O financiamento para este projeto foi através de fundos discricionários da Dra. Este trabalho foi apoiado em parte por uma subvenção irrestrita da Research to Prevent Blindness, Inc. ao UW Madison Department of Oftalmology and Visual Sciences. Agradecemos aos Drs. Abbot F. Clark e Weiming Mao por sua assistência técnica com o modelo de cultura de órgãos de perfusão. Agradecemos ao Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) por fornecer os olhos dos doadores humanos.

Os olhos foram obtidos de acordo com as disposições da Declaração de Helsinque para pesquisas envolvendo tecido humano.
NOTA: Olhos de bancos oculares respeitáveis (por exemplo, Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) foram colhidos dentro de 6-12 h de morte e o soro de doadores foi testado para hepatite B, hepatite C e vírus da imunodeficiência humana 1 e 2. Uma vez recebidos, os olhos foram dissecados e configurados no modelo TAS dentro de 24 horas. Os critérios de exclusão incluíam qualquer patologia ocular. Os olhos não foram excluídos com base na idade, raça ou gênero. Para garantir a viabilidade da retina após o recebimento, as explanações da retina foram colhidas dos doadores de tecidos e cultivadas por 7 e 14 dias (Figura Suplementar 1). Essas retinas também foram dissociadas e cresceram RGCs saudáveis na cultura por 7 dias com coloração positiva para marcador RGC, proteína de ligação de RNA com splicing múltiplo (RBPMS), bem como coloração positiva da cadeia de luz de neurofilamento (NEFL) em seus neurofilamentos (Figura Suplementar 2). .
1. Preparação e esterilização de equipamentos e suprimentos
<ol><li>Consulte a Tabela de Materiais para obter uma lista completa de suprimentos necessários, bem como números de fornecedores e catálogos.</li>
	<li>Antes de usar, esterilize todos os equipamentos e instrumentos por autoclaving ou usando ampolas de óxido de etileno.</li>
</ol>2. Preparação do meio de perfusão
<ol><li>Adicione 1% de estreptomicina de penicilina (10.000 penicilina U/mL, 10.000 μg/mL estreptomicina em 0,85% NaCl) e 1% L-glutamina (200 mM) a 1.000 mL de alta glicose Dulbecco's médio de Águia modificada (DMEM).</li>
	<li>Esterilize o meio de perfusão passando por um filtro de 0,22 μm.</li>
</ol>3. Configuração do sistema autônomo Translaminar (TAS)
<ol><li>Configurar seringas de entrada (reservatórios IOP e ICP).<ol>
<li>Adicione 30 mL do meio de perfusão (seção 2) a uma seringa de 30 mL. Conecte uma torneira de 3 vias à seringa de 30 mL. Conecte um filtro hidrofílico de 0,22 μm à torneira de 3 vias. Conecte um adaptador de stub Luer de 15 G ao filtro hidrofílico de 0,22 μm.</li>
		<li>Remova bolhas de ar da configuração da seringa. Conecte a tubulação ao adaptador de stub Luer de 15 G. Feche a porta lateral da torneira com uma tampa de bloqueio universal nãoventada. Repita para um total de duas configurações.</li>
		<li>Rotule uma seringa como pressão intracraniana do canal 1 (CH1 ICP) e a outra seringa como pressão intraocular do canal 2 (CH2 IOP).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Configurar seringas de escoamento (reservatórios IOP e ICP).<ol>
<li>Conecte uma torneira de 3 vias a uma seringa de 30 mL. Conecte um adaptador de stub Luer de 15 G na torneira de 3 vias. Conecte a tubulação ao adaptador de stub Luer de 15 G.</li>
		<li>Feche a porta lateral da torneira com uma tampa de bloqueio universal nãoventada. Repita para um total de duas configurações. Rotule uma seringa como CH1 ICP e a outra seringa como CH2 IOP.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Preparação de globo ocular inteiro humano
NOTA: Se os olhos inteiros forem recebidos, siga o procedimento abaixo para separar o segmento anterior do segmento posterior do olho. Se os olhos forem recebidos bissecto, comece na etapa 4.4.
<ol><li>Coloque um olho inteiro na solução povidone-iodo por 2 min.</li>
	<li>Enxágüe o olho em solução tamponada de fosfato estéril (PBS) para enxaguar o povidone-iodo. Repita duas vezes.</li>
	<li>Remova a adnexa de todo o globo ocular usando fórceps e tesouras. Bissecte o olho no equador para separar os segmentos anterior e posterior do olho.</li>
	<li>Remova a baia do nervo óptico. Remova o humor vítreo do segmento posterior.</li>
	<li>Apare a esclera adicional do segmento posterior, se necessário, para garantir um bom ajuste na cúpula redonda da câmara IOP (inferior). Usando fórceps, certifique-se de que a retina se espalhe uniformemente sobre o posterior do segmento.</li>
