Gli autori vogliono ringraziare Sandra Peiritsch per la cura degli animali e Noelani Peet per scrivere in medicina. Il sostegno finanziario dal fondo austriaco di scienza (FWF grant P 24260-B19) e Austria MED-EL si ringraziano.

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati approvati dal comitato locale benessere degli animali e il Ministero federale austriaco per economia, scienza e ricerca.
1. preparare l'attrezzatura e la configurazione necessaria per chirurgia
<ol><li>Posizionare il microscopio operatorio, trapano, piastra riscaldante e pulsossimetro per consentire facile ed efficiente movimentazione durante la chirurgia. Controllare il funzionamento dei dispositivi basati sul manuale del produttore. Assicurarsi che la piastra riscaldante è impostata a 38 ° C al fine di proteggere l'animale da ipotermia durante l'intervento chirurgico.</li>
	<li>Mettere su un cappuccio e una maschera.</li>
	<li>Eseguire la disinfezione chirurgica delle mani. Lavarsi le mani accuratamente con il sapone. Asciugare le mani e quindi utilizzare un disinfettante alcolico per disinfettare le mani. Indossare guanti dopo che le mani siano asciutte.</li>
	<li>Preparare gli strumenti chirurgici sterilizzati e le attrezzature necessarie per l'impianto cocleare. Vedi la Tabella materiali per gli strumenti chirurgici e attrezzature utilizzate per l'impianto di CI di cavia in questo protocollo.</li>
	<li>Quando si intendono misure di potenziale di azione composto (CAP), preparare un pezzo di circa 3,5 cm di lunghezza del filo d'oro isolato in Teflon rimuovendo con attenzione parti dell'isolamento da entrambe le estremità usando un micro forcipe (circa 3 mm da un'estremità e 5 mm dal l'altra estremità). Preparare un secondo pezzo di filo d'oro (circa 2,5 cm) con estremità non isolata di circa 5 mm. posto i fili disposti in alcol o disinfettante.</li>
</ol>2. anestesia, farmaci e preparazione degli animali
<ol><li>Pesare l'animale. Nota: Gli animali utilizzati sono femmina Dunkin-Hartley albino cavie. Il peso degli animali usati, che sono circa 4-6 settimane di vita, varia da 300 a 400 g.</li>
	<li>Preparare gli anestetici e medicinali necessari per la chirurgia in base al peso dell'animale. Preparare 0,72 mL della miscela anestetica, consistente di ketamina 0,06 mL (100 mg/mL), medetomidina 0,18 mL (1 mg/mL), 0,12 mL di midazolam (5 mg/mL) e 0,36 mL di fentanyl (50 µ g/mL) per la chirurgia su una cavia di 400g. Vedere la tabella 1 per dosi basata sul peso degli anestetici.</li>
	<li>Iniettare la miscela di ketamina, medetomidina, midazolam e fentanil per via sottocutanea per il cuscinetto di grasso nel collo dell'animale usando un ago 27G. Vedere tabella 1 per peso base dosi degli anestetici. Coprire la gabbia e lasciare l'animale in un posto tranquillo per 10 min prima di procedere.</li>
	<li>Lubrificare gli occhi dell'animale e mantenerli lubrificati durante l'intera procedura. Radere la testa dell'animale, concentrandosi sulla regione retroauricular per consentire un sufficiente accesso chirurgico alla bulla.</li>
	<li>Posizionare l'animale sulla piastra di riscaldamento in posizione prona e assicurarsi che l'animale non è a diretto contatto con la piastra di riscaldamento per evitare ustioni termiche. Posizionare la sonda dell'ossimetro di impulso su un piede dell'animale. Quindi aprire con cautela la bocca dell'animale con un laringoscopio piccolo e pulito che l'intera cavità orale dal cibo riposa utilizzando un pollone.</li>
	<li>Tenere la bocca dell'animale aperto con il laringoscopio. Inserire con cura un tubo di stomaco nell'esofago dell'animale e spingere lentamente in direzione dello stomaco fino a quando si avverte una resistenza.<ol>
<li>Monitorare l'O2-saturazione dell'animale per assicurarsi che il tubo di stomaco non è nella trachea. Rimuovere il tubo di stomaco se c'è una diminuzione nella saturazione di O2 e riprovare dopo che l'animale è completamente ossigenato.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Iniettare una miscela di soluzione fisiologica, glucosata al 5% ed enrofloxacina il cuscinetto di grasso nel collo dell'animale usando un ago di 23 G.</li>
	<li>Utilizzare disinfettante alcolico per disinfettare le mani nuovamente. Indossare guanti puliti nuovi.</li>
	<li>Preparare il campo operatorio con alternanza di scrub di povidone iodio e 70% di etanolo e coprire l'animale. Uso autoadesivi tende o asciugamano morsetti per assicurarsi che solo il campo chirurgico rimane scoperto durante la procedura.</li>
	<li>Per via sottocutanea iniettare 0,1 mL di soluzione di lidocaina 2% nell'area dell'incisione pianificata per l'anestesia locale sufficiente e posizionare l'animale lateralmente.</li>
	<li>Ri-dosare l'animale con ¼ della dose iniziale della miscela anestetica ogni 30 min dopo la prima iniezione per mantenere l'anestesia sufficiente.</li>
</ol>3. cocleare
<ol><li>Eseguire un'incisione di circa 2-3 cm della pelle 3-5 mm posteriore a pinna usando un bisturi. Utilizzare cauterio bipolare quando necessario ridurre al minimo il sanguinamento. Nota: Profondità anestetica dovrebbe essere confermata dalla mancanza di recesso pedale prima la prima incisione. Questo test deve essere ripetuto ogni 15-20 minuti per controllare la profondità anestetica durante tutta la procedura.</li>
	<li>Tagliare con cura i muscoli nella zona retroauricular dopo palpating la bulla uditiva usando un bisturi 15 o forbici chirurgiche. Nota: Palpare la bulla uditiva come una protuberanza sotto i muscoli.</li>
	<li>Sezionare i muscoli dal bulla spingendo delicatamente da parte utilizzando un raspatory o un batuffolo di cotone. Utilizzare un riavvolgitore per esporre l'intera lunghezza dell'incisione e hanno libero accesso a bulla.</li>
	<li>Utilizzare la punta di un bisturi 15 per un foro nel bulla. Ruotare delicatamente il bisturi, fino a quando l'osso è perforato per consentire l'ispezione di strutture dell'orecchio medio.</li>
	<li>Ingrandire il bullostomy come necessaria per assicurarsi che il giro basale della coclea e la nicchia della finestra rotonda possa essere visualizzata in modo adeguato. Posizionare la testa dell'animale in posizione flessa per poter accedere a queste strutture. Coprire l'area di bullostomy con un piccolo pezzo di un impacco per impedire l'esecuzione all'orecchio medio di sangue e liquido extracellulare. Nota: La posizione flessa della testa può ostruire le vie respiratorie dell'animale. Di conseguenza, la saturazione di ossigeno dell'animale deve essere controllato frequentemente.</li>
