Cette étude a été financée par la Fondation provinciale des sciences naturelles du Zhejiang de Chine (subvention n° : LY17H270016), la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention no : 81774331, 81873049 et 81673997) et le Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (subvention no : 2013ZQ007 et 2016ZZ011).

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Comité des normes médicales et de l’éthique de l’Université médicale chinoise du Zhejiang et sont conformes à la législation chinoise sur l’utilisation et les soins des animaux de laboratoire.
1. Injection intra-articulaire de mono-iodoacétate dans le genou
<ol><li>Après une semaine d’acclimatation, répartir de façon aléatoire et égale 40 rats Sprague-Dawley mâles pesant de 180 à 200 g (âgés de 4 à 5 semaines) en quatre groupes (n = 10 rats/groupe). REMARQUE : Les rats du groupe témoin recevront une injection intra-articulaire de 50 μL de solution saline, tandis que les rats des groupes expérimentaux seront traités avec 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AIM dissous dans 50 μL de solution saline, respectivement.</li>
	<li>Le jour de l’injection, préparer fraîchement la solution de MIA dans une solution saline stérile (0,9% NaCl) à une concentration de 15, 30 et 60 mg / mL et une solution de pentobarbital à 10% dans une solution saline stérile (0,9% NaCl). ATTENTION: L’AIM a un effet extrêmement destructeur sur la muqueuse, les voies respiratoires supérieures, l’œil et la peau et d’autres tissus. Par conséquent, le masque et les gants sont recommandés lors de la préparation d’une solution.</li>
	<li>Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de kétamine à 60 mg/kg et de xylazine à 5 mg/kg (toutes deux préparées dans une solution saline). Serrez doucement les orteils du rat avec une pince à épiler pour confirmer l’anesthésie.</li>
	<li>Placez le rat avec le dos tourné vers le bas. Rasez le genou et essuyez la zone entourant l’articulation du genou avec de l’alcool.</li>
	<li>Maintenez le genou à un angle de 90° et révélez le tendon rotulien blanc sous la rotule. Appuyez sur le tendon rotulien avec le bout du doigt pour trouver l’espace sous la rotule.</li>
	<li>Choisissez la jonction de l’espace et du tendon rotulien latéral comme site d’injection. Ensuite, insérez l’aiguille de 26 G verticalement dans le site d’environ 5 mm. Aucune résistance ne doit être ressentie lorsque l’aiguille est dans l’espace articulaire. REMARQUE : Il est important de garder l’aiguille perpendiculaire au site d’injection.</li>
	<li>Injecter 50 μL de solution saline ou MIA dans la cavité articulaire. Retirez lentement l’aiguille et enroulez un morceau de gaze autour du site d’injection pour minimiser le reflux et les fuites. Après la récupération de l’anesthésie, retirez la gaze.</li>
	<li>Testez le comportement lié à la douleur 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections comme décrit dans la section 2.</li>
</ol>2. Évaluations comportementales
<ol><li>Seuil de retrait mécanique (MWT) NOTE: Le MWT a été mesuré par le test von Frey13 et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Placez un rat dans une cage en plastique surélevée (17 cm x 11 cm x 13 cm) avec une base en treillis métallique suspendue à 50 cm au-dessus d’une table. Assurez-vous que l’environnement de test est silencieux et donnez au rat 30 minutes pour s’adapter à l’environnement.</li>
		<li>Appuyez perpendiculairement sur l’aiguille de von Frey sur la surface plantaire de la patte postérieure de chaque rat. Augmenter la pression graduellement (environ 20 g/s) et linéairement jusqu’à ce que la patte se lève ou se lèche de pattes.</li>
		<li>Utiliser une force inférieure au seuil précédent pour s’assurer que le seuil est la force de retrait minimale. Testez chaque rat plus de trois fois, à au moins 3−5 min d’intervalle.</li>
		<li>Notez la force minimale provoquant un réflexe de retrait de la patte. Faire la moyenne des données en tant que MWT des rats.</li>
	</ol></li>