	<li>Configuração da câmara IOP (inferior)<ol>
<li>Coloque o segmento posterior humano na câmara IOP (inferior) do TAS sobre a cúpula redonda com o nervo óptico voltado para a parte superior.</li>
		<li>Sele o segmento posterior usando o anel O de resina epóxi com quatro parafusos, garantindo uma vedação apertada.</li>
		<li>Insira a tubulação nas portas DE ENTRADA e SAÍDA da câmara IOP (inferior). A seringa de entrada IOP com tubo contendo meio é inserida na porta IN e a seringa de saída IOP vazia com tubulação é inserida na porta OUT.</li>
		<li>Use o método push/pull para infundir lentamente o meio de perfusão na porta de entrada para preencher o copo ocular posterior, ao mesmo tempo em que puxa lentamente o meio de perfusão para fora através da seringa de saída para remover quaisquer bolhas de ar das linhas. Pare de infundir o meio uma vez que os tubos DE ENTRADA e SAÍDA estejam vazios de bolhas de ar.</li>
		<li>Tranque as torneiras na posição de fora. Remova a seringa de 30 mL do conjunto do filtro de porta IOP IN e reabaste nas proximidades com um total de 30 mL de meio. Substitua a seringa de 30 mL no conjunto do filtro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Configuração da câmara ICP (superior)
	<ol>
<li>Coloque a câmara/tampa ICP (superior) sobre a parte de trás do segmento posterior. Certifique-se de que o nervo óptico está dentro da câmara superior. Sele a câmara superior com quatro parafusos.</li>
		<li>Insira a tubulação nas portas DE ENTRADA e SAÍDA da câmara ICP (superior). A seringa de entrada ICP com tubo contendo meio é inserida na porta IN e a seringa de saída ICP vazia com tubulação é inserida na porta OUT.</li>
		<li>Infundir suavemente e lentamente o meio na porta IN para encher a câmara ICP e remover bolhas de ar das linhas usando o método push/pull. Pare de infundir o meio uma vez que a câmara ICP, bem como a tubulação IN e OUT são vazias de bolhas de ar.</li>
		<li>Tranque as torneiras na posição de fora. Remova a seringa de 30 mL da ICP no conjunto do filtro de porta e reabastecida com um total de 30 mL de meio. Substitua a seringa de 30 mL no conjunto do filtro.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Configuração do sistema de gravação de dados
NOTA: O sistema de gravação de dados é composto por uma fonte de energia de 8 canais, amplificador de ponte multicanal, transdutores de pressão hidrostática e um computador com software de aquisição de dados (ver Tabela de Materiais). O seguinte descreve como configurar e calibrar o sistema.
<ol><li>Conecte o cabo de alimentação na parte de trás da fonte de alimentação de 8 canais e conecte-se a um dispositivo de backup da bateria.</li>
	<li>Conecte o cabo USB da fonte de alimentação de 8 canais na parte de trás do computador.</li>
	<li>Conecte a fonte de energia de 8 canais ao amplificador de ponte multicanal usando o cabo I2C fornecido.</li>
	<li>Conecte os cabos Bayonet Neill-Concelman (BNC) nas entradas do canal em frente à fonte de energia de 8 canais e à extremidade dos cabos nos canais correspondentes na parte traseira do amplificador multicanal.</li>
	<li>Conecte os cabos transdutores à frente do amplificador multicanal.</li>
	<li>Instale o software de aquisição de dados no computador.<ol>
<li>Execute o instalador de configuração de software de aquisição de dados a partir do CD de software fornecido.</li>
		<li>Siga as instruções na tela do computador.</li>
		<li>Quando a instalação estiver concluída, selecione Terminar.</li>
	</ol></li>
	<li>Ligue a fonte de energia de 8 canais.</li>
	<li>Ligue o computador e inicie o software de aquisição de dados.<ol>
<li>Selecione | de arquivos Novo.
</li>
		<li>Selecione | de configuração Configurações do canal. Selecione três canais (inferior esquerdo da tela). Na coluna Título do Canal renomeia os canais da seguinte forma: CH1 ICP; CH2 IOP; CH3 TLPG (IOP-ICP).</li>
		<li>Selecione 2 mV para o Intervalo em todos os canais. Na coluna Cálculo selecione Não Cálculo para os canais 1 e 2.</li>
		<li>Na coluna Cálculo selecione Aritmética para o canal 3. Na seção Fórmula : Selecione canais/CH2; Selecione aritmética "-"; Selecione canais/CH1. Na seção Saída selecione mmHg. Selecione OK. Selecione OK novamente.</li>
	</ol></li>
	<li>Configure e calibrar os transdutores de pressão hidrostática. NOTA: Os transdutores de pressão hidrostática devem ser calibrados antes dos experimentos usando o seguinte método.<ol>
<li>Conecte os transdutores de pressão hidrostática às linhas transdutoras ligadas ao amplificador da ponte multicanal.</li>
