El financiamiento para este proyecto fue a través de fondos discrecionales de la Dra. Colleen M. McDowell. Este trabajo fue apoyado en parte por una subvención sin restricciones de Research to Prevent Blindness, Inc. al Departamento de Oftalmología y Ciencias Visuales de UW Madison. Agradecemos a los Dres. Abbot F. Clark y Weiming Mao por su asistencia técnica con el modelo de cultivo de órganos de perfusión. Agradecemos al Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) por proporcionar los ojos de donantes humanos.

Los ojos se obtuvieron de acuerdo con las disposiciones de la Declaración de Helsinki para la investigación con tejidos humanos.
NOTA: Los ojos de bancos de ojos de buena reputación (por ejemplo, Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) se recolectaron dentro de las 6-12 h posteriores a la muerte y el suero del donante se analizó para detectar hepatitis B, hepatitis C y virus de inmunodeficiencia humana 1 y 2. Una vez recibidos, los ojos fueron diseccionados y configurados en el modelo TAS dentro de las 24 h. Los criterios de exclusión incluyeron cualquier patología ocular. Los ojos no se excluyeron en función de la edad, la raza o el género. Para asegurar la viabilidad de la retina al recibirla, se recolectaron explantes de retina de los donantes de tejido y se cultivaron durante 7 y 14 días (Figura suplementaria 1). Estas retinas también se disociaron y crecieron RGC sanas en cultivo durante 7 días con tinción positiva para el marcador RGC, proteína de unión a ARN con empalme múltiple (RBPMS), así como tinción positiva de cadena ligera de neurofilamentos (NEFL) en sus neurofilamentos (Figura suplementaria 2). .
1. Preparación y esterilización de equipos y suministros
<ol><li>Consulte la Tabla de materiales para obtener una lista completa de los suministros requeridos, así como los números de proveedor y catálogo.</li>
	<li>Antes de su uso, esterilice todos los equipos e instrumentos en autoclave o utilizando ampollas de óxido de etileno.</li>
</ol>2. Preparación del medio de perfusión
<ol><li>Agregue estreptomicina de penicilina al 1% (10,000 U/mL de penicilina, 10,000 μg/mL de estreptomicina en 0.85% de NaCl) y 1% de L-glutamina (200 mM) a 1,000 mL de glucosa alta en el medio modificado de Eagle (DMEM) de Dulbecco.</li>
	<li>Esterilizar el medio de perfusión pasando por un filtro de 0,22 μm.</li>
</ol>3. Configuración del sistema autónomo translaminar (TAS)
<ol><li>Instale jeringas de entrada (depósitos de PIO e ICP).<ol>
<li>Añadir 30 ml del medio de perfusión (sección 2) a una jeringa de 30 ml. Coloque una llave de paso de 3 vías a la jeringa de 30 ml. Conecte un filtro hidrófilo de 0,22 μm a la llave de paso de 3 vías. Conecte un adaptador de talón Luer de 15 G al filtro hidrófilo de 0,22 μm.</li>
		<li>Retire las burbujas de aire de la configuración de la jeringa. Conecte el tubo al adaptador de talón Luer de 15 G. Cierre el puerto lateral de la llave de paso con una tapa de bloqueo universal sin ventilación. Repita el proceso para un total de dos configuraciones.</li>
		<li>Etiquete una jeringa como presión intracraneal del canal 1 (CH1 ICP) y la otra jeringa como presión intraocular del canal 2 (CH2 IOP).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Instale jeringas de salida (depósitos de PIO e ICP).<ol>
<li>Coloque una llave de paso de 3 vías a una jeringa de 30 ml. Conecte un adaptador de talón Luer de 15 G a la llave de paso de 3 vías. Conecte el tubo al adaptador de talón Luer de 15 G.</li>
		<li>Cierre el puerto lateral de la llave de paso con una tapa de bloqueo universal sin ventilación. Repita el proceso para un total de dos configuraciones. Etiquete una jeringa como CH1 ICP y la otra jeringa como CH2 IOP.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Preparación del globo ocular completo humano
NOTA: Si se reciben ojos enteros, siga el procedimiento a continuación para separar el segmento anterior del segmento posterior del ojo. Si los ojos se reciben divididos en dos, comience en el paso 4.4.
<ol><li>Coloque un ojo entero en la solución de povidona yodada durante 2 min.</li>
	<li>Enjuague el ojo en una solución tamponada con fosfato estéril (PBS) para enjuagar la povidona yodada. Repetir 2 veces.</li>
	<li>Retire los anexos de todo el globo ocular con fórceps y tijeras. Dividir el ojo en el ecuador para separar los segmentos anterior y posterior del ojo.</li>
	<li>Retire la vaina del nervio óptico. Retire el humor vítreo del segmento posterior.</li>
	<li>Recorte la esclerótica adicional del segmento posterior, si es necesario, para garantizar un buen ajuste en la cúpula redonda de la cámara IOP (inferior). Usando fórceps, asegúrese de que la retina se extienda uniformemente sobre la parte posterior del segmento.</li>
	<li>Configuración de la cámara IOP (inferior)<ol>