	<li>Latence de retrait thermique (TWL) NOTE: Le TWL a été mesuré à l’aide de l’appareil d’essai plantaire (tableau des matériaux) et l’observateur a été aveuglé par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Placez une boîte en plexiglas (60 cm x 20 cm x 14 cm, divisée en 6 compartiments) sur une plaque de verre de 3 mm d’épaisseur et mettez des rats dans la boîte (un dans chaque compartiment). Assurez-vous que l’environnement est calme et que la température ambiante est constante.</li>
		<li>Donnez aux rats 30 minutes pour s’adapter à l’environnement de test.</li>
		<li>Calibrez le stimulus thermique via le radiomètre infrarouge. Réglez l’intensité infrarouge souhaitée à 70 unités.</li>
		<li>Placez l’émetteur/détecteur infrarouge sur le récipient directement sous le centre de la patte testée.</li>
		<li>Appuyez sur le bouton START . La minuterie démarre automatiquement. Le contrôleur éteindra automatiquement la lumière infrarouge et arrêtera complètement la minuterie dès que le mouvement de la patte se produit.</li>
		<li>Enregistrer le temps de réaction lors de l’apparition du retrait de la patte et du léchage de la patte. REMARQUE: Une réponse positive au test est considérée comme le retrait de la patte et le léchage de la patte. Si seul le retrait de la patte se produit, il doit être considéré comme un mouvement volontaire du rat plutôt que comme une réponse positive.</li>
		<li>Répétez le test plus de trois fois. Faire la moyenne des données en tant que TWL des rats. NOTA : Chaque exposition à la chaleur rayonnante ne doit pas dépasser 20 s. Les stimulations infrarouges sur la même patte postérieure doivent être espacées d’au moins 3 à 5 minutes.</li>
	</ol></li>
	<li>Analyses des profils de marche REMARQUE : Les analyses du profil de marche ont été mesurées à l’aide d’un système d’imagerie (Tableau des matériaux) et l’observateur a été mis en aveugle par les injections que les animaux avaient reçues.<ol><li>Ajustez la longueur du compartiment de marche en utilisant les boutons aux deux extrémités du compartiment de marche à une longueur appropriée pour les rats (p. ex. 61 cm).</li>
		<li>Placez un rat dans le compartiment de marche et entraînez les rats à faire des courses ininterrompues pendant au moins 5 cycles à une vitesse de 18 cm/s avant l’expérience formelle. REMARQUE: Lorsqu’un rat est placé pour la première fois dans le compartiment de marche, la vitesse peut être réglée à environ 20 cm / s et arrêtée lorsque vous courez environ 2 s. Réglez ensuite la vitesse sur 18 cm/s. Tapotez doucement le dos du rat avec la cloison, si le rat fait une pause ou se retire pendant la marche. Essayez de réduire progressivement la vitesse de 18 cm/s à 10 cm/s. Si le rat échoue finalement à effectuer le test, il est acceptable de choisir un autre rat pour le test.</li>
		<li>Augmentez lentement la vitesse du tapis roulant jusqu’à ce qu’il atteigne la vitesse cible (18 cm/s). Capturez au moins 5 s une vidéo du mouvement continu du rat avec la caméra vidéo numérique haute vitesse montée sous la ceinture transparente du tapis roulant.</li>
		<li>Testez chaque rat à au moins 5 minutes d’intervalle pour obtenir au moins trois courses ininterrompues.</li>
		<li>Dessinez un « cadre de sélection » pour définir la limite de l’image de marche animale dans le logiciel d’imagerie et entrez la vitesse d’exécution pour chaque vidéo. Sélectionnez les vidéos en tant que groupe et traitez les vidéos automatiquement par le logiciel. Après avoir traité les vidéos, le logiciel produira plusieurs feuilles de calcul pour signaler les indices de marche, y compris la position, le balancement, le freinage, la propulsion, la cadence, la séquence de pas, etc.</li>
		<li>Calculez la surface totale de la patte (cm2), la longueur moyenne de foulée (cm) et la longueur de foulée unitaire. NOTE: La surface totale des pattes est la moyenne de la surface totale de quatre pattes de chaque groupe de rats et la surface de la patte est définie comme la surface maximale de la patte en contact avec le tapis roulant pendant la phase de position du cycle de pas. La longueur de foulée est la distance entre les contacts initiaux de la même patte en une foulée complète. Longueur de foulée unitaire = longueur moyenne de foulée (cm)/longueur du corps (cm).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Analyses histopathologiques et immunohistochimiques