		<li>Conecte uma seringa de 30 mL cheia de ar à porta lateral do transdutor de pressão CH1 (ICP). Conecte o esfigmomanômetro à parte inferior do transdutor de pressão CH1 (ICP).</li>
		<li>No gráfico, veja a página do software de aquisição de dados, defina a velocidade de amostragem à esquerda clicando na seta ao lado do tempo de amostragem e selecione 100. Em seguida, clique com o botão direito do mouse na área CH1 (ICP) da página.</li>
		<li>Selecione Bridge Amp. Selecione Filtro de rede. Selecione Zero e aguarde que o sistema zero, tomando cuidado para não mover o transdutor de pressão.</li>
		<li>Aperte as abas brancas do transdutor de pressão e empurre o ar através do transdutor até que 40 mmHg seja obtido no esfigmomanômetro. Solte as abas brancas e remova a seringa e o esfigmomanômetro.</li>
		<li>Na página Conversão de Unidades , selecione o sinal 'menos (-)'. Destaque o platô mais alto para indicar 40 mmHg. Clique na Seta para o ponto 1 e digite 40.</li>
		<li>Destaque o platô mais baixo para indicar 0 mmHg. Clique na Seta para o ponto 2 e digite 0. Selecione mmHg para as unidades. Selecione OK.</li>
		<li>Selecione OK (página Bridge Amp). Repita as etapas 9.1-9.7 para CH2 (IOP) usando 100 mmHg para o planalto mais alto e 0 para o planalto mais baixo.</li>
	</ol></li>
	<li>Conecte a unidade do segmento TAS/posterior ao sistema de aquisição de dados.<ol>
<li>Coloque a unidade do segmento TAS/posterior em uma incubadora (37 °C, 5% DE CO2). Conecte a tubulação ICP da porta OUT ao transdutor de pressão CH1 (ICP).</li>
		<li>Conecte a tubulação IOP da porta OUT ao transdutor de pressão CH2 (IOP).</li>
		<li>Conecte as configurações de seringa (ICP e IOP) com meio das portas IN ao suporte do anel.</li>
		<li>Na página de exibição do gráfico selecione Iniciar amostragem. Defina a velocidade de amostragem à esquerda clicando na seta ao lado do tempo de amostragem e selecione Lento e 1 min.</li>
		<li>Ajuste as seringas no suporte do anel para cima ou para baixo para regular as pressões ICP e IOP aos requisitos do protocolo.</li>
		<li>Realize a reposição sistêmica do meio no sistema a cada 48-72 h através do método push and pull.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Recuperação e análise de dados
<ol><li>Abra o arquivo de dados no software de aquisição de dados.</li>
	<li>Na seção Data Pad , clique no ícone Adicionar várias vezes ao Data Pad . Uma nova janela aparecerá.<ol>
<li>Na seção Localizar usando o tempo do menu suspenso.</li>
		<li>Na seção Selecionar 1 hora a cada 1 hora nos menus suspensos.</li>
		<li>Na seção Passo através de arquivo inteiro , clique em Adicionar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Na seção Data Pad clique no ícone Data Pad View . Destaque todos os dados e copie/cole em uma planilha.</li>
	<li>Calcule os desvios médios e padrão para IOP, ICP e TLPG para cada 24 horas. Coleto os dados usando a opção de tabela dinâmica em um programa de planilha e gráfico.</li>
</ol>7. Imunohistoquímica e hematoxilina e eosina de segmentos posteriores
<ol><li>Remova os segmentos posteriores dos olhos seguindo vários pontos de tempo do modelo TAS e fixe em formalina antes da parafinação.</li>
	<li>Seção os olhos para produzir planos de tecido sagital.</li>
	<li>Desparafinar os segmentos embarcados parafina com uma solução 100% xileno, 95% etanol, 50% de etanol.</li>
	<li>Lave os slides com PBS por 10 minutos e bloqueie com um tampão de bloqueio à temperatura ambiente por 1h.</li>
	<li>Seções de rótulo com anticorpos primários: anti-colágeno IV (Marcador de Matriz Extracelular (ECM), NB120-6586, 1:100) e anti-laminina (marcador ECM, NB300-144, 1:100, anti-RBPMS (marcador RGC), GTX118619, 1:50).</li>
	<li>Detecte os anticorpos primários usando anticorpos secundários Alexa Fluor (Alexa Fluor 488 anti-coelho de cabra, A11008, 1:500).</li>
	<li>Contra-retiver os núcleos celulares usando a solução anti-fade DAPI.</li>
	<li>Capture imagens das seções manchadas e imagens de fase com lentes objetivas de 4x e 10x usando um microscópio de fluorescência (ver Tabela de Materiais).</li>
	<li>Para a coloração de hematoxilina e eosina (H&E), processe as seções em um sistema automatizado de coloração (ver Tabela de Materiais) para desparafinação utilizando 100%, xileno 95% etanol, solução de 50% etanol e mancha com H&E.</li>
	<li>Capture imagens com as lentes objetivas 4x e 10x usando um microscópio com uma fonte de luz de campo brilhante.</li>
</ol>