<li>Coloque el segmento posterior humano en la cámara IOP (inferior) del TAS sobre la cúpula redonda con el nervio óptico mirando hacia la parte superior.</li>
		<li>Selle el segmento posterior utilizando la junta tórica de resina epoxi con cuatro tornillos, asegurando un sellado hermético.</li>
		<li>Inserte el tubo en los puertos de entrada y salida de la cámara IOP (inferior). La jeringa de entrada IOP con tubo que contiene medio se inserta en el puerto IN y la jeringa de salida IOP vacía con tubo se inserta en el puerto OUT.</li>
		<li>Utilice el método push/pull para infundir lentamente el medio de perfusión en el puerto de entrada para llenar la copa del ojo posterior mientras que simultáneamente tira lentamente del medio de perfusión a través de la jeringa de salida para eliminar cualquier burbuja de aire de las líneas. Deje de infundir el medio una vez que los tubos DE ENTRADA y SALIDA estén vacíos de burbujas de aire.</li>
		<li>Bloquee las llaves de paso en la posición de apagado. Retire la jeringa de 30 ml del conjunto del filtro del puerto IOP IN y vuelva a llenarla con un total de 30 ml de medio. Reemplace la jeringa de 30 ml en el conjunto del filtro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Configuración de la cámara ICP (superior)
	<ol>
<li>Coloque la cámara/tapa ICP (superior) sobre la parte posterior del segmento posterior. Asegúrese de que el nervio óptico esté dentro de la cámara superior. Selle la cámara superior con cuatro tornillos.</li>
		<li>Inserte el tubo en los puertos DE ENTRADA y SALIDA de la cámara ICP (superior). La jeringa de entrada ICP con medio que contiene tubos se inserta en el puerto IN y la jeringa de salida ICP vacía con tubos se inserta en el puerto OUT.</li>
		<li>Infunda suave y lentamente el medio en el puerto IN para llenar la cámara ICP y eliminar las burbujas de aire de las líneas utilizando el método push/pull. Deje de infundir el medio una vez que la cámara ICP, así como el tubo IN y OUT, estén vacíos de burbujas de aire.</li>
		<li>Bloquee las llaves de paso en la posición de apagado. Retire la jeringa de 30 ml del ICP en el conjunto del filtro de puerto y vuelva a llenarla con un total de 30 ml de medio. Reemplace la jeringa de 30 ml en el conjunto del filtro.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Configuración del sistema de registro de datos
NOTA: El sistema de registro de datos se compone de una fuente de alimentación de 8 canales, un amplificador de puente multicanal, transductores de presión hidrostática y una computadora con software de adquisición de datos (consulte la Tabla de materiales). A continuación se describe cómo configurar y calibrar el sistema.
<ol><li>Conecte el cable de alimentación a la parte posterior de la fuente de alimentación de 8 canales y conéctelo a un dispositivo de respaldo de batería.</li>
	<li>Conecte el cable USB de la fuente de alimentación de 8 canales a la parte posterior del ordenador.</li>
	<li>Conecte la fuente de alimentación de 8 canales al amplificador de puente multicanal mediante el cable I2C suministrado.</li>
	<li>Conecte los cables Bayonet Neill-Concelman (BNC) a las entradas de canal frente a la fuente de alimentación de 8 canales y el extremo de los cables a los canales correspondientes en la parte posterior del amplificador multicanal.</li>
	<li>Conecte los cables del transductor a la parte frontal del amplificador multicanal.</li>
	<li>Instale el software de adquisición de datos en el equipo.<ol>
<li>Ejecute el instalador de configuración del software de adquisición de datos desde el CD de software suministrado.</li>
		<li>Siga las instrucciones en la pantalla de la computadora.</li>
		<li>Cuando se complete la instalación, seleccione Finalizar.</li>
	</ol></li>
	<li>Encienda la fuente de alimentación de 8 canales.</li>
	<li>Encienda la computadora e inicie el software de adquisición de datos.<ol>
<li>Seleccione archivo | Nuevo.
</li>
		<li>Seleccione configuración | Configuración del canal. Seleccione tres canales (abajo a la izquierda de la pantalla). En la columna Título del canal , cambie el nombre de los canales de la siguiente manera: CH1 ICP; PIO CH2; CH3 TLPG (IOP-ICP).</li>
		<li>Seleccione 2 mV para el rango en todos los canales. En la columna Cálculo , seleccione Sin cálculo para los canales 1 y 2.</li>
		<li>En la columna Cálculo , seleccione Aritmética para el canal 3. En la sección Fórmula : Seleccionar canales/CH2; Seleccione aritmética "-"; Seleccione canales/CH1. En la sección Salida , seleccione mmHg. Seleccione Aceptar. Vuelva a seleccionar Aceptar .</li>
	</ol></li>
	<li>Configure y calibre los transductores de presión hidrostática. NOTA: Los transductores de presión hidrostática deben calibrarse antes de los experimentos utilizando el siguiente método.<ol>
<li>Conecte los transductores de presión hidrostática a las líneas de transductores conectadas al amplificador de puente multicanal.</li>