<ol><li>Euthanasier des rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à raison de 150 mg/kg (préparé dans une solution saline). Réséquer immédiatement les articulations du genou pour les analyses histologiques.</li>
	<li>Fixez les joints dans du formol à 10% pendant 24 h, décalcifiez avec 10% d’EDTA dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) pendant 8 semaines, puis incorporez les joints dans de la paraffine. ATTENTION: Le formol peut causer une irritation des yeux, de la peau et des voies respiratoires. Il doit être manipulé dans une hotte.</li>
	<li>Couper les joints encastrés à la paraffine à 3 mm d’épaisseur avec un microtome et flotter dans un bain-marie à 40 °C contenant de l’eau distillée.</li>
	<li>Transférer les sections sur des lames de verre. Sécher les lames pendant la nuit et conserver les lames à température ambiante (RT) pour continuer la coloration suivante.</li>
	<li>Placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour les déparaffiner.</li>
	<li>Immergez les diapositives successivement dans le xylène, le xylène, l’éthanol 100%, l’éthanol 100%, l’éthanol à 95%, l’éthanol à 80% et l’éthanol à 75% pendant 5 min, respectivement, à RT.</li>
	<li>Colorer les coupes avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E), de la safranine-O (SO) et de l’hématoxyline bleue d’Alcian (ABH) ainsi que des anticorps contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13), comme décrit aux étapes 3.8 à 3.12.</li>
	<li>Coloration H&E<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.</li>
		<li>Rincer les lames avec duH2O3xdésionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.</li>
		<li>Teindre les lames avec de l’éosine pendant 30 s. Ensuite, rincer les lames avec duH2Odésionisé 3x, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’éosine à la surface.</li>
		<li>Immergez les lames dans de l’ammoniac à 0,1 % pendant 10−20 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>SO coloration<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Colorer les lames avec de l’hématoxyline pendant 3−5 min.</li>
		<li>Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’hématoxyline à la surface.</li>
		<li>Glisser les lames avec la solution Fast Green (FCF) pendant 5 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Glisser de coloration avec SO pendant 1−2 min. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Rincer les lames avec de l’acide acétique à 1 % pendant 1 à 2 min pour éliminer le FCF résiduel. Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 1 min.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloration ABH<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min. Plonger les lames dans de l’alcool acide à 1 % pendant 30 s et égoutter brièvement sur une serviette en papier (ne pas rincer).</li>
		<li>Immergez les diapositives dans ABH pendant 1 h. Ensuite, rincer les lames avec duH2O3x désionisé, 1 min chacune, jusqu’à ce qu’il ne reste plus d’ABH à la surface.</li>
		<li>Différencier rapidement dans 1% d’alcool acide (environ 3 s). Rincer les lames avec leH2O3xdésionisé, 1 min chacune.</li>
		<li>Immergez les lames dans de l’eau d’ammonium à 0,5 % pendant 15 s. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames dans de l’éthanol à 95% pendant 1 min. Immergez les lames dans une solution d’éosine/orange G pendant 1,5 min.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
	</ol></li>
	<li>Examinez toutes les lames au microscope et notez statistiquement sur une échelle de 0 à 13 par observation en double aveugle, selon le système de notation14 de Mankin.</li>
	<li>Immunohistochimie<ol><li>Rincer les lames avec du H2O désionisé pendant 3 min.</li>
		<li>Immerger les lames dans du citrate de sodium 0,1 M et placer les lames dans un four à 60 °C pendant 4 h pour récupérer l’antigène.</li>
