la medición de potenciales de acción compuestos del nervio auditivo. Además de estas aplicaciones, electrodos del implante coclear pueden también utilizarse como dispositivos de entrega de drogas, si pretende una entrega tópica de agentes farmacéuticos a las células o fluidos del oído interno.

Generalmente las heridas quirúrgicas sanan rápidamente y sin complicaciones en el modelo de conejillo de Indias y los contactos para la medición electrofisiológica postoperatoria siendo fácilmente accesibles en la cima del animal (figura 3). La figura 4 muestra la medición de pre- y postoperatorio click-CAP de un animal representativo. Inserción de electrodo resultó en un cambio del umbral de 16 decibelios (dB) (figuras 4A y 4B). Figura 4 C muestra los umbrales de tapa frecuencia específicos previos y postoperatorio del mismo animal. Los umbrales de la tapa son casi sin cambios en las frecuencias bajas, mientras que un cambio de umbral de aproximadamente 25 a 30 dB se logra en la zona de alta frecuencia, a partir de 8 kHz.
Inserción de electrodo puede causar traumatismo en el oído interno. Además del trauma operatorio agudo, la reacción de cuerpo extraño al electrodo afecta negativamente el rendimiento del implante coclear. Figura 5 muestra las cócleas de conejillos de Indias después de la inserción de CI y diversos procedimientos histológicos. En la figura 5al electrodo, que se posiciona correctamente en la rampa timpánica, quedó en situ, mientras que en la figura 5B el electrodo fue quitado antes de workup histológico. En la figura 5A casi ninguna reacción de cuerpo extraño es visible, mientras que en la figura 5B un área del tympani del scala se llena con tejido fibrótico. Figura 5 C representa la fractura de la lámina espiral ósea debido a la inserción del electrodo de CI, que también causó una pérdida de las células del ganglio espiral en este animal. Más alto que el umbral esperado cambios en algunos animales pueden explicar tales fracturas.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig1.jpg"> Figura 1 : Zona de la ventana con el alambre de oro in situ. Un asterisco señala la ventana redonda, una x gire la basal de la cóclea. El alambre de oro está marcado por una flecha. La escala de la barra 2 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig1large.jpg" target="_blank">haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig2.jpg"> Figura 2 : Cobaya implante coclear electrodos. Se inserta el electrodo con dos contactos de 4 mm. El diámetro del electrodo es cónico de 0,3 mm en la punta de 0,5 mm. líneas indican 0,5 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig2large.jpg" target="_blank">haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig3.jpg"> Figura 3 : Conejillo de Indias de aproximadamente dos semanas después de la implantación coclear. El electrodo de CI está en situ y los contactos para las mediciones electrofisiológicas son fácilmente accesibles en la cima del animal. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig4.jpg"> Figura 4 : Umbrales de tapa representativo (A) Umbral de tapa clic preoperatoria de un animal representativo. (B) postoperatorias Haz clic en el umbral de la tapa del mismo animal, exhibiendo un cambio del umbral de 16 dB. Las líneas indican 10 dB. (C) pre y postoperatorio frecuencia específica CAP umbrales. Mientras que las frecuencias bajas son casi sin cambios, puede observarse un cambio de umbral de 25-30 dB en el rango de frecuencia de 8 a 32 kHz. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig5.jpg"> Figura 5 : Posibles consecuencias locales CI de inserción del electrodo. (A) micrografía de vuelta basal de una cóclea cobaya con el electrodo de CI in situ (#) y reacción de cuerpo extraño mínima sólo. El análisis histológico se realizó utilizando una molienda y pulido de técnica después de la incrustación de resina y la coloración de Giemsa. 15 Scalebar 100 μm (B) micrografía del conducto timpánico de la basal superior gire de la cóclea con respuesta de tejido visible dejando un canal después de la eliminación del electrodo CI (#). Scalebar 100 μm (C) giro basal inferior de cóclea con lámina espiral ósea fractura (flecha negrita) y de tejidos adyacentes: (i) pérdida de las células del ganglio espiral (flecha) canal (ii) fibrosis de Rosenthal y osteoneogenesis en conducto vestibular (●) y () III) pérdida del órgano de Corti (*). Orificio de perforación para la inserción de CI (○) con osteoneogenesis adyacentes. Scalebar 500 μm. figuras 5B y 5C se tiñeron con (azul) de la hematoxilina y eosina (rojo). <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Cochlear Implantation in the Guinea Pig at JoVE.com

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

El objetivo de este protocolo es proporcionar un modelo animal de implantación coclear, que puede utilizarse para tratar una multitud de preguntas de investigación. Las aplicaciones potenciales incluyen la evaluación de las intervenciones farmacéuticas o estimulación eléctrica para efectos beneficiosos sobre los umbrales de audición o impedancias de electrodos.

Implante coclear en el conejillo de Indias

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception ...