Os autores do manuscrito não têm potenciais conflitos de interesse para divulgar.

Os tecidos pós-morte humanos são um recurso especialmente valioso para estudar doenças neurodegenerativas humanas porque a identificação de potenciais drogas desenvolvidas em modelos animais precisa ser traduzível para humanos47. Os efeitos da elevação do IOP humano são bem estabelecidos, mas pesquisas mínimas foram realizadas sobre alterações anormais de pressão translaminar ONH. Embora existam múltiplos modelos animais e modelagem finita do ONH humano, não existem modelos humanos ...

Estimativas globais em pesquisas recentes sugerem que 285 milhões de pessoas vivem com deficiência visual, incluindo 39 milhões que são cegos1. Em 2010, a Organização Mundial da Saúde documentou que três das nove principais causas de cegueira listadas ocorrem no segmento posterior do olho1. As doenças oculares posteriores do segmento envolvem a retina, o coroide e o nervo óptico2. A retina e o nervo óptico são extensões do sistema nervoso central (SNC) do cérebro. Os axônios da célula gânglio da retina (RGC) são vulneráveis a danos porque saem do olho através da cabeça do nervo óptico (ONH) para formar o nervo óptico3. O ONH continua sendo o ponto mais vulnerável para os axônios RGC devido ao trabalho de malha 3D de feixes de tecido conjuntivo chamado lamina cribrosa (LC)4. O ONH é o local inicial de insulto aos axônios RGC em glaucoma5,6,7, e alterações na expressão genética dentro do ONH têm sido estudadas nos modelos de hipertensão ocular e glaucoma8,9,10. Os axônios RGC são suscetíveis no ONH devido a diferenciais de pressão entre o compartimento intraocular, chamado de pressão intraocular (IOP), e dentro do espaço subaracnóide perióptico externo, chamado de pressão intracraniana (ICP)11. A região da LC separa ambas as áreas, mantendo diferenciais normais de pressão, com IOP variando de 10 a 21 mmHg e ICP de 5 a 15 mmHg12. A diferença de pressão através da lâmina entre as duas câmaras é chamada de gradiente de pressão translaminar (TLPG)13. Um dos principais fatores de risco de glaucoma é o IOP14 elevado.
O aumento do IOP aumenta a tensão dentro e em toda a região laminar6,15,16. Observações experimentais em humanos e modelos animais apresentam o ONH como sendo o local inicial de danos axonais17,18. O paradigma biomecânico do estresse e da tensão relacionada ao IOP que causam danos glaucososos no ONH também influencia a fisiopatologia do glaucoma19,20,21. Embora em humanos alterações induzidas por pressão dano mecanicamente Axônios 22, roedores sem placas colágenas dentro da lâmina também podem desenvolver glaucoma7,23. Além disso, o IOP elevado continua sendo o fator de risco mais proeminente em pacientes com glaucoma de ângulo aberto primário, enquanto pacientes com glaucoma de tensão normal desenvolvem neuropatia óptica glaucoma mesmo sem IOP elevado. Além disso, há também um subconjunto de hipertensos oculares que não apresentam danos nos nervos ópticos. Também foi sugerido que a pressão do fluido cefalorraquidiano (CSFp) pode desempenhar um papel na patogênese do glaucoma. Evidências indicam que a ICP é reduzida para ~5 mmHg em pacientes com glaucoma em comparação com indivíduos normais, causando assim aumento da pressão translaminar e desempenhando um papel crucial na doença24,25. Anteriormente, foi demonstrado em um modelo canino, que ao controlar as alterações de IOP e CSFp, pode haver grandes deslocamentos do disco óptico26. A elevação do CSFP nos olhos suínos também mostrou aumento da tensão principal dentro da região da LC e do tecido neural retrolaminar. O aumento da tensão nos RGCs e na região da LC contribui para o bloqueio do transporte axonal e perda de RGCs27. A degeneração progressiva dos RGCs tem sido associada à perda de suporte trófico28,29, estimulação de processos inflamatórios/regulação imunológica30,31 e efeitos apoptóticos29,32,33,34,35. Além disso, a lesão axal (Figura 3) causa efeitos prejudiciais sobre os RGCs, desencadeando falhas regenerativas36,37,38,39. Embora os efeitos do IOP tenham sido bem estudados, pesquisas mínimas foram realizadas sobre alterações anormais de pressão translaminar. A maioria dos tratamentos para glaucoma se concentra na estabilização do IOP. No entanto, embora a redução do IOP desacelere a progressão da doença, ela não reverte a perda visual do campo e previne a perda completa de RGCs. A compreensão de alterações neurodegenerativas relacionadas à pressão no glaucoma será crucial para prevenir a morte do RGC.
As evidências atuais indicam que modulações de pressão translaminar devido a várias alterações mecânicas, biológicas ou fisiológicas em pacientes que sofrem de deficiências visuais traumáticas ou neurodegenerativas podem causar perda significativa de visão. Atualmente, não existe um verdadeiro modelo de segmento posterior humano pré-clínico que possa permitir o estudo de danos biomecânicos glaucomatosos dentro do ONH humano ex vivo. A observação e o tratamento do segmento posterior do olho é um grande desafio na oftalmologia27. Existem barreiras físicas e biológicas para atingir o olho posterior, incluindo altas taxas de eliminação, barreira hemorrística e respostas imunológicas potenciais40. A maioria dos testes de eficácia e segurança para novos alvos de drogas são realizados utilizando modelos celulares in vitro e in vivo animal41. A anatomia ocular é complexa, e estudos in vitro não imitam com precisão as barreiras anatômicas e fisiológicas apresentadas pelos sistemas de modelos teciduais. Embora os modelos animais sejam uma necessidade para estudos farmacocinéticos, a fisiologia ocular do olho posterior humano pode variar entre várias espécies animais, incluindo anatomia celular da retina, vasculatura e ONH41,42.