		<li>Immergez des diapositives dans du Triton X-100 à 0,3 % dans du PBS pendant 10 min. Ensuite, rincez les lames avec PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections dans une solution à 3% H2O2 dans du méthanol à TA pendant 10 min pour bloquer l’activité endogène de la peroxydase. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections avec du sérum de chèvre à 5% dans du PBS pendant 30 minutes à TA pour bloquer toute liaison non spécifique. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections pendant une nuit à 4 °C avec 100 μL d’anticorps primaires dilués au PBS (1:1 000) contre le collagène de type II chez le rat (Col2), le collagène de type X (Col10) et la métalloprotéinase matricielle 13 (MMP13). Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber des sections avec 100 μL d’anticorps secondaire dilué au PBS (1:1 000) (secondaire anti-souris chèvre ou secondaire anti-souris chèvre) pendant 20 min à TA. Rincer les lames avec du PBS 2x, 3 min chacune.</li>
		<li>Incuber les sections avec 100 μL de solution de travail de 3,3′-diaminobenzidine (DAB). Surveillez la réaction pendant que la réaction chromogène rend les sites épitopiques bruns. ATTENTION : Le DAB est cancérigène. Portez toujours des gants et travaillez dans une cagoule lorsque vous travaillez avec DAB. REMARQUE: Le temps de développement des couleurs peut varier de quelques secondes à 10 min.</li>
		<li>Dès qu’une couleur brune se développe sur les sections, rincer les lames avec du H2O 2x désionisé, 3 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames dans l’hématoxyline pendant 1−2 min pour contre-teindre les lames. Ensuite, rincer les lames avec leH2Odésionisé 3x, 1 min chacune.</li>
		<li>Immerger les lames successivement dans 95% d’éthanol, 100% éthanol, xylène, xylène et xylène pendant 1 min, respectivement.</li>
		<li>Couvrir les lames par résine neutre.</li>
		<li>Observez la couleur de la coloration des anticorps dans les sections au microscope.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+that+the+vasoactive+intestinal+peptide+receptor+antagonist+VIP6-28+reduces+nociception+in+an+animal+model+of+osteoarthritis.">Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).</li><li>Lee, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choline,+an+alpha7+nicotinic+acetylcholine+receptor+agonist,+alleviates+hyperalgesia+in+a+rat+osteoarthritis+model.">Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model.</a> Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).</li><li>Piesla, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+gait,+due+to+inflammation+but+not+nerve+injury,+reflects+enhanced+nociception+in+preclinical+pain+models.">Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models.</a> Brain Research. 1295, 89-98 (2009).</li><li>Udo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monoiodoacetic+acid+induces+arthritis+and+synovitis+in+rats+in+a+dose-+and+time-dependent+manner:+proposed+model-specific+scoring+systems.">Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).</li><li>Guingamp, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mono-iodoacetate-induced+experimental+osteoarthritis:+a+dose-response+study+of+loss+of+mobility,+morphology,+and+biochemistry.">Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry.</a> Arthritis &amp; Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).</li><li>Jeong, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eupatilin+Exerts+Antinociceptive+and+Chondroprotective+Properties+in+a+Rat+Model+of+Osteoarthritis+by+Downregulating+Oxidative+Damage+and+Catabolic+Activity+in+Chondrocytes.">Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes.</a> PLoS ONE. 10 (6), 0130882 (2015).</li><li>Cook, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cartilage+repair.">Animal models of cartilage repair.</a> Bone &amp; Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).</li><li>Little, C. B., Zaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+constitutes+an+"animal+model+of+osteoarthritis"--the+need+for+consensus.">What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le modèle de l’arthrose chez le rat induit par MIA est un modèle bien établi et largement utilisé. L’injection intra-articulaire d’AMI provoque initialement une inflammation sévère et aiguë, ce qui donne lieu à la phase plus longue et dégénérative de l’arthrose17,18. Dans cette recherche, nous avons mesuré la sensibilité nociceptive par MWT et TWL, et évalué les altérations de la démarche avec un système d’imagerie. Des rapports antér...