		<li>Conecte una jeringa de 30 ml llena de aire al puerto lateral del transductor de presión CH1 (ICP). Conecte el esfigmomanómetro a la parte inferior del transductor de presión CH1 (ICP).</li>
		<li>En el gráfico, vea la página del software de adquisición de datos, establezca la velocidad de muestreo haciendo clic con el botón izquierdo en la flecha junto al tiempo de muestreo y seleccione 100. A continuación, haga clic con el botón derecho en el área CH1 (ICP) de la página.</li>
		<li>Seleccione Amplificador de puente. Seleccione Filtro de red. Seleccione Cero y espere a que el sistema se ponga a cero, teniendo cuidado de no mover el transductor de presión.</li>
		<li>Pellizque las pestañas blancas del transductor de presión y empuje el aire a través del transductor hasta obtener 40 mmHg en el esfigmomanómetro. Suelte las pestañas blancas y retire la jeringa y el esfigmomanómetro.</li>
		<li>En la página Conversión de unidades , seleccione el signo 'menos (-)'. Resalte la meseta más alta para indicar 40 mmHg. Haga clic en la flecha del punto 1 e introduzca 40.</li>
		<li>Resalte la meseta más baja para indicar 0 mmHg. Haga clic en la flecha del punto 2 e introduzca 0. Seleccione mmHg para las unidades. Seleccione Aceptar.</li>
		<li>Seleccione Aceptar (página Amplificador de puente). Repita los pasos 9.1–9.7 para CH2 (IOP) usando 100 mmHg para la meseta más alta y 0 para la meseta más baja.</li>
	</ol></li>
	<li>Conecte la unidad de segmento TAS/posterior al sistema de adquisición de datos.<ol>
<li>Coloque la unidad TAS/segmento posterior en una incubadora (37 °C, 5% co2). Conecte el tubo ICP desde el puerto OUT al transductor de presión CH1 (ICP).</li>
		<li>Conecte el tubo IOP del puerto OUT al transductor de presión CH2 (IOP).</li>
		<li>Conecte las configuraciones de la jeringa (ICP e IOP) con medio desde los puertos IN hasta el soporte del anillo.</li>
		<li>En la página Vista de gráfico , seleccione Iniciar muestreo. Establezca la velocidad de muestreo haciendo clic con el botón izquierdo en la flecha junto al tiempo de muestreo y seleccione Lento y 1 min.</li>
		<li>Ajuste las jeringas en el soporte del anillo hacia arriba o hacia abajo para regular las presiones ICP e IOP según los requisitos del protocolo.</li>
		<li>Realice la reposición sistémica del medio en el sistema cada 48-72 h a través del método push and pull.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Recuperación y análisis de datos
<ol><li>Abra el archivo de datos en el software de adquisición de datos.</li>
	<li>En la sección Data Pad , haga clic en el icono Agregar múltiples al DataPad . Aparecerá una nueva ventana.<ol>
<li>En la sección Buscar usando , seleccione Hora en el menú desplegable.</li>
		<li>En la sección Seleccionar , seleccione 1 hora cada 1 hora en los menús desplegables.</li>
		<li>En la sección Paso a paso , seleccione Todo el archivo y, a continuación, haga clic en Agregar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>En la sección Data Pad , haga clic en el icono Data Pad View . Resalte todos los datos y copie / pegue en una hoja de cálculo.</li>
	<li>Calcule la media y las desviaciones estándar para IOP, ICP y TLPG cada 24 h. Recopile los datos utilizando la opción de tabla dinámica en un programa de hoja de cálculo y un gráfico.</li>
</ol>7. Inmunohistoquímica y tinción de hematoxilina y eosina de segmentos posteriores
<ol><li>Retire los segmentos oculares posteriores siguiendo varios puntos de tiempo del modelo TAS y fije la formalina antes de parafinar.</li>
	<li>Seccionar los ojos para producir planos de tejido sagital.</li>
	<li>Desparafinar los segmentos incrustados en parafina con una solución 100% xileno, 95% etanol, 50% etanol.</li>
	<li>Lave los portaobjetos con PBS durante 10 minutos y bloquee con un tampón de bloqueo a temperatura ambiente durante 1 h.</li>
	<li>Etiquete las secciones con anticuerpos primarios: anticolágeno IV (marcador de matriz extracelular (ECM), NB120-6586, 1:100) y antilaminina (marcador ECM, NB300-144, 1:100, anti-RBPMS (marcador RGC), GTX118619, 1:50).</li>
	<li>Detectar los anticuerpos primarios utilizando anticuerpos secundarios Alexa Fluor (Alexa Fluor 488 cabra anti-conejo, A11008, 1:500).</li>
	<li>Contramante los núcleos celulares utilizando la solución antidesvanecimiento DAPI.</li>
	<li>Capture imágenes de las secciones teñidas e imágenes de fase con lentes de objetivo 4x y 10x utilizando un microscopio de fluorescencia (consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Para la tinción de hematoxilina y eosina (H&E), procese las secciones en un sistema de tinción automatizado (consulte la Tabla de materiales) para la desparafinación utilizando una solución de etanol 100%, xileno al 95%, etanol al 50% y manche con H&E.</li>
	<li>Capture imágenes con las lentes de objetivos 4x y 10x utilizando un microscopio con una fuente de luz de campo brillante.</li>
</ol>

