Aunque la donación después de la muerte cerebral del donante es la principal fuente de trasplante de órganos sólidos, la pérdida irreversible de la función cerebral induce cambios fisiopatológicos que conducen a una respuesta inflamatoria sistémica. Este modelo murino de inducción de la muerte cerebral permite el uso de una gran variedad de herramientas analíticas y modelos de knockout para estudiar las vías de regulación de la muerte cerebral. Para el cateterismo arterial después de confirmar la falta de respuesta al reflejo del pedal y quitar el vello abdominal superior, desinfectar la piel expuesta con 70% de etanol y utilizar tijeras diseccionantes para hacer una incisión de línea media en la piel.
Usando fórceps, disecciona la glándula submandibular y el tejido muscular del cuello y separa los tejidos para exponer la arteria carótida común. Colocar tres 8-0 ligaduras de seda debajo de la arteria carótida común derecha y colocar una abrazadera en la ligadura proximal. Traiga tensión en la arteria para que el flujo se suspenda y cierre la ligadura más distal.
Inserte un catéter arterial de calibre 26 a través de un pequeño orificio de piel preformado en el aspecto craneal de la incisión. Apriete el catéter con los fórceps si el lumen es demasiado grande para reducir el contraflujo y asegurar el catéter con las tres suturas, luego utilice un solo monofilamento 5-0 no absorbible para fijar el catéter a la piel cerca del orificio de la piel preformado. Para realizar una traqueotomía, utilice fórceps para diseccionar contundentemente la musculatura pretraqueal y coloque dos 8-0 ligaduras de seda debajo de la tráquea.
Inserte el tubo de ventilación entre dos cartílagos traqueales para evitar la ventilación unilateral y fije el tubo con ambas ligaduras preparadas, luego cierre la piel con una sutura de carrera no absorbible de 6-0 monofilamento y ventile el ratón con una frecuencia de 150 por minuto y un volumen de marea de 200 microlitros. Para inducir la muerte cerebral en el animal experimental, coloca el ratón en la posición propensa y, sosteniendo la piel con fórceps, usa tijeras quirúrgicas para extraer la piel del cráneo. Taladre un agujero de calibre de un milímetro perimedialmente por encima de la corteza parietal izquierda y use fórceps romo para penetrar el puente de tejido final del cráneo.
Después de retirar los bordes afilados, inserte un catéter de globo precargado con solución salina con todo el aire evacuado. Cuando el catéter esté completamente dentro de la cavidad craneal, utilice una bomba de jeringa para comenzar a inflar el catéter a aproximadamente 0,1 milímetros por minuto durante un período de 10 a 15 minutos. Cuando se produce la muerte cerebral, detenga la inflación del catéter de globo y coloque una manta calefactora sobre el ratón para evitar la hipotermia.
Después de que se haya confirmado la muerte cerebral, monitoree y documente la presión arterial regularmente, infundiendo 100 microlitros de solución salina cada 30 minutos para estabilizar la presión arterial del animal. Después de cuatro horas de muerte cerebral, excluya a los animales sin golpear corazones y recoja los órganos y tejidos de interés del ratón de acuerdo con los protocolos estándar. Después de la inducción de la muerte cerebral, la presión arterial presenta un pico hipertensivo inicial seguido de una fase hipotensora prolongada.
Otra observación bien establecida es que la inducción de la muerte cerebral conduce a la activación del sistema inmunológico. De hecho, después de cuatro horas de muerte cerebral en este modelo, se observa una regulación específica de los órganos de los marcadores inmunes a nivel de ARNm. Después de un período predefinido de muerte cerebral, los órganos pueden ser cosechados para su análisis directo o para el trasplante posterior de órganos.
Este modelo permitirá estudios en profundidad sobre la influencia de las lesiones inducidas por muerte cerebral y ya ha revelado nuevos conocimientos sobre la activación del complemento y la migración de leucocitos.