L’arthrose est la maladie articulaire la plus répandue dans le monde, touchant environ 10 à 12 % des populations chez les adultes1. L’articulation la plus généralement touchée est le genou, et l’arthrose a une incidence plus élevée chez les personnes âgées, en particulier les femmes2. En tant que maladie chronique, l’arthrose se développe progressivement au fil des décennies en insuffisance articulaire avec des symptômes tels que la perte de cartilage, l’inflammation synoviale, l’ostéophytose, la diminution de la fonction et la douleur chronique3. Selon l’Organisation mondiale de la santé (OMS), l’arthrose est la quatrième maladie la plus répandue chez les femmes et la huitième maladie la plus répandue chez les hommes. D’ici 2020, l’arthrose pourrait devenir la quatrième maladie la plus invalidante chez l’homme4. Cependant, les thérapies actuellement disponibles de l’arthrose ne traitent que les symptômes et prolongent le temps jusqu’à la chirurgie de remplacement articulaire5.
L’arthrose spontanée chez les patients humains prend souvent beaucoup de temps à produire des symptômes cliniques tels que des douleurs articulaires6. Dans les premiers stades de l’arthrose, la douleur est généralement intermittente et devient plus fréquente et plus sévère à mesure que la maladie progresse, ce qui en fait la plainte prédominante des patients7. Par conséquent, des modèles animaux extensifs pour la douleur arthrose ont été développés au cours du dernier demi-siècle pour promouvoir le traitement de soulagement de la douleur. Les modèles OA ont classiquement été divisés en modèles spontanés et induits. Les modèles spontanés comprennent des modèles naturels et des modèles génétiquement modifiés, qui peuvent simuler plus précisément l’évolution de l’arthrose primaire chez l’homme8. Les modèles induits peuvent généralement être divisés en deux catégories : 1) arthrose post-traumatique induite par une intervention chirurgicale ou un autre traumatisme; ou 2) injection intra-articulaire de substances chondrotoxiques ou pro-inflammatoires3. Ces modèles jettent les bases de l’étude physiopathologique de l’arthrose et contribuent grandement au développement de médicaments pour réduire la douleur et augmenter la fonction.
Récemment, l’inducteur le plus largement utilisé pour la modélisation de l’arthrose est le mono-iodoacétate (MIA). MIA, un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, peut provoquer des modifications de la matrice cartilagineuse, une dégradation, une perte de cartilage, une synovite et d’autres modifications, similaires aux modifications pathologiques de l’arthrosehumaine 9. Il a été noté que l’injection intra-articulaire d’AIM induisait une douleur continue 28 jours après l’administration de l’AIM, ce qui indique que le modèle d’AIM peut être utile pour étudier la douleur nociceptive chronique10,11,12. Dans cette étude, des rats Sprague-Dawley mâles ont reçu des injections intra-articulaires de 0,5, 1,5 ou 3 mg d’AMI dans les articulations du genou. La gravité des douleurs articulaires induites par l’AMI a été mesurée par l’évaluation de la sensibilité mécanique et thermique 1, 7, 14, 21, 28 et 35 jours après les injections. Sur cette base, 1,5 mg d’AIM a été choisi comme concentration finale pour évaluer les profils de démarche et les changements histologiques 28 jours après les injections.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:783px;" width="781">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:223px;">Anti-Collagen II antibody</td>
			<td style="width:255px;">Abcam(UK)</td>
			<td style="width:115px;">34712</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for immunohistochemistry (IHC)</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Anti-Collagen X (Col10) antibody</td>
			<td style="width:255px;">Abcam(UK)</td>
			<td style="width:115px;">49945</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">DigiGait Imaging System</td>
			<td style="width:255px;">Mouse Specifics (Boston, MA, USA)</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:191px;">Equipment for gait patterns analyses</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Eosin</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">861006</td>
			<td style="width:191px;">The dye for HE staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Fast Green FCF</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">F7252</td>
			<td style="width:191px;">The dye for SO staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Goat anti-mouse antibody</td>
			<td style="width:255px;">ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td>
			<td style="width:115px;">PV-9002</td>
			<td style="width:191px;">Secondary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Goat anti-rabbit antibody</td>
			<td style="width:255px;">ZSGQ-BIO (Beijing, China)</td>
			<td style="width:115px;">PV-9001</td>
			<td style="width:191px;">Secondary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Hematoxylin</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">H3163</td>
			<td style="width:191px;">The dye for HE staining</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">MIA</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">I4386-10G</td>
			<td style="width:191px;">powder</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">MMP13</td>
			<td style="width:255px;">Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, USA)</td>
			<td style="width:115px;">69926</td>
			<td style="width:191px;">Primary antibody for IHC</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Modular tissue embedding center</td>
			<td style="width:255px;">Thermo Fisher Scientific (USA)</td>
			<td style="width:115px;">EC 350</td>
			<td style="width:191px;">Produce paraffin blocks.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Plantar Test apparatus</td>
			<td style="width:255px;">UgoBasile (Italy)</td>
			<td style="width:115px;">37370</td>
			<td style="width:191px;">Equipment for TWL assay</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">PrimeScript RT reagent Kit (Perfect Real Time)</td>
			<td style="width:255px;">TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China)</td>
			<td style="width:115px;">RR037A</td>
			<td style="width:191px;">Extracte total RNA from cultured cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Rotary and Sliding Microtomes</td>
			<td style="width:255px;">Thermo Fisher Scientific (USA)</td>
			<td style="width:115px;">HM325</td>
			<td style="width:191px;">Precise paraffin sections.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:223px;">Safranin-O</td>
			<td style="width:255px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:115px;">S2255</td>
			<td style="width:191px;">The dye for SO staining</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:223px;">Tissue-Tek VIP 5 Jr</td>
			<td style="width:255px;">Sakura (Japan)</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:191px;">Vacuum Infiltration Processor</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

