Este estudio fue financiado por la Fundación Provincial de Ciencias Naturales de Zhejiang de China (Nº de subvención: LY17H270016), la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Nº de subvención: 81774331, 81873049 y 81673997) y el Proyecto Provincial de Ciencia y Tecnología de Zhejiang de Medicina Tradicional China de China (Grant No: 2013ZQ007 y 2016ZZ011).

Los procedimientos que involucran sujetos animales han sido aprobados por el Comité de Normas Médicas y Ética de la Universidad Médica China de Zhejiang y están de acuerdo con la legislación de China sobre el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Inyección intraarticular de monoyodoacetato en la rodilla
<ol><li>Después de una semana de aclimatación, divida aleatoria y equitativamente 40 ratas Sprague-Dawley macho que pesan 180-200 g (4-5 semanas de edad) en cuatro grupos (n = 10 ratas / grupo). NOTA: Las ratas en el grupo control serán inyectadas intraarticularmente con 50 μL de solución salina, mientras que las ratas en los grupos experimentales serán tratadas con 0.5, 1.5 o 3 mg de MIA disueltos en 50 μL de solución salina, respectivamente.</li>
	<li>El día de la inyección, preparar la solución de MIA en solución salina estéril (NaCl al 0,9%) a una concentración de 15, 30 y 60 mg/ml y una solución de pentobarbital al 10% en solución salina estéril (NaCl al 0,9%). PRECAUCIÓN: MIA tiene un efecto extremadamente destructivo sobre la membrana mucosa, el tracto respiratorio superior, el ojo y la piel y otros tejidos. Por lo tanto, se recomienda mascarilla y guantes al preparar una solución.</li>
	<li>Anestesiar ratas mediante inyección intraperitoneal de ketamina a 60 mg/kg y xilazina a 5 mg/kg (ambas preparadas en solución salina). Sujete suavemente los dedos de los pies de la rata con una pinza para confirmar la anestesia.</li>
	<li>Coloque la rata con la espalda hacia abajo. Afeite la rodilla y limpie el área que rodea la articulación de la rodilla con alcohol.</li>
	<li>Mantenga la rodilla en un ángulo de 90 ° y revele el tendón rotuliano blanco debajo de la rótula. Presione el tendón rotuliano con la yema del dedo para encontrar el espacio debajo de la rótula.</li>
	<li>Elija la unión del espacio y el tendón rotuliano lateral como sitio de inyección. Luego, inserte la aguja 26 G verticalmente en el sitio aproximadamente 5 mm. No se debe sentir resistencia cuando la aguja está en el espacio articular. NOTA: Es importante mantener la aguja perpendicular al lugar de la inyección.</li>
	<li>Inyecte 50 μL de solución salina o MIA en la cavidad articular. Saque lentamente la aguja y envuelva un trozo de gasa alrededor del sitio de inyección para minimizar el reflujo y las fugas. Después de la recuperación de la anestesia, retire la gasa.</li>
	<li>Pruebe el comportamiento relacionado con el dolor a los 1, 7, 14, 21, 28 y 35 días después de las inyecciones, tal como se describe en la sección 2.</li>
</ol>2. Evaluaciones de comportamiento
<ol><li>Umbral de retirada mecánica (MWT) NOTA: El MWT se midió mediante la prueba de von Frey13 y el observador fue cegado a las inyecciones que los animales habían recibido.<ol><li>Coloque una rata en una jaula de plástico elevada (17 cm x 11 cm x 13 cm) con una base de malla de alambre suspendida a 50 cm sobre una mesa. Asegúrese de que el entorno de prueba sea silencioso y dele a la rata 30 minutos para adaptarse al entorno.</li>
		<li>Presione la aguja de von Frey perpendicularmente sobre la superficie plantar de la pata trasera de cada rata. Aumentar la presión gradualmente (aproximadamente 20 g/s) y linealmente hasta que se levante la pata o se lama la pata.</li>
		<li>Utilice una fuerza inferior al umbral anterior para asegurarse de que el umbral es la fuerza de retirada mínima. Pruebe cada rata más de tres veces, con al menos 3-5 minutos de diferencia.</li>
		<li>Registre la fuerza mínima que provoca un reflejo de retirada de la pata. Promedie los datos como el MWT de ratas.</li>
	</ol></li>
	<li>Latencia de retirada térmica (TWL) NOTA: El TWL se midió utilizando el aparato de prueba plantar (Tabla de Materiales) y el observador fue cegado a las inyecciones que los animales habían recibido.<ol><li>Coloque una caja de plexiglás (60 cm x 20 cm x 14 cm, dividida en 6 compartimentos) en una placa de vidrio de 3 mm de espesor y coloque ratas en la caja (una en cada compartimento). Asegúrese de que el ambiente sea silencioso y que la temperatura ambiente sea constante.</li>
		<li>Dé a las ratas 30 minutos para adaptarse al entorno de prueba.</li>
		<li>Calibre el estímulo térmico a través del radiómetro infrarrojo. Ajuste la intensidad infrarroja deseada en 70 unidades.</li>
		<li>Coloque el emisor/detector de infrarrojos en el recipiente directamente debajo del centro de la pata que se está probando.</li>
		<li>Pulsando el botón START . El temporizador se iniciará automáticamente. El controlador apagará automáticamente la luz infrarroja y detendrá el temporizador por completo tan pronto como se produzca el movimiento de la pata.</li>
		<li>Registre el tiempo de reacción cuando aparece la retirada de la pata y el lamido de la pata. NOTA: Una respuesta positiva para la prueba se considera como la retirada de la pata y lamer la pata. Si solo se produce la retirada de la pata, debe considerarse como un movimiento voluntario de la rata en lugar de una respuesta positiva.</li>