Los autores del manuscrito no tienen conflictos de intereses potenciales que revelar.

Los tejidos postmortem humanos son un recurso especialmente valioso para el estudio de las enfermedades neurodegenerativas humanas porque la identificación de posibles fármacos desarrollados en modelos animales debe ser traducible a humanos47. Los efectos de la elevación de la PIO humana están bien establecidos, pero se ha realizado una investigación mínima sobre los cambios anormales de presión translaminar de ONH. A pesar de que existen múltiples modelos animales y modelos finitos de ONH...

Las estimaciones mundiales en encuestas recientes sugieren que 285 millones de personas viven con discapacidad visual, incluidos 39 millones que son ciegos1. En 2010, la Organización Mundial de la Salud documentó que tres de las nueve principales causas de ceguera enumeradas ocurren en el segmento posterior del ojo1. Las enfermedades oculares del segmento posterior involucran la retina, la coroides y el nervio óptico2. La retina y el nervio óptico son extensiones del sistema nervioso central (SNC) del cerebro. Los axones de células ganglionares de la retina (RGC) son vulnerables al daño porque salen del ojo a través de la cabeza del nervio óptico (ONH) para formar el nervio óptico3. El ONH sigue siendo el punto más vulnerable para los axones RGC debido a la malla 3D de haces de tejido conectivo llamada lámina cribrosa (LC)4. La ONH es el sitio inicial de insulto a los axones RGC en glaucoma5,6,7, y se han estudiado cambios en la expresión génica dentro de la ONH en modelos de hipertensión ocular y glaucoma8,9,10. Los axones RGC son susceptibles en la ONH debido a los diferenciales de presión entre el compartimento intraocular, llamado presión intraocular (PIO), y dentro del espacio subaracnoideo perióptico externo, llamado presión intracraneal (ICP)11. La región LC separa ambas áreas, manteniendo diferenciales de presión normales, con PIO que oscila entre 10 y 21 mmHg y PIC desde 5-15 mmHg12. La diferencia de presión a través de la lámina entre las dos cámaras se denomina gradiente de presión translaminar (TLPG)13. Un factor de riesgo importante del glaucoma es la PIO14 elevada.
El aumento de la PIO aumenta la tensión dentro y a través de la región laminar6,15,16. Observaciones experimentales en humanos y modelos animales presentan la ONH como el sitio inicial del daño axonal17,18. El paradigma biomecánico del estrés y la tensión relacionados con la PIO que causan daños glaucomatosos en la ONH también influye en la fisiopatología del glaucoma19,20,21. Aunque en humanos los cambios inducidos por la presión dañan mecánicamente los axones RGC22, los roedores que carecen de placas colágenas dentro de la lámina también pueden desarrollar glaucoma7,23. Además, la PIO elevada sigue siendo el factor de riesgo más prominente en los pacientes con glaucoma primario de ángulo abierto, mientras que los pacientes con glaucoma de tensión normal desarrollan neuropatía óptica glaucomatosa incluso sin PIO elevada. Además, también hay un subconjunto de pacientes hipertensos oculares que no muestran daño en el nervio óptico. También se ha sugerido que la presión del líquido cefalorraquídeo (CSFp) puede desempeñar un papel en la patogénesis del glaucoma. La evidencia indica que la PIC se reduce a ~5 mmHg en pacientes con glaucoma en comparación con individuos normales, lo que provoca un aumento de la presión translaminar y juega un papel crucial en la enfermedad24,25. Anteriormente, se demostró en un modelo canino, que al controlar los cambios de IOP y CSFp, puede haber grandes desplazamientos del disco óptico26. La elevación de la CSFp en los ojos porcinos también ha mostrado un aumento de la tensión principal dentro de la región LC y el tejido neural retrolaminar. El aumento de la tensión en los RGC y la región LC contribuye al bloqueo del transporte axonal y a la pérdida de RGC27. La degeneración progresiva de las RGC se ha asociado con pérdida de soporte trófico28,29, estimulación de procesos inflamatorios/regulación inmune30,31 y efectores apoptóticos29,32,33,34,35. Además, la lesión axonal (Figura 3) causa efectos perjudiciales sobre las RGC, desencadenando el fracaso regenerativo36,37,38,39. A pesar de que los efectos de la PIO han sido bien estudiados, se han realizado investigaciones mínimas sobre los cambios anormales de presión translaminar. La mayoría de los tratamientos para el glaucoma se centran en estabilizar la PIO. Sin embargo, a pesar de que la disminución de la PIO ralentiza la progresión de la enfermedad, no revierte la pérdida del campo visual y previene la pérdida completa de RGC. Comprender los cambios neurodegenerativos relacionados con la presión en el glaucoma será crucial para prevenir la muerte por RGC.
La evidencia actual indica que las modulaciones de presión translaminar debido a diversos cambios mecánicos, biológicos o fisiológicos en pacientes que sufren de discapacidades visuales traumáticas o neurodegenerativas pueden causar una pérdida significativa de la visión. Actualmente, no existe un verdadero modelo preclínico del segmento posterior humano que pueda permitir el estudio del daño biomecánico glaucomatoso dentro de la ONH humana ex vivo. La observación y el tratamiento del segmento posterior del ojo es un gran reto en oftalmología27. Existen barreras físicas y biológicas para atacar el ojo posterior, incluyendo altas tasas de eliminación, barrera sangre-retina y posibles respuestas inmunológicas40. La mayoría de las pruebas de eficacia y seguridad para nuevos objetivos farmacológicos se realizan utilizando modelos celulares e in vivo in vitro41. La anatomía ocular es compleja, y los estudios in vitro no imitan con precisión las barreras anatómicas y fisiológicas presentadas por los sistemas de modelos de tejidos. A pesar de que los modelos animales son una necesidad para los estudios farmacocinéticos, la fisiología ocular del ojo posterior humano puede variar entre varias especies animales, incluida la anatomía celular de la retina, la vasculatura y la ONH41,42.