osteoarthritis pain model induced by intra-articular injection of mono-iodoacetate in rats

Les modèles animaux actuels de l’arthrose (OA) peuvent être divisés en modèles spontanés et modèles induits, qui visent tous deux à simuler les changements physiopathologiques de l’arthrose humaine. Cependant, en tant que symptôme principal au stade avancé de l’arthrose, la douleur affecte la vie quotidienne des patients et il n’existe pas beaucoup de modèles disponibles. Le modèle induit par le mono-iodoacétate (MIA) est le modèle de douleur arthrose le plus largement utilisé, principalement utilisé chez les rongeurs. MIA est un inhibiteur de la glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase, qui provoque la mort des chondrocytes, la dégénérescence du cartilage, l’ostéophyte et des changements mesurables dans le comportement animal. En outre, des changements d’expression de la métalloprotéinase matricielle (MMP) et des cytokines pro-inflammatoires (IL1 β et TNF α) peuvent être détectés dans le modèle induit par l’AIM. Ces changements sont cohérents avec les conditions physiopathologiques de l’arthrose chez l’homme, ce qui indique que l’AMI peut induire un modèle mesurable et efficace de la douleur arthrose. Cette étude vise à décrire la méthodologie de l’injection intra-articulaire d’AMI chez le rat et à discuter des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent.