	<li>Posizionare l'animale in posizione prona. Esporre il vertice dell'animale eseguendo un'incisione rettangolare e togliendo la pelle. Sezionare il periostio e pulire l'osso da qualsiasi altro tipo di tessuto o di sangue usando un bisturi.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, terminare la preparazione del teflon isolati 3,5 cm oro filo formando un piccolo gancio con un forcipe micro all'estremità del filo, che è stato non isolato per 3 mm.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, Guida alla fine del filo d'oro, che è stato non isolata per 5 mm, per via sottocutanea al vertice attraverso un catetere venoso periferico di 18 G utilizzando un micro forcipe. Utilizzare un altro micro forcipe con l'altra mano per guidare l'uncino estremità del filo con attenzione all'orecchio medio.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, flettere la testa dell'animale per visualizzare l'area della nicchia finestra rotonda attraverso la bullostomy. Usare l'altra mano per agganciare il filo d'oro per la protuberanza ossuta della nicchia finestra rotonda utilizzando un micro forcipe.</li>
	<li>Mantenere leggera tensione presso il filo d'oro e fissarlo sull'orlo cranica della bullostomy con 10-15 µ l di colla tessuto utilizzando una siringa da 1 mL con ago 27G. Evitare lo spostamento di colla nell'orecchio centrale. Vedere la Figura 1 per ottenere un'immagine intraoperatoria della zona finestra rotonda con il filo d'oro in situ.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, collegare l'estremità non isolata del filo d'oro per l'attrezzatura utilizzata per misurare i potenziali uditivi ed eseguire misurazioni di base CAP. Vedere Honeder et al., 2016, per una descrizione dettagliata delle misure CAP ordinariamente effettuate nel nostro laboratorio. 12
</li>
	<li>Posizionare l'animale in posizione prona. Praticare 2 fori 1 mm in avanti facendo la sutura di lambda utilizzando una bava di 1 mm senza causare danni al dura. Impianto 2 viti in acciaio inox 2mm nel cranio. Nota: Le viti servono come punti di fissaggio per il connettore dell'elettrodo. Adattare la distanza tra le viti rispetto alla dimensione del connettore.</li>
	<li>Utilizzare un catetere venoso periferico di 18 G per guidare l'elettrodo dal connettore di bulla in uno strato di tessuto più vicino il cranio come possibile.</li>
	<li>Mescolare la polvere di cemento dentale con il fluido per polvere di cemento dentale con una spatola secondo il manuale del produttore.</li>
	<li>Posto 0.5 - 0.7 mL di cemento dentale semifluido tra le viti utilizzando una spatola. Posizionare il connettore dell'elettrodo tra le viti.</li>
	<li>Mantenere il connettore in posizione fino a quando il cemento dentale è indurito. Assicurarsi che le viti sono incassate dal cemento per consentire la fissazione stabile del connettore.</li>
	<li>Posizionare l'animale lateralmente. Trapano con attenzione il cochleostomy 1 mm dalla nicchia finestra rotonda utilizzando una sfera diamantata 0,5 mm a una velocità di rotazione di 5000 giri al minuto.</li>
	<li>Inserire con cautela l'elettrodo al tympani di scala ad una profondità di 4 mm. Ritirare l'elettrodo e ripetere l'inserimento. Vedere la Figura 2 per l'elettrodo utilizzato per l'impianto cocleare cavia.</li>
	<li>Utilizzando un ago dritto, sigillare la zona cochleostomy con un piccolo pezzo di muscolo. Difficoltà l'elettrodo sull'orlo cranica della bullostomy con 10 µ l di colla tessuto utilizzando una siringa da 1 mL con ago 27G.</li>
	<li>Preparare il cemento dentale come accennato in 3.14. Chiudere accuratamente il bullostomy con circa 0,3 mL di cemento dentale utilizzando una spatola. Chiudere l'incisione retroauricular utilizzando suture assorbibili 5-0.</li>
	<li>Ruotare l'animale nella posizione incline.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, afferrare il bordo posteriore dell'incisione rettangolare al vertice dell'animale utilizzando un tessuto forcipe. Utilizzare una forbice con l'altra mano per fare un tunnel sottocutaneo di circa 2 cm di lunghezza del collo dell'animale.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, impiantare il filo 2,5 cm oro per via sottocutanea nel collo dell'animale utilizzando una pinza. Saldare l'estremità più corta non isolata al designato pin del connettore sul vertice dell'animale.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, saldare l'elettrodo di nicchia della finestra rotonda (filo d'oro) per il pin del connettore sul vertice dell'animale.</li>
	<li>Applicare una quantità aggiuntiva di cemento dentale nella parte superiore del connettore per coprire integralmente i perni isolati e l'elettrodo.</li>
	<li>Quando si intendono misure CAP, eseguire misurazioni postoperatorie secondo il protocollo di ricerca.</li>
</ol>4. postoperatoria
<ol><li>Applicare atipamezolo e flumazenil per via sottocutanea dopo la chirurgia e le misurazioni per antagonizzare l'anestesia.</li>
	<li>Applicare la soluzione fisiologica come sostituzione fluido per sostenere il recupero dell'animale dalla chirurgia.</li>
	<li>Metti l'animale sotto una lampada di riscaldamento finché ha recuperato pienamente dall'anestesia e inizia a muoversi all'interno della gabbia.<ol>
<li>Prevenire l'ipertermia o masterizzare inserendo la lampada di riscaldamento di circa 50 cm per l'animale. Assicurarsi che la temperatura del corpo dell'animale è sempre compresa tra 37,5 ° C e 39 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Controllare l'animale per sintomi di lesioni vestibolari come nistagmo, un cerchietto o ribaltamento. 13 , 14
</li>
	<li>Applicare buprenorfina per analgesia due volte al giorno per due ulteriori giorni dopo l'intervento. Nota: Prima della prima applicazione di buprenorfina post-chirurgia assicurarsi che l'animale ha completamente recuperato e ha respirazione stabile. Applicazione di questo farmaco mentre l'animale è ancora sotto anestesia può portare a depressione respiratoria.</li>
	<li>Pesare l'animale durante il primo post-ambulatorio 3 giorni per rilevare la perdita di peso possibile come un marker surrogato di afflizione durante questo tempo. Nota: Perdita di peso di circa il 10% durante il primo post-ambulatorio 3 giorni può essere previsto e dovrebbe essere considerato comune. Questa perdita di peso è temporanea e recupererà entro pochi giorni.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Stevens, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+and+regional+hearing+impairment+prevalence:+an+analysis+of+42+studies+in+29+countries.">Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries.</a> Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).</li><li>Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+hearing+loss+on+the+quality+of+life+of+elderly+adults.">The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults.</a> Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).</li><li>Arnoldner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electric+acoustic+stimulation+in+patients+with+postlingual+severe+high-frequency+hearing+loss:+clinical+experience.">Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience.</a> Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).</li><li>Kral, A., O'Donoghue, G. 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I titolari di assegno di ricerca da MED-EL Austria Christoph Arnoldner e Clemens Honeder. Gli elettrodi utilizzati in questa pubblicazione sono stati forniti da MED-EL Austria. Gli autori restanti non hanno nulla a rivelare.