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K vistas.  Medical University of Vienna. El objetivo de este protocolo es proporcionar un modelo animal de implantación coclear, que puede utilizarse para tratar una multitud de preguntas de investigación. Las aplicaciones potenciales incluyen la evaluación de las intervenciones farmacéuticas o estimulación eléctrica para efectos beneficiosos sobre los umbrales de audición o impedancias de electrodos.

Video: Cochlear Implantation in the Guinea Pig

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing studies are most comprehensive when carried out in vivo. There are many in vivo models available to study acute wound healing, including incisional, excisional, dead space, and burns. Dead space models are artificial, porous implants which are used to study tissue formation and the effects of substances on the wound. Some of the commonly used dead space models include polyvinyl alcohol (PVA) sponges, steel wire mesh cylinders, expanded polytetrafluoroethylene (ePTFE) material, and the Cellstick1,2.
Each dead space model has its own limitations based on its material's composition and implantation methods. The steel wire mesh cylinder model has a lag phase of infiltration after implantation and requires a long amount of time before granulation tissue formation begins1. Later stages of wound healing are best analyzed using the ePTFE model1,4. The Cellstick is a cellulose sponge inside a silicon tube model which is typically used for studying human surgery wounds and wound fluid2. The PVA sponge is limited to acute studies because with time it begins to provoke a foreign body response which causes a giant cell reaction in the animal5. Unlike other materials, PVA sponges are easy to insert and remove, made of inert and non-biodegradable materials and yet are soft enough to be sectioned for histological analysis2,5.
In wound healing the PVA sponge is very useful for analyzing granulation tissue formation, collagen deposition, wound fluid composition, and the effects of substances on the healing process1,2,5. In addition to its use in studying a wide array of attributes of wound healing, the PVA sponge has also been used in many other types of studies. It has been utilized to investigate tumor angiogenesis, drug delivery and stem cell survival and engraftment1,2,6,7. With its great alterability, prior extensive use, and reproducible results, the PVA sponge is an ideal model for many studies1,2.
Here, we will describe the preparation, implantation and retrieval of PVA sponge disks (Figure 1) in a mouse model of wound healing.

A useful tool to analyze the effects of drugs, growth factors, and/or manipulated cells in an animal model of wound repair is described. This technique utilizes the properties of a polyvinyl alcohol (PVA) sponge to deliver and contain the desired treatment and also provide a platform to be excised and analyzed.

El alcohol polivinílico esponja modelo de implantación

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

Investigación

Medicina

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

Implantación del Corazón Artificial Total SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

El implante de corazón artificial total en las cardiopatías congénitas

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices currently entering the market. In order to evaluate the safety of these devices, in preclinical studies, reliable techniques are needed. However, the hard metal components utilised in some retinal implants are not compatible with traditional histological processes, particularly in consideration for the delicate nature of the surrounding tissue. Here we describe techniques for assessing the health of the eye directly adjacent to a retinal implant secured epiretinally with a metal tack.
Retinal prostheses feature electrode arrays in contact with eye tissue. The most commonly used location for implantation is the epiretinal location (posterior chamber of the eye), where the implant is secured to the retina with a metal tack that penetrates all the layers of the eye. Previous methods have not been able to assess the proximal ocular tissue with the tack in situ, due to the inability of traditional histological techniques to cut metal objects. Consequently, it has been difficult to assess localized damage, if present, caused by tack insertion.
Therefore, we developed a technique for visualizing the tissue around a retinal tack and implant. We have modified an established technique, used for processing and visualizing hard bony tissue around a cochlear implant, for the soft delicate tissues of the eye. We orientated and embedded the fixed eye tissue, including the implant and retinal tack, in epoxy resin, to stabilise and protect the structure of the sample. Embedded samples were then ground, polished, stained, and imaged under various magnifications at incremental depths through the sample. This technique allowed the reliable assessment of eye tissue integrity and cytoarchitecture adjacent to the metal tack.

Here we describe histological techniques for visualising ocular tissue directly adjacent to a metal epiretinal tack and retinal prosthesis.

Las técnicas para Ojos Procesamiento implantados con una retina Prótesis para análisis histopatológico localizado: Parte 2 Epirretinal Implantes de retina con tachuelas

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

La evaluación de resultado primaria en un modelo porcino de infarto agudo de miocardio

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a condition that typically involves damage to or loss of the delicate mechanosensory structures of the inner ear. Sophisticated in vitro and ex vivo assays have emerged in recent years, enabling the screening of an increasing number of potentially therapeutic compounds while minimizing resources and accelerating efforts to develop cures for SNHL. Though homogenous cultures of certain cell types continue to play an important role in current research, many scientists now rely on more complex organotypic cultures of murine inner ears, also known as cochlear explants. The preservation of organized cellular structures within the inner ear facilitates the in situ evaluation of various components of the cochlear infrastructure, including inner and outer hair cells, spiral ganglion neurons, neurites, and supporting cells. Here we present the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The careful preparation of these explants facilitates the identification of mechanisms that contribute to SNHL and constitutes a valuable tool for the hearing research community.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

The goal of this protocol is to demonstrate the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The technique can be utilized as an in vitro screening tool in hearing research.