Avec cette méthodologie, nous avons établi un modèle de douleur arthrose chez le rat et détecté les changements qui en résultent. MWT et TWL reflétaient respectivement l’allodynie mécanique et l’hyperalgésie thermique. Comme le montre la figure 1, l’AIM a induit une allodynie mécanique et une hyperalgésie thermique présentes de manière dose-dépendante. Remarquablement, la diminution de MWT a atteint un pic de 21 jours à 28 jours, puis a rebondi, suggérant que la répara...

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Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Cette étude décrit la méthode d’injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat et discute des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent, qui fournissent des références pour des applications futures.

Modèle de douleur arthrosique induite par injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat

The current animal models of osteoarthritis (OA) can be divided into spontaneous models and induced models, both of which aim to simulate the ...

osteoarthritis-pain-model-induced-intra-articular-injection-mono

Research

JoVE Journal

Medicine

7.9K vues.  Zhejiang Chinese Medical University. Cette étude décrit la méthode d’injection intra-articulaire de mono-iodoacétate chez le rat et discute des comportements liés à la douleur et des changements histopathologiques qui en résultent, qui fournissent des références pour des applications futures.

Vidéo: Osteoarthritis Pain Model Induced by Intra-Articular Injection of Mono-Iodoacetate in Rats

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present here a protocol for elevating intraocular pressure (IOP) in the rat, by injecting magnetic microspheres into the anterior chamber of the eye. The use of magnetic particles allows the user to manipulate the beads into the iridocorneal angle, thus providing a very effective blockade of fluid outflow from the trabecular meshwork. This leads to long-lasting IOP rises, and eventually neuronal death in the ganglion cell layer (GCL) as well as optic nerve pathology, as seen in patients with the disease. This method is simple to perform, as it does not require machinery, specialist surgical skills, or many hours of practice to perfect. Furthermore, the pressure elevations are very robust, and reinjection of the magnetic microspheres is not usually required unlike in some other models using plastic beads. Additionally, we believe this method is suitable for adaptation for the mouse eye.

We present a method for inducing elevated intraocular pressure (IOP), by injecting magnetic microspheres into the rat eye, to model glaucoma. This leads to strong pressure rises, and extensive neuronal death. This protocol is easy to perform, does not require repeat injections, and produces stable long-lasting IOP rises.

Glaucome Expérimental induite par l&#39;injection oculaire de microsphères magnétiques

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

Recherche

Médecine

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

Le modèle monoïodacétate de douleur arthrosique chez la souris

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Un modèle de glaucome induit par la Suture Circumlimbal chez le rat et la souris

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

The Lower Body Positive Pressure Treadmill for Knee Osteoarthritis Rehabilitation

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Here, based on a clinician&#8217;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in addition to a clinical, functional assessment methodology, including details for further encouragement of the development of non-drug surgical intervention strategies in knee osteoarthritis patients. However, we only present the effect of LBPP training in improvement of pain and knee function in one patient through three-dimensional gait analysis. The exact, long-term effects of this approach should be explored in future studies.

Le tapis roulant à pression positive du bas du corps pour la réadaptation de l'arthrose du genou

Here, based on a clinician&rsquo;s point-of-view, we propose a two-model lower body positive pressure (LBPP) protocol (walking and squatting models) in ...

A Non-Invasive Method for Generating the Cyclic Loading-Induced Intra-Articular Cartilage Lesion Model of the Rat Knee

The pathophysiology of primary osteoarthritis (OA) remains unclear. However, a specific subclassification of OA in relatively younger age groups is likely correlated with a history of articular cartilage damage and ligament avulsion. Surgical animal models of OA of the knee play an important role in understanding the onset and progression of post-traumatic OA and aid in the development of novel therapies for this disease. However, non-surgical models have been recently considered to avoid traumatic inflammation that could affect the evaluation of the intervention. 
In this study, an intra-articular cartilage lesion rat model induced by in vivo cyclic compressive loading was developed, which allowed researchers to (1) determine the optimal magnitude, speed, and duration of load that could cause focal cartilage damage; (2) assess post-traumatic spatiotemporal pathological changes in chondrocyte vitality; and (3) evaluate the histological expression of destructive or protective molecules that are involved in the adaptation and repair mechanisms against joint compressive loads. This report describes the experimental protocol for this novel cartilage lesion in a rat model.

Here, we present the cyclic loading-induced intra-articular cartilage lesion model of the rat knee, generated by 60 cyclic compressions over 20 N, resulting in damage to the femoral condylar cartilage in rats.

Méthode non invasive pour générer le modèle de lésion cartilagineuse intra-articulaire induite par la charge cyclique du genou du rat

The pathophysiology of primary osteoarthritis (OA) remains unclear. However, a specific subclassification of OA in relatively younger age groups is likely ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocole pour le développement d’un modèle d’ostéotomie fémure chez le rat albinos Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...

Thérapie FSN pour la gestion de la douleur liée à l’arthrose du genou

Fu's Subcutaneous Needling for Knee Osteoarthritis Pain

Fu's subcutaneous needling (FSN) is a new acupuncture and dry needling technique based on traditional Chinese medicine. It rapidly produces long-lasting effects in soft tissue injuries, particularly in painful musculoskeletal conditions, by providing stimulation primarily in the subcutaneous area. Osteoarthritis (OA) is the most common joint disease in adults worldwide and is often accompanied by a painful syndrome of structural changes in the peripheral joints of the knee. However, the etiology of OA pain is not fully understood, though myofascial trigger points (MTrPs) are commonly found in the lower limb muscles (so-called "tightened muscles") of patients with knee OA. 
FSN has been used in many fields for the treatment of acute pain problems and can relieve muscle contraction from MTrPs, thereby improving the local circulation. This study recruited patients with pain from knee OA into an FSN group or a transcutaneous electrical nerve stimulation (TENS) group with three treatment sessions and a follow-up over the course of 2 weeks. The results showed that FSN was effective in treating soft tissue pain around the knee with OA. This study aimed to establish and visualize three key technical indicators during FSN therapy, including the FSN needle insertion point and layer; the frequency and duration of the swaying movement; and the manipulation of the reperfusion approach. These findings have great potential for future applications in myofascial pain treatment, especially for pain management. Following this protocol could enhance FSN skills.

Pleins feux sur l’auteur : L’aiguille sous-cutanée de Fu pour la douleur de l’arthrose du genou  

We present a protocol for using Fu's subcutaneous needling for knee osteoarthritis pain, which combines swaying movement and reperfusion approach techniques. This protocol has great potential for future applications in myofascial pain treatment and could enhance Fu's subcutaneous needling (FSN) manipulation skills.

Aiguilletage sous-cutané de Fu pour la douleur arthrosique du genou

Fu's subcutaneous needling (FSN) is a new acupuncture and dry needling technique based on traditional Chinese medicine. It rapidly produces long-lasting ...

Manipulation standardisée du Tuina pour l’arthrose du genou chez le rat

Tuina Manipulation to Reduce Inflammation and Cartilage Loss in Knee Osteoarthritis Rats

Clinical trials suggest that Tuina manipulation is effective in treating knee osteoarthritis (KOA), while further studies are required to discover its mechanism. Therefore, the manipulation of animal models of knee osteoarthritis is critical. This protocol provides a standard process for Tuina manipulation on KOA rats and a preliminary exploration of the mechanism of Tuina for KOA. The press and kneading manipulation method (a kind of Tuina manipulation that refers to pressing and kneading the specific area of the body surface) is applied on 5 acupoints around the knee joint of rats. The force and frequency of the manipulation were standardized by finger pressure recordings, and the position of the rat during manipulation is described in detail in the protocol. The effect of manipulation can be measured by pain behavior tests and microscopic findings in synovial and cartilage. KOA rats showed significant improvement in pain behavior. The synovial tissue inflammatory infiltration was reduced in the Tuina group, and the expression of tumor necrosis factor (TNF)-&#945; was significantly lower. Compared to the control group, chondrocyte apoptosis was less in the Tuina group. This study provides a standardized protocol for Tuina manipulation on KOA rats and preliminary proof that the therapeutic effects of Tuina may be related to reducing synovial inflammation and delayed chondrocyte apoptosis.

Pleins feux sur l’auteur : Comprendre le mécanisme de manipulation du tuina chez le rat 

We present a protocol for Tuina manipulation performed on plaster-immobilized-induced knee osteoarthritis rats. Based on the preliminary results, it suggested that the efficacy of the method relied on the reduction of inflammation and cartilage loss.

Manipulation du tuina pour réduire l’inflammation et la perte de cartilage chez les rats souffrant d’arthrose du genou

Clinical trials suggest that Tuina manipulation is effective in treating knee osteoarthritis (KOA), while further studies are required to discover its ...