Il protocollo presentato descrive come eseguire l'impianto cocleare nel modello di cavia. Questo protocollo può essere usato per valutare diversi interventi per i loro effetti sul residuo uditivo e reazione da corpo estraneo all'elettrodo di CI. Alcune precauzioni dovrebbero adottare per conseguire un'elevata riproducibilità e accuratezza degli esperimenti.
Le soglie uditive della linea di base di tutte le cavie devono essere misurate preoperatively usando ad esempio le risposte uditive del tronco cerebrale. Alcune delle cavie disponibili in commercio presentano una perdita uditiva rilevanti e pertanto non devono essere inclusi nel gruppo sperimentale. A seconda della lunghezza della chirurgia e protocollo che questa valutazione può essere eseguita sia immediatamente prima della chirurgia o pochi giorni prima l'impianto cocleare, dando l'animale tempo sufficiente per recuperare dall'anestesia.
Quando eseguire l'intervento in anestesia generale in un spontaneamente respirazione animale, la velocità è importante. Pertanto, meticolosa preparazione prima dell'intervento chirurgico è essenziale, così come la scelta del protocollo anestetico. L'uso di ketamina, medetomidina, midazolam e fentanil in combinazione con i risultati di anestesia locale in un sufficiente anestesia e analgesia, mentre allo stesso tempo l'animale continua a respirare spontaneamente. Rispetto all'uso di ketamina e xilazina spesso descritto, questo regime si traduce in migliore analgesia e perioperatoria ridotta morbilità e mortalità. È importante avere tutti gli strumenti e i farmaci (tra cui un booster degli anestetici) prontamente disponibile prima di mettere l'animale a dormire.
A causa di cambiamenti di posizione degli animali durante l'intervento chirurgico (cambiando da posizione prona a posizione laterale e posteriore), esiste un rischio di aspirazione dello stomaco contenuto ai polmoni. Per questo motivo, il protocollo comprende anche l'applicazione di un tubo di stomaco, che è un modo facile e veloce per proteggere l'animale dall'aspirazione e ridurre la mortalità perioperatoria.
Per mantenere la sterilità durante il ri-posizionamento, le zone dove l'animale è toccato c'è bisogno di essere coperti da teli sterili, guanti devono essere modificate successivamente o ri-posizionamento deve essere fatto da un altro individuo che non è sterile.
O2-monitoraggio saturazione è inoltre di estrema importanza durante l'intervento chirurgico. Il posizionamento della testa necessaria per la visualizzazione del promontorio e nicchia della finestra rotonda può causare un'ostruzione delle vie respiratorie, che possono essere maneggiate facilmente quando identificato abbastanza presto.
Di solito gli animali perdono una grande quantità di fluidi corporei (es. sangue, fluido extra cellulare, urina) durante l'intervento chirurgico. Di conseguenza, il protocollo di sostituzione fluido introdotto in questo manoscritto rappresenta un metodo ben tollerato per stabilizzare l'emodinamica degli animali e sostiene il loro veloce recupero dall'anestesia.
Al fine di evitare errori quando si eseguono misurazioni audiometrical, è consigliabile connettersi lo stesso pin del connettore a un elettrodo specifico durante ogni intervento chirurgico.
Una limitazione di questo metodo è la variabilità relativamente elevate spostamenti della soglia uditiva postoperatoria, che spesso non correlano bene con la percezione del chirurgo. Anche se questa variabilità nei risultati è simile la situazione in umana CI destinatari con residuo uditivo, esso completamente non è capito quali sono le cause di risultati variabili. 16 , 17 , 18 In generale, la variabilità diminuisce con il tempo e l'esperienza del chirurgo. È importante evitare forze eccessive durante l'inserimento dell'elettrodo, che può essere raggiunto con una velocità lento inserimento. Perché l'inserimento accurato di un elettrodo CI può provocare solo perdita di udito molto limitato, il protocollo presentato descrive un ripetuto inserimento dell'elettrodo, che provoca un più alto e più prevedibile perdita dell'udito. Questa perdita dell'udito è più pronunciata nella zona ad alta frequenza, tra 16 e 32 kHz. Poiché il trauma intracochlear dipende la profondità di inserimento, la morfologia della coclea e l'approccio (cochleostomy contro inserimento finestra rotonda) devono essere presi in considerazione. Inserimento dell'elettrodo attraverso la membrana della finestra rotonda, di solito eseguita in impianto cocleare di conservazione dell'udito umano, CI è stato utilizzato anche nel modello di cavia. 19 perché la membrana della finestra rotonda è nascosto nella cavia e inserimento dell'elettrodo attraverso i risultati di membrana rotonda della finestra in un angolo di inserimento sfavorevole, un cochleostomy di perforazione porta a spostamenti più prevedibili della soglia dell'udito. Questo protocollo propone l'uso di un bisturi invece di un trapano per l'apertura della bulla timpanica, perché ciò si traduce in un'esposizione di riduzione del rumore dell'orecchio per essere impiantati. Una valutazione istologica delle orecchie inner affrontare la reazione da corpo estraneo all'elettrodo, la quantità di cellule ciliate e cellule del ganglio spirale nonché di trauma alle strutture come la lamina a spirale osseous e tassi di traslocazione elettrodo devono essere eseguiti in tutto impiantato le orecchie, come questi risultati facilitano la migliore comprensione dei risultati funzionali misurati. 12 , 20