Técnica de Explante Coclear Murino Neonatal como<em&gt; In Vitro</em&gt; Herramienta de detección en la investigación de la audición

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

Implantation of hiPSC-derived Cardiac-muscle Patches after Myocardial Injury in a Guinea Pig Model

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss of relevant amounts of heart muscle mass can lead to the heart failure. Besides heart transplantation, there is no curative treatment option for the end-stage heart failure. In times of organ donor shortage, organ independent treatment modalities are needed. Left-ventricular assist devices are a promising therapy option, however, especially as destination therapy, limited by its side-effects like stroke, infections and bleedings. In recent years, several cardiac repair strategies including stem cell injection, cardiac progenitors or myocardial tissue engineering have been investigated. Recent improvements in cell biology allow for the differentiation of large amounts of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells (iPSC). One of the cardiac repair strategies currently under evaluation is to transplant artificial heart tissue. Engineered heart tissue (EHT) is a three-dimensional in vitro created cardiomyocyte network, with functional properties of native heart tissue. We have created EHT-patches from hiPSC derived cardiomyocytes. Here we present a protocol for the induction of left ventricular myocardial cryoinjury in a guinea pig, followed by implantation of hiPSC derived EHT on the left ventricular wall.

Here we present a protocol for the induction of left ventricular cryoinjury followed by the implantation of a cardiac muscle patch, derived from human iPS-cell cardiomyocytes in a guinea pig model.

Implantación de parches hiPSC derivado de músculo cardiaco después de lesión del miocardio en un modelo del conejillo de Indias

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss ...

Performing Intracochlear Electrocochleography During Cochlear Implantation

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the residual function of the cochlea. In cochlear implant candidates with residual hearing, the implant electrode can directly measure ECochG responses during the implantation process. Various authors have described the ability to monitor the inner ear function by continuous ECochG measurements during the surgery. The measurement of ECochG signals during surgery is not trivial. There are no interpretable signals in up to 20% of cases. For a successful recording, a standardized procedure is recommended to achieve the highest measurement reliability and avoid possible pitfalls. Therefore, seamless collaboration between the CI surgeon and CI technician is key. This video consists of an overview of the system setup and a stepwise procedure of performing intracochlear ECochG measurements during CI surgery. It shows the surgeon's and the CI technician's roles in the process, and how a smooth collaboration between the two is made possible.

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation. In cochlear implant (CI) candidates, such inner ear potentials can be measured directly with the implant electrodes. In this video, we systematically explain how to perform ECochG recordings during CI surgery.

Realización de electrococleografía intracoclear durante la implantación coclear

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the ...

Robotic Cochlear Implantation for Direct Cochlear Access

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of the clinical workflow for robotic cochlear implantation using a robotic system specifically developed for a minimally invasive, direct cochlear access. The clinical workflow involves experts from various disciplines and requires training to ensure a smooth and safe procedure. The protocol briefly summarizes the history of robotic cochlear implantation. The clinical sequence is explained in detail, beginning with the assessment of patient eligibility and covering surgical preparation, preoperative planning with the special planning software, drilling of the middle ear access, intraoperative imaging to confirm the trajectory, milling of the inner ear access, insertion of the electrode array, and implant management. The steps that require special attention are discussed. As an example, the postoperative outcome of robotic cochlear implantation in a patient with advanced otosclerosis is presented. Finally, the procedure is discussed in the context of the authors' experience.

Robotic cochlear implantation is a procedure for minimally invasive inner ear access. Compared to conventional surgery, robotic cochlear implantation involves additional steps that need to be carried out in the operating room. In this article we give a description of the procedure and highlight the important aspects of robotic cochlear implantation.

Implantación coclear robótica para acceso coclear directo

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of ...

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, no standard model exists for investigating the electrophysiology and histopathology in patients or animal models with a CI or for evaluating new models of electrode arrays. A large animal model with cochlea characteristics similar to those of humans may provide a research and evaluation platform for advanced and modified arrays before their use in humans. 
To this end, we established standard CI methods with Bama mini-pigs, whose inner ear anatomy is highly similar to that of humans. Arrays designed for human use were implanted into the mini pig cochlea through a round window membrane, and a surgical approach followed that was similar to that used for human CI recipients. Array insertion was followed by evoked compound action potential (ECAP) measurements to evaluate the function of the auditory nerve. This study describes the preparation of the animal, surgical steps, array insertion, and intraoperative electrophysiological measurements. 
The results indicated that the same CI used for humans could be easily implanted in mini-pigs via a standardized surgical approach and yielded similar electrophysiological outcomes as measured in human CI recipients. Mini-pigs could be a valuable animal model to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches before applying them to human beings.

Miniature pigs (mini-pigs) are an ideal large animal model for research into cochlear implants. Cochlear implantation surgery in mini-pigs can be utilized to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches in a living system similar to human beings.

El cerdo miniatura: un modelo animal grande para la investigación de implantes cocleares

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...