O uso de animais vivos requer regulamentações éticas intensivas e detalhadas, alto compromisso financeiro e reprodutibilidade efetiva43. Recentemente, várias outras diretrizes se seguiram para o uso ético de animais em pesquisas experimentais44,45,46. Uma alternativa ao teste em animais é o uso de modelos de olhos humanos ex vivo para investigar a patogênese da doença e a análise potencial de medicamentos para proteger os danos do ONH. O tecido pós-morte humano é um recurso valioso para estudar paradigmas da doença humana, especialmente no caso de doenças neurodegenerativas humanas, pois a identificação de potenciais drogas desenvolvidas em modelos animais requer a necessidade de ser traduzível para os seres humanos47. O tecido doador humano ex vivo tem sido amplamente utilizado para o estudo de distúrbios humanos47,48,49, e os sistemas de cultura de órgãos de perfusão do segmento anterior humano já forneceram um modelo único ex vivo para estudar a fisiopatologia de IOP50,51,52 elevados.
Para estudar a pressão translaminar relacionada ao IOP e iCP aos olhos humanos, projetamos e desenvolvemos com sucesso um sistema autônomo translaminar de duas câmaras (TAS) que pode regular independentemente o IOP e o ICP usando segmentos posteriores a partir de olhos de doadores humanos. É o primeiro modelo humano ex vivo a estudar a pressão translaminar e explorar os efeitos biomecânicos do TLPG no ONH.
Este modelo TAS humano ex vivo pode ser usado para descobrir e classificar modificações celulares e funcionais que ocorrem devido à elevação crônica de IOP ou ICP. Neste relatório, detalhamos o protocolo passo a passo de dissecar, configurar e monitorar o modelo de segmento posterior humano do TAS. O protocolo permitirá que outros pesquisadores reproduzam efetivamente esse novo modelo de segmento posterior humano pressurizado ex vivo para estudar a patogênese da doença biomecânica.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#122, 1-1/8&#34; Inside x 1-5/16&#34; Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32&#34; Thick, 
			755 Durometer 50 Pack</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07DRGPPZJ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8&#34; ID, 13/16&#34; OD, 3/32&#34; Width (Pack of 100)</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B000FMYRHK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 mL Syringes without Needle</td>
			<td>Vitality Medical</td>
			<td>302832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>2C6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME &#38; appropriate sized phillips screwdriver</td>
			<td>Brikksen Stainless Steel Fastners</td>
			<td>PPMSSSCH4C.5</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ANPROLENE 16 LARGE AMPULE</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9085343</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Purdue</td>
			<td>PUR1815001EACH</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS430167-100EA</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning&#160;L-glutamine Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>MT25005CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4&#34; x 4&#34;, 12-Ply, Sterile, 1200/CS</td>
			<td>Med Plus Medical Supply</td>
			<td>COV-3033-CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dressing Forceps Delicate Curved (serrated)</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors Standard Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K4-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes</td>
			<td>Capitol Scientific</td>
			<td>351058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>16-320-730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-58</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Dulbecco&#39;s Modified Eagles Medium</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH3024302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear</td>
			<td>Qosina</td>
			<td>28217</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN &#174; II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>DPT-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5&#34; NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box</td>
			<td>Jenson Global</td>
			<td>JG15-0.5HPX 15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Keyence B2&#8208;X710 microscope</td>
			<td>Keyence</td>
			<td>B2-X710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart 8</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>LabChart 8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica ST5020 Multi-stainer</td>
			<td>Leica</td>
			<td>ST5020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>65811</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octal Bridge Amp (Model # FE228)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>FE228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1675398</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Solution (PBS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D8537-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 8/35 (Model # PL3508)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>PL3508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>P36935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water&#160;Straight Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 NPT Male</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>7880T113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread&#160;for Air and Water, Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 Pipe</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>51235K101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft.</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-171-268</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superblock T20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>PI37536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors - Sharp-Blunt</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14001-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Forceps Delicate 1x2 Teeth Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Translaminar Autonomous System (TAS)</td>
			<td>University of North Texas Health Science Center</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N 
			(NBR, Nitrile, Buna)</td>
			<td>Marco Rubber &#38; Plastics</td>
			<td>B1000-030</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