Più di 500 milioni di persone nel mondo soffrono di perdita dell'udito. 1 . Impaired udienza è stato collegato ad un più alto tasso di depressione, bassa autostima e inferiori sentimenti di autostima, che portano al peggioramento della qualità della vita tutte. 2 mentre apparecchi acustici sono un modo adeguato per ripristinare la funzione sensitiva nei casi di moderata perdita dell'udito, la modalità di trattamento più efficace per i pazienti affetti da ipoacusia profonda è l'impianto cocleare (IC). Dovuto i risultati eccellenti per quanto riguarda la percezione del linguaggio, criteri di candidatura per l'impianto cocleare ora inoltre includono i pazienti di<s>s</s> che hanno notevole residuo dell'udito della regione di bassa frequenza, ma non beneficiano di apparecchi acustici. 3 dal momento che questi pazienti possono uso combinato di stimolazione elettrica e acustica nell'orecchio impiantato, preservazione dell'udito è diventata una questione importante per i chirurghi CI. Durante l'impianto cocleare, un array di elettrodi viene inserito nel tympani di scala della coclea, dove stimola elettricamente il nervo uditivo. 4 il trauma di inserimento elettrodo pone un rischio per l'udito residuo e induce la fibrosi, che aumenta le impedenze elettrodo e consumo della batteria dell'impianto. Così, modelli per lo studio di interventi farmaceutici che possono ridurre la perdita della capacità uditiva e la fibrosi causata tramite l'inserzione dell'elettrodo sono essenziali.
La cavia è un modello animale adatto e conveniente per il CIs, a causa del più facile e più riproducibile accesso chirurgico all'orecchio interno rispetto ai gerbilli, ratti o topi. 5 , 6 , 7 , 8 inoltre, la gamma di udienza di questa specie è relativamente paragonabile per l'udito umano. 9 le specie più grandi come gatti o scimmie, che sono stati utilizzati per indirizzo ricerche specifiche domande relative al CIs, non rappresentano una scelta ragionevole per la maggior parte CI studi per motivi sia etici che finanziarie. 10 , 11
In sintesi, la cavia è un modello affidabile e relativamente conveniente per valutare gli effetti degli interventi farmacologici nella regolazione dell'impianto cocleare.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1104px;" width="1103">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:308px;">Scale</td>
			<td style="width:155px;"></td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:519px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Oxygen insufflator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Shaver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Sucker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Povidone Iodine Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Alcohol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Laryngoscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Stomach tube&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Fr 06, Lg 80 cm</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Surgical binocular microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">0.5 mm diamond burr</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">1 mm diamond burr</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Heating plate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Pulse oximeter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Tissue glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Dental cement powder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Fluid for dental cement powder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Bipolar cautery</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Gauze compress</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Cotton bud</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Cement mixing bowl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Teflon insulated gold wire</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scalpel with blade No. 10</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scalpel with blade No. 15</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Mosquito forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Dressing forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Tissue forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Delicate dressing forceps 2X</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Micro forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Screw driver</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Stainless steel screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>diameter: 1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Retractor</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle probe</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Spatula</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">5-0 absorbable sutures&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle 23G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Needle 27G</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Medetomidine 1 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.36 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Midazolam g mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1.2 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Fentanyl 50 &#181;g/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.036 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Ketamine 100 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Lidocaine (local anesthesia)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>4 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Atipamezole 5 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Flumazenil 0.1 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.1 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Enrofloxacin 100 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Buprenorphin&#160; 0.3 mg/mL</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0.05 mg/kg&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Physiological Saline (at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12.5 mL/Kg (pre-surgery)</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>12.5 mL/Kg</td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;">Physiological Saline (at body temperature)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>25 mL/kg (post-surgery)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cochlear implantation in the guinea pig