El uso de animales vivos requiere regulaciones éticas intensivas y detalladas, un alto compromiso financiero y una reproducibilidad efectiva43. Recientemente, se han seguido muchas otras directrices para el uso ético de animales en la investigación experimental44,45,46. Una alternativa a las pruebas con animales es el uso de modelos de ojo humano ex vivo para investigar la patogénesis de la enfermedad y el análisis potencial de medicamentos para proteger el daño de LA ONH. El tejido postmortem humano es un recurso valioso para el estudio de los paradigmas de las enfermedades humanas, especialmente en el caso de las enfermedades neurodegenerativas humanas, porque la identificación de fármacos potenciales desarrollados en modelos animales requiere la necesidad de ser traducibles a los humanos47. El tejido donante humano ex vivo se ha utilizado ampliamente para el estudio de trastornos humanos47,48,49, y los sistemas de cultivo de órganos de perfusión del segmento anterior humano han proporcionado previamente un modelo ex vivo único para estudiar la fisiopatología de la PIO elevada50,51,52.
Para estudiar la presión translaminar relacionada con la PIO y la PIC en los ojos humanos, diseñamos y desarrollamos con éxito un sistema autónomo translaminar (TAS) de dos cámaras que puede regular de forma independiente la PIO y la PIC utilizando segmentos posteriores de los ojos de donantes humanos. Es el primer modelo humano ex vivo que estudia la presión translaminar y explota los efectos biomecánicos del TLPG en la ONH.
Este modelo de TAS humano ex vivo se puede utilizar para descubrir y clasificar las modificaciones celulares y funcionales que ocurren debido a la elevación crónica de la PIO o ICP. En este informe, detallamos el protocolo paso a paso de disección, configuración y monitoreo del modelo de segmento posterior humano TAS. El protocolo permitirá a otros investigadores reproducir eficazmente este nuevo modelo de segmento posterior humano presurizado ex vivo para estudiar la patogénesis de enfermedades biomecánicas.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#122, 1-1/8&#34; Inside x 1-5/16&#34; Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32&#34; Thick, 
			755 Durometer 50 Pack</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07DRGPPZJ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8&#34; ID, 13/16&#34; OD, 3/32&#34; Width (Pack of 100)</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B000FMYRHK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 mL Syringes without Needle</td>
			<td>Vitality Medical</td>
			<td>302832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>2C6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME &#38; appropriate sized phillips screwdriver</td>
			<td>Brikksen Stainless Steel Fastners</td>
			<td>PPMSSSCH4C.5</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ANPROLENE 16 LARGE AMPULE</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9085343</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Purdue</td>
			<td>PUR1815001EACH</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS430167-100EA</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning&#160;L-glutamine Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>MT25005CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4&#34; x 4&#34;, 12-Ply, Sterile, 1200/CS</td>
			<td>Med Plus Medical Supply</td>
			<td>COV-3033-CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dressing Forceps Delicate Curved (serrated)</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors Standard Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K4-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes</td>
			<td>Capitol Scientific</td>
			<td>351058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>16-320-730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-58</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Dulbecco&#39;s Modified Eagles Medium</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH3024302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear</td>
			<td>Qosina</td>
			<td>28217</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN &#174; II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>DPT-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5&#34; NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box</td>
			<td>Jenson Global</td>
			<td>JG15-0.5HPX 15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Keyence B2&#8208;X710 microscope</td>
			<td>Keyence</td>
			<td>B2-X710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart 8</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>LabChart 8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica ST5020 Multi-stainer</td>
			<td>Leica</td>
			<td>ST5020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>65811</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octal Bridge Amp (Model # FE228)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>FE228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1675398</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Solution (PBS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D8537-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 8/35 (Model # PL3508)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>PL3508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>P36935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water&#160;Straight Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 NPT Male</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>7880T113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread&#160;for Air and Water, Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 Pipe</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>51235K101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft.</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-171-268</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superblock T20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>PI37536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors - Sharp-Blunt</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14001-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Forceps Delicate 1x2 Teeth Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Translaminar Autonomous System (TAS)</td>
			<td>University of North Texas Health Science Center</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N 
			(NBR, Nitrile, Buna)</td>
			<td>Marco Rubber &#38; Plastics</td>
			<td>B1000-030</td>
			<td></td>
		</tr>
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translaminar autonomous system model for the modulation of intraocular and intracranial pressure in human donor posterior segments

Existe una necesidad insatisfecha actual de un nuevo modelo humano preclínico que pueda dirigirse a la etiología de la enfermedad ex vivo utilizando la presión intracraneal (PIC) y la presión intraocular (PIO) que pueda identificar varios paradigmas patógenos relacionados con la patogénesis del glaucoma. Los modelos de cultivo de órganos de perfusión del segmento anterior humano ex vivo se han utilizado y aplicado con éxito como tecnologías efectivas para el descubrimiento de la patogénesis del glaucoma y las pruebas terapéuticas. El cribado preclínico de fármacos y la investigación realizada en sistemas de órganos humanos ex vivo pueden ser más traducibles a la investigación clínica. Este artículo describe en detalle la generación y el funcionamiento de un nuevo modelo de presión translaminar humana ex vivo llamado sistema autónomo translaminar (TAS). El modelo TAS puede regular de forma independiente la PIC y la PIO utilizando segmentos posteriores de donantes humanos. El modelo permite estudiar la patogénesis de manera preclínica. Puede reducir el uso de animales vivos en la investigación oftálmica. A diferencia de los modelos experimentales in vitro, la estructura, complejidad e integridad del tejido de la cabeza del nervio óptico (ONH) también se pueden mantener dentro del modelo TAS ex vivo.

Diseño y creación del sistema autónomo translaminar El diferencial de presión translaminar es un mecanismo clave potencial en la patogénesis de diversas enfermedades, incluido el glaucoma. Los usos para el modelo descrito incluyen, pero no se limitan a, el estudio del glaucoma (PIO elevada, tal vez disminución de la PIC), lesión cerebral traumática (PIC elevada) y exposición a largo plazo a la discapacidad visual asociada a la microgravedad (PIC elevada, PIO elevada). Para ayudar a descubrir ...

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Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments

Describimos y detallamos el uso del sistema autónomo translaminar. Este sistema utiliza el segmento posterior humano para regular independientemente la presión dentro del segmento (intraocular) y que rodea el nervio óptico (intracraneal) para generar un gradiente de presión translaminar que imita las características de la neuropatía óptica glaucomatosa.

Modelo de sistema autónomo translaminar para la modulación de la presión intraocular e intracraneal en segmentos posteriores de donantes humanos

There is a current unmet need for a new preclinical human model that can target disease etiology ex vivo using intracranial pressure (ICP) and intraocular ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.9K vistas.  University of North Texas Health Science Center. Describimos y detallamos el uso del sistema autónomo translaminar. Este sistema utiliza el segmento posterior humano para regular independientemente la presión dentro del segmento (intraocular) y que rodea el nervio óptico (intracraneal) para generar un gradiente de presión translaminar que imita las características de la neuropatía óptica glaucomatosa.

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The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

El sistema olfativo como un modelo para estudiar los patrones de crecimiento axonal y Morfología<em&gt; En Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Investigación

Neurociencias

Enrichment of Bruch's Membrane from Human Donor Eyes

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of the center&#160;of the retina, called the macula, resulting in the loss of central vision. Early AMD is characterised by the presence of small, yellowish lesions called soft drusen that can progress onto late AMD such as geographic atrophy (dry AMD) or neovascularisation (wet AMD). Although the clinical changes are well described, and the understanding of genetic influences on conferring AMD risk are getting ever more detailed, one area lacking major progress is an understanding of the biochemical consequences of genetic risk. This is partly due to difficulties in understanding the biochemistry of Bruch&#8217;s membrane, a very thin extracellular matrix that acts as a biological filter of material from the blood supply and a scaffold on which the retinal pigment epithelial (RPE) cell monolayer resides. Drusen form within Bruch&#8217;s membrane and their presence disrupts nutrient flow to the RPE cells. Only by investigating the protein composition of Bruch&#8217;s membrane, and indeed how other proteins interact with it, can researchers hope to unravel the biochemical mechanisms underpinning drusen formation, development of AMD and subsequent vision loss. This paper details methodologies for enriching either whole Bruch&#8217;s membrane, or just from the macula region, so that it can be used for downstream biochemical analysis, and provide examples of how this is already changing the understanding of Bruch&#8217;s membrane biochemistry.

Enrichment of Bruch&#039;s Membrane from Human Donor Eyes

Identifying proteins specifically associated with Bruch&#8217;s membrane in human eyes is an important step in understanding the biochemical mechanisms behind eye diseases such as age-related macular degeneration. This protocol describes how to enrich this sheet of extracellular matrix for down-stream biochemical analysis.

Enriquecimiento de la membrana de Bruch de Ojos donante humano

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of ...

Autonomous and Rechargeable Microneurostimulator Endoscopically Implantable into the Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency low-energetic stimulation can help to effectively moderate and alleviate the symptoms of gastric dysmotility. The goal of the research was the development of a miniature, endoscopically implantable device to a submucosal pocket. The implantable device is a fully customized electronic package which was specifically designed for the purpose of experiments in the submucosa. The device is equipped with a lithium-ion battery which can be recharged wirelessly by receiving an incident magnetic field from the charging/transmitting coil. The uplink communication is achieved in a MedRadio band at 432 MHz. The device was endoscopically inserted into the submucosal pocket of a live domestic pig used as an in vivo model, specifically in the stomach antrum. The experiment confirmed that the designed device can be implanted into the submucosa and is capable of bidirectional communication. The device can perform bipolar stimulation of muscle tissue.

The application of high-frequency low-energetic stimulation can alleviate the symptoms of gastric dysmotility. In this research, a miniature, endoscopically implantable and wirelessly rechargeable device which is implanted into a submucosal pocket is presented. Successful both-way communication and stimulation control were achieved during an experiment on live pig.

Autónoma y recargable Microneurostimulator Endoscopically Implantable en la Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

Análisis de actividad de los nervios y conectividad mediante datos EEG intracraneal con Software SPM

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...

How to Obtain Reliable Visual Event-related Potentials in Newborns

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable measurements in newborns. Obtaining high-quality, reliable VEPs is crucial for the early detection of abnormal development of the central nervous system in at-risk newborns, and for implementing successful early interventions. Recommendations are based on a previous study which showed that when post-conceptional age, polysomnography-identified sleep stages, and light-emitting diodes (LEDs) googles as the luminous source are controlled, no more than 4 repetitions of VEP averages are required to obtain replicable recordings, variability decreases, and reliable VEPs can be obtained. By controlling for these sources of variability and using statistical analyses, we were able to clearly and reliably identify the amplitude and latency of three main components (NII, PII and NIII) present in 100% of newborns (n = 20) during active sleep. Recording VEPs during awake states, quiet sleep and transitional sleep is not recommended because VEP morphology may differ significantly from one average to the next, leading to the risk of misleading clinical prognoses. Moreover, it is easier to obtain VEPs during active sleep because this state can be clearly and reliably identified at this stage of development, sleep cycles are short enough to allow measurements to be taken in a reasonable time, and the method does not require new o expensive equipment.

Several important points for obtaining high-quality reliable visual evoked potentials (VEPs) in newborns while minimizing variability and the risk of misleading prognoses are presented.

Cómo obtener potenciales fiables relacionados con eventos visuales en recién nacidos

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

Análisis cinemático 3D para la evaluación funcional en el modelo de rata de lesión de aplastamiento de nervios ciáticos

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Simultaneous Application of Transcranial Direct Current Stimulation during Virtual Reality Exposure

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through modulation of neural resting membranes. Compared to other techniques, tDCS is relatively safe, cost-effective, and can be administered while individuals are engaged in controlled, specific cognitive processes. This latter point is important as tDCS may predominantly affect intrinsically active neural regions. In an effort to test tDCS as a potential treatment for psychiatric illness, the protocol described here outlines a novel procedure that allows the simultaneous application of tDCS during exposure to trauma-related cues using virtual reality (tDCS+VR) for veterans with posttraumatic stress disorder (NCT03372460). In this double-blind protocol, participants are assigned to either receive 2 mA tDCS, or sham stimulation, for 25 minutes while passively watching three 8-minute standardized virtual reality drives through Iraq or Afghanistan, with virtual reality events increasing in intensity during each drive. Participants undergo six sessions of tDCS+VR over the course of 2-3 weeks, and psychophysiology (skin conductance reactivity) is measured throughout each session. This allows testing for within and between session changes in hyperarousal to virtual reality events and adjunctive effects of tDCS. Stimulation is delivered through a built-in rechargeable battery-driven tDCS device using a 1 (anode) x 1 (cathode) unilateral electrode set-up. Each electrode is placed in a 3 x 3 cm (current density 2.22 A/m2) reusable sponge pocket saturated with 0.9% normal saline. Sponges with electrodes are attached to the participant&#8217;s skull using a rubber headband with the electrodes placed such that they target regions within the ventromedial prefrontal cortex. The virtual reality headset is placed over the tDCS montage in such a way as to avoid electrode interference.