translaminar autonomous system model for the modulation of intraocular and intracranial pressure in human donor posterior segments

Há uma necessidade atual não atendida de um novo modelo humano pré-clínico que possa atingir a etiologia da doença ex vivo usando pressão intracraniana (ICP) e pressão intraocular (IOP) que pode identificar vários paradigmas patogênicos relacionados à patogênese de glaucoma. Modelos de cultura de órgãos de perfusão do segmento anterior ex vivo têm sido previamente utilizados e aplicados como tecnologias eficazes para a descoberta de patogênese de glaucoma e testes de terapêutica. A triagem pré-clínica de medicamentos e pesquisas realizadas em sistemas de órgãos humanos ex vivo podem ser mais traduzíveis para a pesquisa clínica. Este artigo descreve em detalhes a geração e o funcionamento de um novo modelo de pressão translaminar humano ex vivo chamado sistema autônomo translaminar (TAS). O modelo TAS pode regular independentemente o ICP e o IOP utilizando segmentos posteriores de doadores humanos. O modelo permite estudar a patogênese de forma pré-clínica. Pode reduzir o uso de animais vivos em pesquisas oftálmicas. Em contraste com modelos experimentais in vitro, a estrutura tecidual da cabeça do nervo óptico (ONH) a complexidade e a integridade também podem ser mantidas dentro do modelo ex vivo TAS.

Projeto e criação do sistema autônomo translaminar O diferencial de pressão translaminar é um mecanismo-chave potencial na patogênese de várias doenças, incluindo o glaucoma. Os usos para o modelo descrito incluem, mas não se limitam a, o estudo do glaucoma (IOP elevado, talvez diminuição da ICP), lesão cerebral traumática (ICP elevada) e exposição a longo prazo à deficiência visual associada à microgravidade (ICP elevada, IOP elevada). Para ajudar a descobrir a patogênese molecular...

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Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments

Descrevemos e detalhamos o uso do sistema autônomo translaminar. Este sistema utiliza o segmento posterior humano para regular independentemente a pressão dentro do segmento (intraocular) e ao redor do nervo óptico (intracraniano) para gerar um gradiente de pressão translaminar que imita características de neuropatia óptica glaucomatosa.

Modelo de Sistema Autônomo Translaminar para a Modulação da Pressão Intraocular e Intracraniana em Segmentos Posteriores de Doadores Humanos

There is a current unmet need for a new preclinical human model that can target disease etiology ex vivo using intracranial pressure (ICP) and intraocular ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.9K visualizações.  University of North Texas Health Science Center. Descrevemos e detalhamos o uso do sistema autônomo translaminar. Este sistema utiliza o segmento posterior humano para regular independentemente a pressão dentro do segmento (intraocular) e ao redor do nervo óptico (intracraniano) para gerar um gradiente de pressão translaminar que imita características de neuropatia óptica glaucomatosa.

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The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

O Sistema Olfativo como um modelo para estudar os padrões de crescimento axonal e Morfologia<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Neurociência

Enrichment of Bruch's Membrane from Human Donor Eyes

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of the center&#160;of the retina, called the macula, resulting in the loss of central vision. Early AMD is characterised by the presence of small, yellowish lesions called soft drusen that can progress onto late AMD such as geographic atrophy (dry AMD) or neovascularisation (wet AMD). Although the clinical changes are well described, and the understanding of genetic influences on conferring AMD risk are getting ever more detailed, one area lacking major progress is an understanding of the biochemical consequences of genetic risk. This is partly due to difficulties in understanding the biochemistry of Bruch&#8217;s membrane, a very thin extracellular matrix that acts as a biological filter of material from the blood supply and a scaffold on which the retinal pigment epithelial (RPE) cell monolayer resides. Drusen form within Bruch&#8217;s membrane and their presence disrupts nutrient flow to the RPE cells. Only by investigating the protein composition of Bruch&#8217;s membrane, and indeed how other proteins interact with it, can researchers hope to unravel the biochemical mechanisms underpinning drusen formation, development of AMD and subsequent vision loss. This paper details methodologies for enriching either whole Bruch&#8217;s membrane, or just from the macula region, so that it can be used for downstream biochemical analysis, and provide examples of how this is already changing the understanding of Bruch&#8217;s membrane biochemistry.