Gli impianti cocleari sono dispositivi altamente efficiente che possono ripristinare l'udito in soggetti con ipoacusia profonda. A causa dei risultati di percezione vocale migliorata, criteri di candidatura sono stati ampliati nel corso degli ultimi decenni. Questo include i pazienti con udito residuo sostanza che beneficiano di stimolazione elettrica e acustica dell'orecchio stesso, che rende la preservazione dell'udito durante l'impianto cocleare una questione importante. Impedenze elettrodo e il problema correlato del consumo di energia è un altro campo di ricerca più importanti, come i progressi in questo settore potrebbero spianare la strada per la protesi acustica completamente impiantabile. Per risolvere questi problemi in modo sistematico, modelli animali adeguate sono essenziali. Pertanto, l'obiettivo del presente protocollo è quello di fornire un modello animale di impianto cocleare, che può essere utilizzato per affrontare varie domande di ricerca. A causa della sua grande bulla timpanica, che permette un facile accesso chirurgico all'orecchio interno, come pure la sua gamma di udienza che è relativamente simile all'intervallo di udienza degli esseri umani, la cavia è una specie comunemente utilizzate nella ricerca uditiva. L'impianto cocleare nella cavia è realizzato tramite un approccio retroauricular. Attraverso la bullostomy un cochleostomy è forato e l'elettrodo di impianto cocleare è inserito nel tympani di scala. Questo elettrodo può essere utilizzato quindi per stimolazione elettrica, determinazione delle impedenze elettrodo e la misura dei potenziali d'azione composti del nervo uditivo. Oltre a queste applicazioni, impianto cocleare elettrodi utilizzabile anche come dispositivi di somministrazione del farmaco, se una consegna d'attualità degli agenti farmaceutici alle cellule o fluidi dell'orecchio interno sono destinati.

Di solito le ferite chirurgiche guariscono velocemente e senza complicazioni nel modello cavia e i contatti per misurazioni elettrofisiologiche postoperatorie rimangono facilmente accessibili al vertice dell'animale (Figura 3). Figura 4 Mostra la misurazione di pre- e postoperatoria clic-CAP di un animale rappresentativo. Inserimento dell'elettrodo ha provocato uno spostamento della soglia di 16 decibel (dB) (figure 4A e 4B). Figura 4 C illustra le soglie di CAP di frequenza specifico pre- e postoperatorie dell'animale stesso. Soglie di CAP sono pressoché invariate nelle basse frequenze, mentre uno spostamento della soglia di circa 25-30 dB si ottiene nella zona ad alta frequenza, a partire da 8 kHz.
Inserimento dell'elettrodo può causare il trauma all'orecchio interno. Oltre il trauma chirurgico acuto, la reazione da corpo estraneo all'elettrodo influisce negativamente sulle prestazioni di impianto cocleare. Figura 5 viene illustrato le coclee di cavie dopo inserimento di CI e procedure istologiche differenti. In Figura 5 all'elettrodo, che è posizionato correttamente nel tympani di scala, è stato lasciato in situ, mentre in Figura 5B l'elettrodo è stato rimosso prima di workup istologico. Nella Figura 5A quasi nessuna reazione da corpo estraneo è visibile, mentre nella Figura 5B una vasta area di tympani di scala è riempito di tessuto fibrotico. Figura 5 C raffigura la frattura della lamina a spirale osseous a causa di inserimento dell'elettrodo di CI, che inoltre hanno causato una perdita di cellule del ganglio spirale in questo animale. Tali fratture possono spiegare più in alto rispetto gli spostamenti della soglia previsto in alcuni animali.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig1.jpg"> Figura 1 : Turno area finestra con filo d'oro in situ. Un asterisco contrassegna la finestra rotonda, una x girare il basale della coclea. Il filo d'oro è contrassegnato da una freccia. Scala bar 2 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig1large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig2.jpg"> Figura 2 : Cavia impianto cocleare elettrodo. L'elettrodo con due contatti viene inserito per 4 mm. Il diametro dell'elettrodo è affusolato da 0,3 mm all'estremità a 0,5 mm. linee indicano 0,5 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig2large.jpg" target="_blank">per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig3.jpg"> Figura 3 : Cavia circa due settimane dopo l'impianto cocleare. L'elettrodo CI è in situ e i contatti per misurazioni elettrofisiologiche sono facilmente accessibili al vertice dell'animale. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig4.jpg"> Figura 4 : Soglie rappresentante CAP (A) Soglia di CAP clicca preoperative di un animale rappresentativo. (B) postoperatorio clicca soglia CAP dello stesso animale, esibendo uno spostamento della soglia di 16 dB. Le linee indicano 10 dB. (C) pre- e postoperatorie soglie di CAP frequenza specifiche. Mentre le basse frequenze sono quasi invariate, si può osservare uno spostamento della soglia di 25-30 dB nella gamma di frequenza da 8 a 32 kHz. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig4large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig5.jpg"> Figura 5 : Locale potenziali conseguenze dell'inserimento dell'elettrodo CI. (A) micrografo di giro basale di una coclea della cavia con la CI elettrodo in situ (#) e solo reazione da corpo estraneo minimal. L'analisi istologica è stata effettuata utilizzando una rettifica e lucidatura tecnica dopo l'incorporamento di resina e colorazione Giemsa. 15 barra della scala 100 µm (B) Micrografo del dotto timpanico della tomaia basale girare della coclea con risposta del tessuto visibile lasciando un canale dopo la rimozione dell'elettrodo CI (#). Barra della scala 100 µm (C) inferiore giro basale della coclea con lamina a spirale osseous fratturato (grassetto freccia) e risposta del tessuto adiacente: (i) perdita di cellule del ganglio spirale (freccia) canal (ii) fibrosi di Rosenthal e osteoneogenesis in dotto vestibolare (●) e ( III) perdita dell'organo del Corti (*). Foratura-foro per l'inserimento di CI (○) con osteoneogenesis adiacente. Barra della scala 500 µm. figure 5B e 5C erano macchiati con ematossilina (blu) & eosina (rossi). <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Cochlear Implantation in the Guinea Pig at JoVE.com

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

L'obiettivo del presente protocollo è quello di fornire un modello animale di impianto cocleare, che può essere utilizzato per affrontare una moltitudine di domande di ricerca. Le applicazioni potenziali includono la valutazione degli interventi farmaceutici o stimolazione elettrica per effetti benefici sulle soglie uditive o impedenze elettrodo.

Impianto cocleare nella cavia

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception ...

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Views.  Medical University of Vienna. L'obiettivo del presente protocollo è quello di fornire un modello animale di impianto cocleare, che può essere utilizzato per affrontare una moltitudine di domande di ricerca. Le applicazioni potenziali includono la valutazione degli interventi farmaceutici o stimolazione elettrica per effetti benefici sulle soglie uditive o impedenze elettrodo.

Video: Cochlear Implantation in the Guinea Pig

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing studies are most comprehensive when carried out in vivo. There are many in vivo models available to study acute wound healing, including incisional, excisional, dead space, and burns. Dead space models are artificial, porous implants which are used to study tissue formation and the effects of substances on the wound. Some of the commonly used dead space models include polyvinyl alcohol (PVA) sponges, steel wire mesh cylinders, expanded polytetrafluoroethylene (ePTFE) material, and the Cellstick1,2.
Each dead space model has its own limitations based on its material's composition and implantation methods. The steel wire mesh cylinder model has a lag phase of infiltration after implantation and requires a long amount of time before granulation tissue formation begins1. Later stages of wound healing are best analyzed using the ePTFE model1,4. The Cellstick is a cellulose sponge inside a silicon tube model which is typically used for studying human surgery wounds and wound fluid2. The PVA sponge is limited to acute studies because with time it begins to provoke a foreign body response which causes a giant cell reaction in the animal5. Unlike other materials, PVA sponges are easy to insert and remove, made of inert and non-biodegradable materials and yet are soft enough to be sectioned for histological analysis2,5.
In wound healing the PVA sponge is very useful for analyzing granulation tissue formation, collagen deposition, wound fluid composition, and the effects of substances on the healing process1,2,5. In addition to its use in studying a wide array of attributes of wound healing, the PVA sponge has also been used in many other types of studies. It has been utilized to investigate tumor angiogenesis, drug delivery and stem cell survival and engraftment1,2,6,7. With its great alterability, prior extensive use, and reproducible results, the PVA sponge is an ideal model for many studies1,2.
Here, we will describe the preparation, implantation and retrieval of PVA sponge disks (Figure 1) in a mouse model of wound healing.

A useful tool to analyze the effects of drugs, growth factors, and/or manipulated cells in an animal model of wound repair is described. This technique utilizes the properties of a polyvinyl alcohol (PVA) sponge to deliver and contain the desired treatment and also provide a platform to be excised and analyzed.

L&#39;alcool polivinilico Sponge impianto modello

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

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Medicina

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

L&#39;impianto di Cuore Artificiale Totale SynCardia

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

L&#39;impianto di Cuore Artificiale Totale nelle cardiopatie congenite

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Techniques for Processing Eyes Implanted with a Retinal Prosthesis for Localized Histopathological Analysis: Part 2 Epiretinal Implants with Retinal Tacks

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices currently entering the market. In order to evaluate the safety of these devices, in preclinical studies, reliable techniques are needed. However, the hard metal components utilised in some retinal implants are not compatible with traditional histological processes, particularly in consideration for the delicate nature of the surrounding tissue. Here we describe techniques for assessing the health of the eye directly adjacent to a retinal implant secured epiretinally with a metal tack.
Retinal prostheses feature electrode arrays in contact with eye tissue. The most commonly used location for implantation is the epiretinal location (posterior chamber of the eye), where the implant is secured to the retina with a metal tack that penetrates all the layers of the eye. Previous methods have not been able to assess the proximal ocular tissue with the tack in situ, due to the inability of traditional histological techniques to cut metal objects. Consequently, it has been difficult to assess localized damage, if present, caused by tack insertion.
Therefore, we developed a technique for visualizing the tissue around a retinal tack and implant. We have modified an established technique, used for processing and visualizing hard bony tissue around a cochlear implant, for the soft delicate tissues of the eye. We orientated and embedded the fixed eye tissue, including the implant and retinal tack, in epoxy resin, to stabilise and protect the structure of the sample. Embedded samples were then ground, polished, stained, and imaged under various magnifications at incremental depths through the sample. This technique allowed the reliable assessment of eye tissue integrity and cytoarchitecture adjacent to the metal tack.

Here we describe histological techniques for visualising ocular tissue directly adjacent to a metal epiretinal tack and retinal prosthesis.

Tecniche di lavorazione occhi impiantati con una retina Protesi per Localized istopatologico Analysis: Part 2 epiretinica impianti con retina aderenze

Retinal prostheses for the treatment of certain forms of blindness are gaining traction in clinical trials around the world with commercial devices ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

La valutazione dell&#39;outcome primario in un modello suino di infarto miocardico acuto

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a condition that typically involves damage to or loss of the delicate mechanosensory structures of the inner ear. Sophisticated in vitro and ex vivo assays have emerged in recent years, enabling the screening of an increasing number of potentially therapeutic compounds while minimizing resources and accelerating efforts to develop cures for SNHL. Though homogenous cultures of certain cell types continue to play an important role in current research, many scientists now rely on more complex organotypic cultures of murine inner ears, also known as cochlear explants. The preservation of organized cellular structures within the inner ear facilitates the in situ evaluation of various components of the cochlear infrastructure, including inner and outer hair cells, spiral ganglion neurons, neurites, and supporting cells. Here we present the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The careful preparation of these explants facilitates the identification of mechanisms that contribute to SNHL and constitutes a valuable tool for the hearing research community.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

The goal of this protocol is to demonstrate the preparation, culture, treatment, and immunostaining of neonatal murine cochlear explants. The technique can be utilized as an in vitro screening tool in hearing research.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un<em&gt; In vitro</em&gt; Strumento di screening nella ricerca acustica

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

Implantation of hiPSC-derived Cardiac-muscle Patches after Myocardial Injury in a Guinea Pig Model

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss of relevant amounts of heart muscle mass can lead to the heart failure. Besides heart transplantation, there is no curative treatment option for the end-stage heart failure. In times of organ donor shortage, organ independent treatment modalities are needed. Left-ventricular assist devices are a promising therapy option, however, especially as destination therapy, limited by its side-effects like stroke, infections and bleedings. In recent years, several cardiac repair strategies including stem cell injection, cardiac progenitors or myocardial tissue engineering have been investigated. Recent improvements in cell biology allow for the differentiation of large amounts of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells (iPSC). One of the cardiac repair strategies currently under evaluation is to transplant artificial heart tissue. Engineered heart tissue (EHT) is a three-dimensional in vitro created cardiomyocyte network, with functional properties of native heart tissue. We have created EHT-patches from hiPSC derived cardiomyocytes. Here we present a protocol for the induction of left ventricular myocardial cryoinjury in a guinea pig, followed by implantation of hiPSC derived EHT on the left ventricular wall.

Here we present a protocol for the induction of left ventricular cryoinjury followed by the implantation of a cardiac muscle patch, derived from human iPS-cell cardiomyocytes in a guinea pig model.

Impianto di hiPSC-derivato del muscolo cardiaco patch dopo lesione del miocardio in un modello della cavia

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss ...

Performing Intracochlear Electrocochleography During Cochlear Implantation

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the residual function of the cochlea. In cochlear implant candidates with residual hearing, the implant electrode can directly measure ECochG responses during the implantation process. Various authors have described the ability to monitor the inner ear function by continuous ECochG measurements during the surgery. The measurement of ECochG signals during surgery is not trivial. There are no interpretable signals in up to 20% of cases. For a successful recording, a standardized procedure is recommended to achieve the highest measurement reliability and avoid possible pitfalls. Therefore, seamless collaboration between the CI surgeon and CI technician is key. This video consists of an overview of the system setup and a stepwise procedure of performing intracochlear ECochG measurements during CI surgery. It shows the surgeon's and the CI technician's roles in the process, and how a smooth collaboration between the two is made possible.

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation. In cochlear implant (CI) candidates, such inner ear potentials can be measured directly with the implant electrodes. In this video, we systematically explain how to perform ECochG recordings during CI surgery.

Esecuzione dell'elettrococleografia intraccleale durante l'impianto cocleare

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the ...

Robotic Cochlear Implantation for Direct Cochlear Access

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of the clinical workflow for robotic cochlear implantation using a robotic system specifically developed for a minimally invasive, direct cochlear access. The clinical workflow involves experts from various disciplines and requires training to ensure a smooth and safe procedure. The protocol briefly summarizes the history of robotic cochlear implantation. The clinical sequence is explained in detail, beginning with the assessment of patient eligibility and covering surgical preparation, preoperative planning with the special planning software, drilling of the middle ear access, intraoperative imaging to confirm the trajectory, milling of the inner ear access, insertion of the electrode array, and implant management. The steps that require special attention are discussed. As an example, the postoperative outcome of robotic cochlear implantation in a patient with advanced otosclerosis is presented. Finally, the procedure is discussed in the context of the authors' experience.

Robotic cochlear implantation is a procedure for minimally invasive inner ear access. Compared to conventional surgery, robotic cochlear implantation involves additional steps that need to be carried out in the operating room. In this article we give a description of the procedure and highlight the important aspects of robotic cochlear implantation.

Impianto cocleare robotizzato per l'accesso cocleare diretto

Robot-assisted systems offer great potential for gentler and more precise cochlear implantation. In this article, we provide a comprehensive overview of ...

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, no standard model exists for investigating the electrophysiology and histopathology in patients or animal models with a CI or for evaluating new models of electrode arrays. A large animal model with cochlea characteristics similar to those of humans may provide a research and evaluation platform for advanced and modified arrays before their use in humans. 
To this end, we established standard CI methods with Bama mini-pigs, whose inner ear anatomy is highly similar to that of humans. Arrays designed for human use were implanted into the mini pig cochlea through a round window membrane, and a surgical approach followed that was similar to that used for human CI recipients. Array insertion was followed by evoked compound action potential (ECAP) measurements to evaluate the function of the auditory nerve. This study describes the preparation of the animal, surgical steps, array insertion, and intraoperative electrophysiological measurements. 
The results indicated that the same CI used for humans could be easily implanted in mini-pigs via a standardized surgical approach and yielded similar electrophysiological outcomes as measured in human CI recipients. Mini-pigs could be a valuable animal model to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches before applying them to human beings.

Miniature pigs (mini-pigs) are an ideal large animal model for research into cochlear implants. Cochlear implantation surgery in mini-pigs can be utilized to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches in a living system similar to human beings.

Il maiale in miniatura: un grande modello animale per la ricerca sugli impianti cocleari

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...