		<li>Repita la prueba más de tres veces. Promedie los datos como el TWL de ratas. NOTA: Cada exposición al calor radiante no debe exceder los 20 s. Las estimulaciones infrarrojas en la misma pata trasera deben estar separadas por al menos 3-5 minutos.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis de patrones de marcha NOTA: Los análisis del patrón de marcha se midieron utilizando un sistema de imágenes (Tabla de materiales) y el observador fue cegado a las inyecciones que los animales habían recibido.<ol><li>Ajuste la longitud del compartimento para caminar usando las perillas en ambos extremos del compartimiento para caminar a la longitud adecuada para ratas (por ejemplo, 61 cm).</li>
		<li>Coloque una rata en el compartimiento para caminar y entrene a las ratas para que hagan carreras ininterrumpidas durante al menos 5 ciclos de pasos a una velocidad de 18 cm / s antes del experimento formal. NOTA: Cuando se coloca una rata por primera vez en el compartimiento para caminar, la velocidad se puede ajustar a unos 20 cm / s y apagarse cuando se corre alrededor de 2 s. A continuación, ajuste la velocidad a 18 cm/s. Golpee suavemente la parte posterior de la rata con la partición, si la rata se detiene o se retira mientras camina. Trate de reducir la velocidad gradualmente de 18 cm / s a 10 cm / s. Si la rata finalmente no realiza la prueba, es aceptable elegir otra rata para la prueba.</li>
		<li>Aumente lentamente la velocidad de la cinta de correr hasta que alcance la velocidad objetivo (18 cm / s). Capture al menos 5 s de video del movimiento continuo de la rata con la cámara de video digital de alta velocidad montada debajo del cinturón transparente de la cinta de correr.</li>
		<li>Pruebe cada rata con al menos 5 minutos de diferencia para obtener al menos tres carreras ininterrumpidas.</li>
		<li>Dibuje un "cuadro delimitador" para definir el límite de la imagen de paseo de animales en el software de imágenes e ingrese la velocidad de ejecución para cada video. Seleccione videos como grupo y procese videos automáticamente por el software. Después de procesar videos, el software generará varias hojas de cálculo para informar los índices de marcha, incluida la postura, el balanceo, el frenado, la propulsión, la cadencia, la secuencia de pasos, etc.</li>
		<li>Calcule el área total de la pata (cm2), la longitud promedio de la zancada (cm) y la longitud de la zancada unitaria. NOTA: El área total de la pata es la media del área total de cuatro patas de cada grupo de ratas y el área de la pata se define como el área máxima de la pata en contacto con la cinta durante la fase de postura del ciclo de paso. La longitud de zancada es la distancia entre los contactos iniciales de la misma pata en una zancada completa. Unidad de longitud de zancada = longitud media de zancada (cm)/longitud del cuerpo (cm).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Análisis histopatológicos e inmunohistoquímicos
<ol><li>Eutanasia en ratas mediante inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico a 150 mg/kg (preparado en solución salina). Resecar las articulaciones de la rodilla inmediatamente para los análisis histológicos.</li>
	<li>Fijar las articulaciones en formalina al 10% durante 24 h, descalcificar con EDTA al 10% en solución salina tamponada con fosfato (PBS) durante 8 semanas y luego incrustar las juntas en parafina. PRECAUCIÓN: La formalina puede causar irritación de los ojos, la piel y las vías respiratorias. Debe manipularse con capucha.</li>
	<li>Secciona las juntas incrustadas en parafina a 3 mm de espesor con un micrótomo y flota en un baño de agua a 40 °C que contiene agua destilada.</li>
	<li>Transfiera secciones a portaobjetos de vidrio. Seque los portaobjetos durante la noche y guárdelos a temperatura ambiente (RT) para continuar con la siguiente tinción.</li>
	<li>Colocar los portaobjetos en un horno a 60 ºC durante 4 h para desparafinar.</li>
	<li>Sumerja las diapositivas sucesivamente en xileno, xileno, 100% etanol, 100% etanol, 95% etanol, 80% etanol y 75% etanol durante 5 min, respectivamente, en RT.</li>
	<li>Secciones de tinción con hematoxilina y eosina (H&E), safranina-O (SO) y hematoxilina azul alciana (ABH), así como anticuerpos contra colágeno tipo II de rata (Col2), colágeno tipo X (Col10) y metaloproteinasa de matriz 13 (MMP13), como se describe en los pasos 3.8-3.12.</li>
	<li>Tinción H&E<ol><li>Enjuague las diapositivas conH2Odesionizado durante 3 min. Diapositivas de tinción con hematoxilina durante 3-5 min.</li>
		<li>Enjuague los portaobjetos con H2O 3x desionizado, 1 min cada uno, hasta que no quede hematoxilina en la superficie.</li>
		<li>Portaobjetos de manchas con eosina durante 30 s. Luego, enjuague los portaobjetos con H2O 3x desionizado, 1 min cada uno, hasta que no quede eosina en la superficie.</li>
		<li>Sumerja los portaobjetos en amoníaco al 0,1% durante 10-20 s. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas sucesivamente en etanol al 95%, etanol al 100%, xileno, xileno y xileno durante 1 minuto, respectivamente.</li>
		<li>Cubra las diapositivas con resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción SO<ol><li>Enjuague las diapositivas conH2Odesionizado durante 3 min. Diapositivas de tinción con hematoxilina durante 3-5 min.</li>
		<li>Diferenciar rápidamente en alcohol ácido al 1% (aproximadamente 3 s). Luego, enjuague los portaobjetos con H2O 3x desionizado, 1 min cada uno, hasta que no quede hematoxilina en la superficie.</li>
		<li>Portaobjetos de manchas con solución Fast Green (FCF) durante 5 min. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Diapositivas de manchas con SO durante 1-2 min. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Enjuague los portaobjetos con ácido acético al 1% durante 1-2 min para eliminar el FCF residual. Enjuague las diapositivas con H2O desionizado durante 1 min.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas sucesivamente en etanol al 95%, etanol al 100%, xileno, xileno y xileno durante 1 minuto, respectivamente.</li>