Enrichment of Bruch&#039;s Membrane from Human Donor Eyes

Identifying proteins specifically associated with Bruch&#8217;s membrane in human eyes is an important step in understanding the biochemical mechanisms behind eye diseases such as age-related macular degeneration. This protocol describes how to enrich this sheet of extracellular matrix for down-stream biochemical analysis.

Enriquecimento da membrana de Bruch de Olhos dador humano

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of ...

Autonomous and Rechargeable Microneurostimulator Endoscopically Implantable into the Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency low-energetic stimulation can help to effectively moderate and alleviate the symptoms of gastric dysmotility. The goal of the research was the development of a miniature, endoscopically implantable device to a submucosal pocket. The implantable device is a fully customized electronic package which was specifically designed for the purpose of experiments in the submucosa. The device is equipped with a lithium-ion battery which can be recharged wirelessly by receiving an incident magnetic field from the charging/transmitting coil. The uplink communication is achieved in a MedRadio band at 432 MHz. The device was endoscopically inserted into the submucosal pocket of a live domestic pig used as an in vivo model, specifically in the stomach antrum. The experiment confirmed that the designed device can be implanted into the submucosa and is capable of bidirectional communication. The device can perform bipolar stimulation of muscle tissue.

The application of high-frequency low-energetic stimulation can alleviate the symptoms of gastric dysmotility. In this research, a miniature, endoscopically implantable and wirelessly rechargeable device which is implanted into a submucosal pocket is presented. Successful both-way communication and stimulation control were achieved during an experiment on live pig.

Autónoma e recarregável Microneurostimulator endoscopicamente implantável para a Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

Analisando a atividade Neural e conectividade usando dados de EEG intracraniano com SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...

How to Obtain Reliable Visual Event-related Potentials in Newborns

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable measurements in newborns. Obtaining high-quality, reliable VEPs is crucial for the early detection of abnormal development of the central nervous system in at-risk newborns, and for implementing successful early interventions. Recommendations are based on a previous study which showed that when post-conceptional age, polysomnography-identified sleep stages, and light-emitting diodes (LEDs) googles as the luminous source are controlled, no more than 4 repetitions of VEP averages are required to obtain replicable recordings, variability decreases, and reliable VEPs can be obtained. By controlling for these sources of variability and using statistical analyses, we were able to clearly and reliably identify the amplitude and latency of three main components (NII, PII and NIII) present in 100% of newborns (n = 20) during active sleep. Recording VEPs during awake states, quiet sleep and transitional sleep is not recommended because VEP morphology may differ significantly from one average to the next, leading to the risk of misleading clinical prognoses. Moreover, it is easier to obtain VEPs during active sleep because this state can be clearly and reliably identified at this stage of development, sleep cycles are short enough to allow measurements to be taken in a reasonable time, and the method does not require new o expensive equipment.

Several important points for obtaining high-quality reliable visual evoked potentials (VEPs) in newborns while minimizing variability and the risk of misleading prognoses are presented.

Como obter potenciais confiáveis relacionados a eventos visuais em recém-nascidos

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

Análise Cinética 3D para a Avaliação Funcional no modelo de rat da lesão ciática de esmagamento nervoso

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Simultaneous Application of Transcranial Direct Current Stimulation during Virtual Reality Exposure

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through modulation of neural resting membranes. Compared to other techniques, tDCS is relatively safe, cost-effective, and can be administered while individuals are engaged in controlled, specific cognitive processes. This latter point is important as tDCS may predominantly affect intrinsically active neural regions. In an effort to test tDCS as a potential treatment for psychiatric illness, the protocol described here outlines a novel procedure that allows the simultaneous application of tDCS during exposure to trauma-related cues using virtual reality (tDCS+VR) for veterans with posttraumatic stress disorder (NCT03372460). In this double-blind protocol, participants are assigned to either receive 2 mA tDCS, or sham stimulation, for 25 minutes while passively watching three 8-minute standardized virtual reality drives through Iraq or Afghanistan, with virtual reality events increasing in intensity during each drive. Participants undergo six sessions of tDCS+VR over the course of 2-3 weeks, and psychophysiology (skin conductance reactivity) is measured throughout each session. This allows testing for within and between session changes in hyperarousal to virtual reality events and adjunctive effects of tDCS. Stimulation is delivered through a built-in rechargeable battery-driven tDCS device using a 1 (anode) x 1 (cathode) unilateral electrode set-up. Each electrode is placed in a 3 x 3 cm (current density 2.22 A/m2) reusable sponge pocket saturated with 0.9% normal saline. Sponges with electrodes are attached to the participant&#8217;s skull using a rubber headband with the electrodes placed such that they target regions within the ventromedial prefrontal cortex. The virtual reality headset is placed over the tDCS montage in such a way as to avoid electrode interference.