This manuscript outlines a novel protocol to allow the simultaneous application of transcranial direct current stimulation during exposure to warzone trauma-related cues using virtual reality for veterans with posttraumatic stress disorder.

Aplicación simultánea de estimulación transcraneal de corriente continua durante la exposición a la realidad virtual

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through ...

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates reafferent cues that animals must disentangle from relevant sensory cues of the surrounding environment. For example, when a fish swims, flow generated from body undulations is detected by the mechanoreceptive neuromasts, comprising hair cells, that compose the lateral line system. The hair cells then transmit fluid motion information from the sensor to the brain via the sensory afferent neurons. Concurrently, corollary discharge of the motor command is relayed to hair cells to prevent sensory overload. Accounting for the inhibitory effect of predictive motor signals during locomotion is, therefore, critical when evaluating the sensitivity of the lateral line system. We have developed an in vivo electrophysiological approach to simultaneously monitor posterior lateral line afferent neuron and ventral motor root activity in zebrafish larvae (4-7 days post fertilization) that can last for several hours. Extracellular recordings of afferent neurons are achieved using the loose patch clamp technique, which can detect activity from single or multiple neurons. Ventral root recordings are performed through the skin with glass electrodes to detect motor neuron activity. Our experimental protocol provides the potential to monitor endogenous or evoked changes in sensory input across motor behaviors in an intact, behaving vertebrate.

We describe a protocol to monitor changes in the afferent neuron activity during motor commands in a model vertebrate hair cell system.

Actividad De Las Neuronas Aferentes De La Línea Lateral Posterior Durante La Natación En El Pez Cebra

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s disease (HD) is principally driven by a CAG nucleotide repeat that encodes an expanded glutamine tract in huntingtin protein. Thus, the inhibition of polyglutamine (polyQ) aggregation and, in particular, aggregation-associated neurotoxicity is a useful strategy for the prevention of HD and other polyQ-associated conditions. This paper introduces generalized experimental protocols to assess the neuroprotective capacity of test compounds against HD using established polyQ transgenic Caenorhabditis elegans models. The AM141 strain is chosen for the polyQ aggregation assay as an age-associated phenotype of discrete fluorescent aggregates can be easily observed in its body wall at the adult stage due to muscle-specific expression of polyQ::YFP fusion proteins. In contrast, the HA759 model with strong expression of polyQ-expanded tracts in ASH neurons is used to examine neuronal death and chemoavoidance behavior. To comprehensively evaluate the neuroprotective capacity of target compounds, the above test results are ultimately presented as a radar chart with profiling of multiple phenotypes in a manner of direct comparison and direct viewing.

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Here, we present a protocol to assess the neuroprotective activities of test compounds in Caenorhabditis elegans, including polyglutamine aggregation, neuronal death, and chemoavoidance behavior, as well as an exemplary integration of multiple phenotypes.

Caenorhabditis elegans como sistema modelo para descubrir compuestos bioactivos contra la neurotoxicidad mediada por poliglutamina

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s ...

Intracranial Pressure Monitoring In Nontraumatic Intraventricular Hemorrhage Rodent Model

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage animal models is essential. In this study, we sought out ways to measure intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during nontraumatic intraventricular hemorrhage in rats. The experimental design included three Sprague Dawley groups: sham, standard 200 &#181;l intraventricular hemorrhage, and vehicle control groups. By introducing an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor, precise intracranial pressure measurements were obtained in all groups. Cerebral perfusion pressures were calculated with the knowledge of intracranial pressure and mean arterial pressure values. As expected, the intraventricular hemorrhage and vehicle control groups both experienced a rise in the intracranial pressure and subsequent decline in cerebral perfusion pressure during intraventricular injection of autologous blood and artificial cerebrospinal fluid, respectively. The addition of an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor is beneficial in monitoring precise intracranial pressure changes.

Monitoring intracranial pressure in rodent&#160;models of nontraumatic intraventricular hemorrhage is not common in the current literature. Herein, we demonstrate a technique for measuring intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during intraventricular hemorrhage in a rat&#160;animal model.

Monitorización de la presión intracraneal en un modelo de roedor con hemorragia intraventricular no traumática

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage ...

Methods Article

Modelo de sistema autónomo translaminar para la modulación de la presión intraocular e intracraneal en segmentos posteriores de donantes humanos