		<li>Cubra las diapositivas con resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Tinción ABH<ol><li>Enjuague las diapositivas conH2Odesionizado durante 3 min. Sumerja las diapositivas en alcohol ácido al 1% durante 30 s y escurra brevemente sobre una toalla de papel (no enjuague).</li>
		<li>Sumergir las diapositivas en ABH durante 1 h. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una, hasta que no quede ABH en la superficie.</li>
		<li>Diferenciar rápidamente en alcohol ácido al 1% (aproximadamente 3 s). Enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Sumerja los toboganes en agua al 0,5% de amonio durante 15 s. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas en etanol al 95% durante 1 minuto. Sumerja los portaobjetos en la solución de eosina / naranja G durante 1,5 min.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas sucesivamente en etanol al 95%, etanol al 100%, xileno, xileno y xileno durante 1 minuto, respectivamente.</li>
		<li>Cubra las diapositivas con resina neutra.</li>
	</ol></li>
	<li>Examinar todas las diapositivas bajo un microscopio y calificar estadísticamente en una escala de 0-13 por observación doble ciego, de acuerdo con el sistema de puntuación de Mankin14.</li>
	<li>Inmunohistoquímica<ol><li>Enjuague las diapositivas conH2Odesionizado durante 3 min.</li>
		<li>Sumerja los portaobjetos en citrato de sodio a 0,1 M y coloque los portaobjetos en un horno a 60 °C durante 4 h para recuperar el antígeno.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas en Triton X-100 al 0,3% en PBS durante 10 min. Luego, enjuague las diapositivas con PBS 2x, 3 min cada una.</li>
		<li>Incubar secciones en solución deH2O2al 3% en metanol a RT durante 10 min para bloquear la actividad de la peroxidasa endógena. Enjuague las diapositivas con PBS 2x, 3 min cada una.</li>
		<li>Incubar secciones con suero de cabra al 5% en PBS durante 30 min a RT para bloquear cualquier unión no específica. Enjuague las diapositivas con PBS 2x, 3 min cada una.</li>
		<li>Incubar secciones durante la noche a 4 °C con 100 μL de anticuerpos primarios diluidos en PBS (1:1.000) contra colágeno tipo II de rata (Col2), colágeno tipo X (Col10) y metaloproteinasa de matriz 13 (MMP13). Enjuague las diapositivas con PBS 2x, 3 min cada una.</li>
		<li>Incubar secciones con 100 μL de anticuerpo secundario diluido en PBS (1:1.000) (secundario antiratón de cabra o secundario de ratón de cabra) durante 20 min en RT. Enjuague las diapositivas con PBS 2x, 3 min cada una.</li>
		<li>Incubar secciones con 100 μL de solución de trabajo de 3,3′-diaminobencidina (DAB). Controle la reacción a medida que la reacción cromogénica vuelve marrones los sitios del epítopo. PRECAUCIÓN: DAB es un carcinógeno. Siempre use guantes y trabaje con una capucha cuando trabaje con DAB. NOTA: El tiempo de desarrollo del color puede variar de unos pocos segundos a 10 minutos.</li>
		<li>Tan pronto como se desarrolle un color marrón en las secciones, enjuague las diapositivas con H2O 2x desionizado, 3 min cada una.</li>
		<li>Sumerja los portaobjetos en hematoxilina durante 1-2 minutos para contrarrestar las diapositivas. Luego, enjuague las diapositivas con H2O 3x desionizado, 1 min cada una.</li>
		<li>Sumerja las diapositivas sucesivamente en etanol al 95%, etanol al 100%, xileno, xileno y xileno durante 1 minuto, respectivamente.</li>
		<li>Cubra las diapositivas con resina neutra.</li>
		<li>Observe el color de la tinción de anticuerpos en las secciones bajo un microscopio.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+and+socioeconomic+impact+of+osteoarthritis.">The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis.</a> Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).</li><li>Neogi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epidemiology+and+impact+of+pain+in+osteoarthritis.">The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).</li><li>Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+osteoarthritis:+challenges+of+model+selection+and+analysis.">Animal models of osteoarthritis: challenges of model selection and analysis.</a> AAPS Journal. 15 (2), 438-446 (2013).</li><li>Woolf, A. D., Pfleger, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Burden+of+major+musculoskeletal+conditions.">Burden of major musculoskeletal conditions.</a> Bulletin of the World Health Organization. 81 (9), 646-656 (2003).</li><li>Bijlsma, J. W., Berenbaum, F., Lafeber, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Osteoarthritis:+an+update+with+relevance+for+clinical+practice.">Osteoarthritis: an update with relevance for clinical practice.</a> Lancet. 377 (9783), 2115-2126 (2011).</li><li>McCoy, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Osteoarthritis:+Comparisons+and+Key+Considerations.">Animal Models of Osteoarthritis: Comparisons and Key Considerations.</a> Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).</li><li>O'Neill, T. W., Felson, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+Osteoarthritis+(OA)+Pain.">Mechanisms of Osteoarthritis (OA) Pain.</a> Current Osteoporosis Reports. 16 (5), 611-616 (2018).</li><li>Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+osteoarthritis:+classification,+update,+and+measurement+of+outcomes.">Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes.</a> Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19 (2016).</li><li>Takahashi, I., Matsuzaki, T., Hoso, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+histopathological+developments+in+knee-joint+components+in+a+rat+model+of+osteoarthritis+induced+by+monosodium+iodoacetate.">Long-term histopathological developments in knee-joint components in a rat model of osteoarthritis induced by monosodium iodoacetate.</a> Journal of Physical Therapy Science. 29 (4), 590-597 (2017).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ongoing+pain+in+the+MIA+model+of+osteoarthritis.">Ongoing pain in the MIA model of osteoarthritis.</a> Neuroscience Letters. 493 (3), 72-75 (2011).</li><li>Combe, R., Bramwell, S., Field, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+monosodium+iodoacetate+model+of+osteoarthritis:+a+model+of+chronic+nociceptive+pain+in+rats.">The monosodium iodoacetate model of osteoarthritis: a model of chronic nociceptive pain in rats.</a> Neuroscience Letters. 370 (2-3), 236-240 (2004).</li><li>Pomonis, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+pharmacological+characterization+of+a+rat+model+of+osteoarthritis+pain.">Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain.</a> Pain. 114 (3), 339-346 (2005).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).</li><li>Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biochemical+and+metabolic+abnormalities+in+articular+cartilage+from+osteo-arthritic+human+hips.+II.+Correlation+of+morphology+with+biochemical+and+metabolic+data.">Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data.</a> Journal of Bone and Joint Surgery. 53 (3), 523-537 (1971).</li><li>Yan, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chondroprotective+effects+of+platelet+lysate+towards+monoiodoacetate-induced+arthritis+by+suppression+of+TNF-&#945;-induced+activation+of+NF-&#312;B+pathway+in+chondrocytes.">Chondroprotective effects of platelet lysate towards monoiodoacetate-induced arthritis by suppression of TNF-&#945;-induced activation of NF-&#312;B pathway in chondrocytes.</a> Aging. 11 (9), 2797-2811 (2019).</li><li>Yan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intra-Articular+Injection+of+Extract+Attenuates+Pain+Behavior+and+Cartilage+Degeneration+in+Mono-Iodoacetate+Induced+Osteoarthritic+Rats.">Intra-Articular Injection of Extract Attenuates Pain Behavior and Cartilage Degeneration in Mono-Iodoacetate Induced Osteoarthritic Rats.</a> Frontiers in Pharmacology. 9, 1360 (2018).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agkistrodon+ameliorates+pain+response+and+prevents+cartilage+degradation+in+monosodium+iodoacetate-induced+osteoarthritic+rats+by+inhibiting+chondrocyte+hypertrophy+and+apoptosis.">Agkistrodon ameliorates pain response and prevents cartilage degradation in monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic rats by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis.</a> Journal of Ethnopharmacology. 231, 545-554 (2019).</li><li>Yamada, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+monosodium+iodoacetate+dosage+to+induce+knee+osteoarthritis:+Relation+with+oxidative+stress+and+pain.">Evaluation of monosodium iodoacetate dosage to induce knee osteoarthritis: Relation with oxidative stress and pain.</a> International Journal of Rheumatic Diseases. 22 (3), 399-410 (2019).</li><li>Schuelert, N., McDougall, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+that+the+vasoactive+intestinal+peptide+receptor+antagonist+VIP6-28+reduces+nociception+in+an+animal+model+of+osteoarthritis.">Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).</li><li>Lee, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choline,+an+alpha7+nicotinic+acetylcholine+receptor+agonist,+alleviates+hyperalgesia+in+a+rat+osteoarthritis+model.">Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model.</a> Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).</li><li>Piesla, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+gait,+due+to+inflammation+but+not+nerve+injury,+reflects+enhanced+nociception+in+preclinical+pain+models.">Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models.</a> Brain Research. 1295, 89-98 (2009).</li><li>Udo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monoiodoacetic+acid+induces+arthritis+and+synovitis+in+rats+in+a+dose-+and+time-dependent+manner:+proposed+model-specific+scoring+systems.">Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).</li><li>Guingamp, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mono-iodoacetate-induced+experimental+osteoarthritis:+a+dose-response+study+of+loss+of+mobility,+morphology,+and+biochemistry.">Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry.</a> Arthritis &amp; Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).</li><li>Jeong, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eupatilin+Exerts+Antinociceptive+and+Chondroprotective+Properties+in+a+Rat+Model+of+Osteoarthritis+by+Downregulating+Oxidative+Damage+and+Catabolic+Activity+in+Chondrocytes.">Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes.</a> PLoS ONE. 10 (6), 0130882 (2015).</li><li>Cook, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cartilage+repair.">Animal models of cartilage repair.</a> Bone &amp; Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).</li><li>Little, C. B., Zaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+constitutes+an+"animal+model+of+osteoarthritis"--the+need+for+consensus.">What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El modelo de rata de OA inducida por MIA es un modelo bien establecido y ampliamente utilizado. La inyección intraarticular de MIA causa inicialmente inflamación severa y aguda, lo que da lugar a la fase más larga y degenerativa de OA17,18. En esta investigación, medimos la sensibilidad nociceptiva mediante MWT y TWL, y evaluamos las alteraciones de la marcha con un sistema de imagen. Informes anteriores encontraron que la inyección de MIA podría elevar la ...

La osteoartritis (OA) es la enfermedad articular más común en el mundo, afectando a un estimado de 10-12% de las poblaciones en adultos1. La articulación más generalmente involucrada es la rodilla, y la OA tiene una mayor incidencia en adultos mayores, especialmente mujeres2. Como enfermedad crónica, la OA se desarrolla progresivamente durante décadas en insuficiencia articular con síntomas como pérdida de cartílago, inflamación sinovial, osteofitosis, disminución de la función y dolor crónico3. Según la Organización Mundial de la Salud (OMS), la OA es la cuarta enfermedad más prevalente en las mujeres y la octava enfermedad más prevalente en los hombres. Para 2020, la OA puede convertirse en la cuarta enfermedad más incapacitante en humanos4. Sin embargo, las terapias actualmente disponibles de OA abordan solo los síntomas y extienden el tiempo hasta la cirugía de reemplazo articular5.
La OA espontánea en pacientes humanos a menudo tarda mucho tiempo en producir síntomas clínicos como dolor articular6. En las primeras etapas de la OA, el dolor suele ser intermitente y se vuelve más frecuente y severo a medida que la enfermedad progresa, por lo que es la queja predominante de los pacientes7. Por lo tanto, se han desarrollado modelos animales extensos para el dolor de OA durante el último medio siglo para promover la terapia de alivio del dolor. Los modelos de OA se han dividido clásicamente en modelos espontáneos e inducidos. Los modelos espontáneos incluyen modelos naturales y modelos modificados genéticamente, que pueden simular más de cerca el curso de la OA primaria en humanos8. Los modelos inducidos generalmente se pueden dividir en dos categorías: 1) OA postraumática inducida por cirugía u otro trauma; o 2) inyección intraarticular de sustancias condrotóxicas o proinflamatorias3. Estos modelos sientan las bases para el estudio fisiopatológico de la OA y contribuyen en gran medida al desarrollo de fármacos para reducir el dolor y aumentar la función.
Recientemente, el inductor más utilizado para el modelado de OA es el monoyodoacetato (MIA). La MIA, un inhibidor de la gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa, puede causar cambios en la matriz del cartílago, degradación, pérdida de cartílago, sinovitis y otros cambios, que son similares a los cambios patológicos de la osteoartritis humana9. Se ha observado que la inyección intraarticular de MIA indujo dolor continuo a los 28 días después de la administración de MIA, lo que indica que el modelo de MIA puede ser útil para investigar el dolor nociceptivo crónico10,11,12. En este estudio, las ratas macho Sprague-Dawley recibieron inyecciones intraarticulares con 0.5, 1.5 o 3 mg de MIA en las articulaciones de la rodilla. La gravedad del dolor articular inducido por MIA se midió mediante la evaluación de la sensibilidad mecánica y térmica a los 1, 7, 14, 21, 28 y 35 días después de las inyecciones. Sobre esta base, se seleccionaron 1,5 mg de MIA como concentración final para evaluar los patrones de marcha y los cambios histológicos a los 28 días después de las inyecciones.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:783px;" width="781">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:223px;">Anti-Collagen II antibody</td>
			<td style="width:255px;">Abcam(UK)</td>
			<td style="width:115px;">34712</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Anti-Collagen X (Col10) antibody</td>
			<td style="width:255px;">Abcam(UK)</td>
			<td style="width:115px;">49945</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">DigiGait Imaging System</td>
			<td style="width:255px;">Mouse Specifics (Boston, MA, USA)</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:191px;">Equipment for gait patterns analyses</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Eosin</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">861006</td>
			<td style="width:191px;">The dye for HE staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Fast Green FCF</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">F7252</td>
			<td style="width:191px;">The dye for SO staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Goat anti-mouse antibody</td>
			<td style="width:255px;">ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td>
			<td style="width:115px;">PV-9002</td>
			<td style="width:191px;">Secondary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Goat anti-rabbit antibody</td>
			<td style="width:255px;">ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td>
			<td style="width:115px;">PV-9001</td>
			<td style="width:191px;">Secondary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Hematoxylin</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">H3163</td>
			<td style="width:191px;">The dye for HE staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">MIA</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">I4386-10G</td>
			<td style="width:191px;">powder</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">MMP13</td>
			<td style="width:255px;">Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td>
			<td style="width:115px;">69926</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Modular tissue embedding center</td>
			<td style="width:255px;">Thermo Fisher Scientific (USA)</td>
			<td style="width:115px;">EC 350</td>
			<td style="width:191px;">Produce paraffin blocks.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Plantar Test apparatus</td>
			<td style="width:255px;">UgoBasile (Italy)</td>
			<td style="width:115px;">37370</td>
			<td style="width:191px;">Equipment for TWL assay</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time)</td>
			<td style="width:255px;">TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China)</td>
			<td style="width:115px;">RR037A</td>
			<td style="width:191px;">Extracte total RNA from cultured cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Rotary and Sliding Microtomes</td>
			<td style="width:255px;">Thermo Fisher Scientific (USA)</td>
			<td style="width:115px;">HM325</td>
			<td style="width:191px;">Precise paraffin sections.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Safranin-O</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">S2255</td>
			<td style="width:191px;">The dye for SO staining</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Tissue-Tek VIP 5 Jr</td>
			<td style="width:255px;">Sakura (Japan)</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:191px;">Vacuum Infiltration Processor</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

osteoarthritis pain model induced by intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats

Los modelos animales actuales de osteoartritis (OA) se pueden dividir en modelos espontáneos y modelos inducidos, los cuales tienen como objetivo simular los cambios fisiopatológicos de la OA humana. Sin embargo, como síntoma principal en la etapa tardía de la OA, el dolor afecta la vida diaria de los pacientes, y no hay muchos modelos disponibles. El modelo inducido por monoyodoacetato (MIA) es el modelo de dolor OA más utilizado, utilizado principalmente en roedores. MIA es un inhibidor de la gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa, que causa la muerte de los condrocitos, la degeneración del cartílago, el osteofito y cambios medibles en el comportamiento animal. Además, los cambios en la expresión de la metaloproteinasa de matriz (MMP) y las citoquinas proinflamatorias (IL1 β y TNF α) se pueden detectar en el modelo inducido por MIA. Esos cambios son consistentes con las condiciones fisiopatológicas de OA en humanos, lo que indica que MIA puede inducir un modelo de dolor de OA medible y exitoso. Este estudio tiene como objetivo describir la metodología de inyección intraarticular de MIA en ratas y discutir los comportamientos relacionados con el dolor resultantes y los cambios histopatológicos.

Con esta metodología, establecimos un modelo de dolor de OA en la rata y detectamos los cambios resultantes. MWT y TWL reflejaron alodinia mecánica e hiperalgesia térmica, respectivamente. Como se muestra en la Figura 1, MIA indujo alodinia mecánica e hiperalgesia térmica presente de manera dependiente de la dosis. Sorprendentemente, la disminución de MWT alcanzó un pico de 21 días a 28 días, y luego se recuperó, lo que sugiere que la reparación articular puede ocurrir en esta eta...

Watch this Scientific Journal Video about Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats at JoVE.com

Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Este estudio describe el método de inyección intraarticular de monoyodoacetato en ratas y discute los comportamientos resultantes relacionados con el dolor y los cambios histopatológicos, que proporcionan referencias para futuras aplicaciones.

Modelo de dolor de osteoartritis inducido por inyección intraarticular de monoyodoacetato en ratas

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

osteoarthritis-pain-model-induced-intra-articular-injection-mono

Research

JoVE Journal

Medicine

8.0K vistas.  Zhejiang Chinese Medical University. Este estudio describe el método de inyección intraarticular de monoyodoacetato en ratas y discute los comportamientos resultantes relacionados con el dolor y los cambios histopatológicos, que proporcionan referencias para futuras aplicaciones.

Video: Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

La constricción crónica del nervio ciático y pruebas de hipersensibilidad dolor en ratas

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Investigación

Medicina

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

Desprendimiento de Retina modelo en roedores por inyección subretiniana de Hialuronato de Sodio

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

Experimental glaucoma inducido por inyección ocular de microesferas magnéticas

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

El Modelo Monoiodoacetate del dolor de la osteoartritis en el ratón

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Un modelo de Glaucoma inducido por sutura de Circumlimbal en ratas y ratones

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

La cinta de correr de presión positiva del cuerpo inferior para la rehabilitación de la osteoartritis de rodilla

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

Standardized Histomorphometric Evaluation of Osteoarthritis in a Surgical Mouse Model

One of the most prevalent joint disorders in the United States, osteoarthritis (OA) is characterized by progressive degeneration of articular cartilage, primarily in the hip and knee joints, which results in significant impacts on patient mobility and quality of life. To date, there are no existing curative therapies for OA able to slow down or inhibit cartilage degeneration. Presently, there is an extensive body of ongoing research to understand OA pathology and discover novel therapeutic approaches or agents that can efficiently slow down, stop, or even reverse OA. Thus, it is crucial to have a quantitative and reproducible approach to accurately evaluate OA-associated pathological changes in the joint cartilage, synovium, and subchondral bone. Currently, OA severity and progression are primarily assessed using the Osteoarthritis Research Society International (OARSI) or Mankin scoring systems. In spite of the importance of these scoring systems, they are semiquantitative and can be influenced by user subjectivity. More importantly, they fail to accurately evaluate subtle, yet important, changes in the cartilage during the early disease states or early treatment phases. The protocol we describe here uses a computerized and semiautomated histomorphometric software system to establish a standardized, rigorous, and reproducible quantitative methodology for the evaluation of joint changes in OA. This protocol presents a powerful addition to the existing systems and allows for more efficient detection of pathological changes in the joint.

The current protocol establishes a rigorous and reproducible method for quantification of morphological joint changes that accompany osteoarthritis. Application of this protocol can be valuable in monitoring disease progression and evaluating therapeutic interventions in osteoarthritis.

Evaluación histomorfométrica estandarizada de la osteoartritis en un modelo de ratón quirúrgico

One of the most prevalent joint disorders in the United States, osteoarthritis (OA) is characterized by progressive degeneration of articular cartilage, ...

A Non-Invasive Method for Generating the Cyclic Loading-Induced Intra-Articular Cartilage Lesion Model of the Rat Knee

The pathophysiology of primary osteoarthritis (OA) remains unclear. However, a specific subclassification of OA in relatively younger age groups is likely correlated with a history of articular cartilage damage and ligament avulsion. Surgical animal models of OA of the knee play an important role in understanding the onset and progression of post-traumatic OA and aid in the development of novel therapies for this disease. However, non-surgical models have been recently considered to avoid traumatic inflammation that could affect the evaluation of the intervention. 
In this study, an intra-articular cartilage lesion rat model induced by in vivo cyclic compressive loading was developed, which allowed researchers to (1) determine the optimal magnitude, speed, and duration of load that could cause focal cartilage damage; (2) assess post-traumatic spatiotemporal pathological changes in chondrocyte vitality; and (3) evaluate the histological expression of destructive or protective molecules that are involved in the adaptation and repair mechanisms against joint compressive loads. This report describes the experimental protocol for this novel cartilage lesion in a rat model.

Here, we present the cyclic loading-induced intra-articular cartilage lesion model of the rat knee, generated by 60 cyclic compressions over 20 N, resulting in damage to the femoral condylar cartilage in rats.

Un método no invasivo para generar el modelo de lesión de cartílago intraarticular inducida por carga cíclica de la rodilla de rata

The pathophysiology of primary osteoarthritis (OA) remains unclear. However, a specific subclassification of OA in relatively younger age groups is likely ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocolo para el desarrollo de un modelo de osteotomía de fémur en ratas albinas Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...

Terapia FSN para el tratamiento del dolor de la artrosis de rodilla

Fu's Subcutaneous Needling for Knee Osteoarthritis Pain

Fu's subcutaneous needling (FSN) is a new acupuncture and dry needling technique based on traditional Chinese medicine. It rapidly produces long-lasting effects in soft tissue injuries, particularly in painful musculoskeletal conditions, by providing stimulation primarily in the subcutaneous area. Osteoarthritis (OA) is the most common joint disease in adults worldwide and is often accompanied by a painful syndrome of structural changes in the peripheral joints of the knee. However, the etiology of OA pain is not fully understood, though myofascial trigger points (MTrPs) are commonly found in the lower limb muscles (so-called "tightened muscles") of patients with knee OA. 
FSN has been used in many fields for the treatment of acute pain problems and can relieve muscle contraction from MTrPs, thereby improving the local circulation. This study recruited patients with pain from knee OA into an FSN group or a transcutaneous electrical nerve stimulation (TENS) group with three treatment sessions and a follow-up over the course of 2 weeks. The results showed that FSN was effective in treating soft tissue pain around the knee with OA. This study aimed to establish and visualize three key technical indicators during FSN therapy, including the FSN needle insertion point and layer; the frequency and duration of the swaying movement; and the manipulation of the reperfusion approach. These findings have great potential for future applications in myofascial pain treatment, especially for pain management. Following this protocol could enhance FSN skills.

Autor destacado: La punción subcutánea de Fu para el dolor de la osteoartritis de rodilla  

We present a protocol for using Fu's subcutaneous needling for knee osteoarthritis pain, which combines swaying movement and reperfusion approach techniques. This protocol has great potential for future applications in myofascial pain treatment and could enhance Fu's subcutaneous needling (FSN) manipulation skills.

Punción subcutánea de Fu para el dolor de la osteoartritis de rodilla

Fu's subcutaneous needling (FSN) is a new acupuncture and dry needling technique based on traditional Chinese medicine. It rapidly produces long-lasting ...