This manuscript outlines a novel protocol to allow the simultaneous application of transcranial direct current stimulation during exposure to warzone trauma-related cues using virtual reality for veterans with posttraumatic stress disorder.

Aplicação simultânea de estimulação de corrente direta transcraniana durante exposição à realidade virtual

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through ...

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates reafferent cues that animals must disentangle from relevant sensory cues of the surrounding environment. For example, when a fish swims, flow generated from body undulations is detected by the mechanoreceptive neuromasts, comprising hair cells, that compose the lateral line system. The hair cells then transmit fluid motion information from the sensor to the brain via the sensory afferent neurons. Concurrently, corollary discharge of the motor command is relayed to hair cells to prevent sensory overload. Accounting for the inhibitory effect of predictive motor signals during locomotion is, therefore, critical when evaluating the sensitivity of the lateral line system. We have developed an in vivo electrophysiological approach to simultaneously monitor posterior lateral line afferent neuron and ventral motor root activity in zebrafish larvae (4-7 days post fertilization) that can last for several hours. Extracellular recordings of afferent neurons are achieved using the loose patch clamp technique, which can detect activity from single or multiple neurons. Ventral root recordings are performed through the skin with glass electrodes to detect motor neuron activity. Our experimental protocol provides the potential to monitor endogenous or evoked changes in sensory input across motor behaviors in an intact, behaving vertebrate.

We describe a protocol to monitor changes in the afferent neuron activity during motor commands in a model vertebrate hair cell system.

Atividade da Linha Lateral Posterior Neurônios Diferentes durante a Natação em Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s disease (HD) is principally driven by a CAG nucleotide repeat that encodes an expanded glutamine tract in huntingtin protein. Thus, the inhibition of polyglutamine (polyQ) aggregation and, in particular, aggregation-associated neurotoxicity is a useful strategy for the prevention of HD and other polyQ-associated conditions. This paper introduces generalized experimental protocols to assess the neuroprotective capacity of test compounds against HD using established polyQ transgenic Caenorhabditis elegans models. The AM141 strain is chosen for the polyQ aggregation assay as an age-associated phenotype of discrete fluorescent aggregates can be easily observed in its body wall at the adult stage due to muscle-specific expression of polyQ::YFP fusion proteins. In contrast, the HA759 model with strong expression of polyQ-expanded tracts in ASH neurons is used to examine neuronal death and chemoavoidance behavior. To comprehensively evaluate the neuroprotective capacity of target compounds, the above test results are ultimately presented as a radar chart with profiling of multiple phenotypes in a manner of direct comparison and direct viewing.

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Here, we present a protocol to assess the neuroprotective activities of test compounds in Caenorhabditis elegans, including polyglutamine aggregation, neuronal death, and chemoavoidance behavior, as well as an exemplary integration of multiple phenotypes.

Caenorhabditis elegans como um sistema modelo para descobrir compostos bioativos contra neurotoxicidade mediada por poliglutamina

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s ...

Intracranial Pressure Monitoring In Nontraumatic Intraventricular Hemorrhage Rodent Model

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage animal models is essential. In this study, we sought out ways to measure intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during nontraumatic intraventricular hemorrhage in rats. The experimental design included three Sprague Dawley groups: sham, standard 200 &#181;l intraventricular hemorrhage, and vehicle control groups. By introducing an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor, precise intracranial pressure measurements were obtained in all groups. Cerebral perfusion pressures were calculated with the knowledge of intracranial pressure and mean arterial pressure values. As expected, the intraventricular hemorrhage and vehicle control groups both experienced a rise in the intracranial pressure and subsequent decline in cerebral perfusion pressure during intraventricular injection of autologous blood and artificial cerebrospinal fluid, respectively. The addition of an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor is beneficial in monitoring precise intracranial pressure changes.

Monitoring intracranial pressure in rodent&#160;models of nontraumatic intraventricular hemorrhage is not common in the current literature. Herein, we demonstrate a technique for measuring intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during intraventricular hemorrhage in a rat&#160;animal model.

Monitorização da Pressão Intracraniana em Modelo de Roedor de Hemorragia Intraventricular Não Traumática

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage ...