Il finanziamento per questo progetto è stato attraverso fondi discrezionali della dott.ssa Colleen M. McDowell. Questo lavoro è stato supportato in parte da una sovvenzione illimitata da Research to Prevent Blindness, Inc. al Dipartimento di Oftalmologia e Scienze Visive di UW Madison. Ringraziamo i dottori Abbot F. Clark e Weiming Mao per la loro assistenza tecnica con il modello di coltura degli organi a perfusione. Ringraziamo il Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) per aver fornito gli occhi dei donatori umani.

Gli occhi sono stati ottenuti secondo le disposizioni della Dichiarazione di Helsinki per la ricerca che coinvolge tessuti umani.
NOTA: gli occhi di banche oculari affidabili (ad esempio, Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) sono stati raccolti entro 6-12 ore dalla morte e il siero del donatore è stato testato per l'epatite B, l'epatite C e il virus dell'immunodeficienza umana 1 e 2. Una volta ricevuti, gli occhi sono stati sezionati e impostati nel modello TAS entro 24 ore. I criteri di esclusione includevano qualsiasi patologia oculare. Gli occhi non sono stati esclusi in base all'età, alla razza o al sesso. Per garantire la vitalità della retina al ricevimento, gli espianti retinici sono stati prelevati dai donatori di tessuto e coltivati per 7 e 14 giorni (Figura supplementare 1). Queste retine sono state anche dissociate e sono cresciute RGC sane in coltura per 7 giorni con colorazione positiva per il marcatore RGC, proteina legante l'RNA con splicing multiplo (RBPMS), nonché colorazione positiva della catena leggera del neurofilamento (NEFL) nei loro neurofilamenti (Figura supplementare 2). .
1. Preparazione e sterilizzazione di attrezzature e forniture
<ol><li>Fare riferimento alla Tabella dei materiali per un elenco completo delle forniture richieste, nonché i numeri di fornitore e di catalogo.</li>
	<li>Prima dell'uso, sterilizzare tutte le apparecchiature e gli strumenti in autoclave o utilizzando fiale di ossido di etilene.</li>
</ol>2. Preparazione del mezzo di perfusione
<ol><li>Aggiungere l'1% di penicillina streptomicina (10.000 U / mL di penicillina, 10.000 μg / mL di streptomicina in 0,85% NaCl) e l'1% di L-glutammina (200 mM) a 1.000 ml di glucosio alto Dulbecco's modified Eagle's medium (DMEM).</li>
	<li>Sterilizzare il mezzo di perfusione passando attraverso un filtro da 0,22 μm.</li>
</ol>3. Configurazione del sistema autonomo translaminare (TAS)
<ol><li>Impostare le siringhe di afflusso (serbatoi IOP e ICP).<ol>
<li>Aggiungere 30 mL del mezzo di perfusione (paragrafo 2) a una siringa da 30 mL. Attaccare un rubinetto a 3 vie alla siringa da 30 ml. Collegare un filtro idrofilo da 0,22 μm al rubinetto a 3 vie. Collegare un adattatore per stub Luer da 15 G al filtro idrofilo da 0,22 μm.</li>
		<li>Rimuovere le bolle d'aria dalla configurazione della siringa. Collegare il tubo all'adattatore per stub Luer da 15 G. Chiudere la porta laterale del rubinetto con un tappo di blocco universale non ventilato. Ripetere l'operazione per un totale di due configurazioni.</li>
		<li>Etichettare una siringa come pressione intracranica del canale 1 (CH1 ICP) e l'altra siringa come pressione intraoculare del canale 2 (CH2 IOP).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Impostare siringhe di deflusso (serbatoi IOP e ICP).<ol>
<li>Attaccare un rubinetto a 3 vie a una siringa da 30 ml. Collegare un adattatore per stub Luer da 15 G al rubinetto a 3 vie. Collegare il tubo all'adattatore per stub Luer da 15 G.</li>
		<li>Chiudere la porta laterale del rubinetto con un tappo di blocco universale non ventilato. Ripetere l'operazione per un totale di due configurazioni. Etichettare una siringa come CH1 ICP e l'altra siringa come CH2 IOP.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Preparazione del globo oculare umano intero
NOTA: se vengono ricevuti occhi interi, seguire la procedura riportata di seguito per separare il segmento anteriore dal segmento posteriore dell'occhio. Se gli occhi vengono ricevuti in due, iniziare dal passaggio 4.4.
<ol><li>Mettere un occhio intero nella soluzione di povidone-iodio per 2 minuti.</li>
	<li>Risciacquare l'occhio in soluzione tampone fosfato sterile (PBS) per risciacquare il povidone-iodio. Ripeti 2 volte.</li>
	<li>Rimuovere gli annessi da tutto il globo oculare usando pinze e forbici. Taglia in due l'occhio all'equatore per separare i segmenti anteriore e posteriore dell'occhio.</li>
	<li>Rimuovere la guaina del nervo ottico. Rimuovere l'umore vitreo dal segmento posteriore.</li>
	<li>Tagliare la sclera aggiuntiva dal segmento posteriore, se necessario, per garantire una buona aderenza alla cupola rotonda della camera IOP (inferiore). Usando la pinza, assicurarsi che la retina sia distribuita uniformemente sulla parte posteriore del segmento.</li>
	<li>Configurazione della camera IOP (inferiore)<ol>
<li>Posizionare il segmento posteriore umano nella camera IOP (inferiore) del TAS sopra la cupola rotonda con il nervo ottico rivolto verso l'alto.</li>
		<li>Sigillare il segmento posteriore utilizzando l'O-ring in resina epossidica con quattro viti, garantendo una tenuta ermetica.</li>
		<li>Inserire il tubo nelle porte IN e OUT della camera IOP (inferiore). La siringa di afflusso IOP con il mezzo contenente tubi viene inserita nella porta IN e la siringa di deflusso IOP vuota con tubo viene inserita nella porta OUT.</li>
		<li>Utilizzare il metodo push/pull per infondere lentamente il mezzo di perfusione nella porta di afflusso per riempire la oculare posteriore e contemporaneamente estrarre lentamente il mezzo di perfusione attraverso la siringa di deflusso per rimuovere eventuali bolle d'aria dalle linee. Interrompere l'infusione del mezzo una volta che entrambi i tubi IN e OUT sono privi di bolle d'aria.</li>
		<li>Blocca i rubinetti in posizione off. Rimuovere la siringa da 30 mL dal gruppo filtro della porta IOP IN e ricaricarla con un totale di 30 mL di mezzo. Sostituire la siringa da 30 mL sul gruppo filtro.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Configurazione della camera ICP (superiore)
	<ol>
<li>Posizionare la camera/coperchio ICP (superiore) sul retro del segmento posteriore. Assicurarsi che il nervo ottico si trovi all'interno della camera superiore. Sigillare la camera superiore con quattro viti.</li>
		<li>Inserire il tubo nelle porte IN e OUT della camera ICP (superiore). La siringa di afflusso ICP con supporto contenente tubi viene inserita nella porta IN e la siringa di deflusso ICP vuota con tubo viene inserita nella porta OUT.</li>
		<li>Infondere delicatamente e lentamente il mezzo nella porta IN per riempire la camera ICP e rimuovere le bolle d'aria dalle linee utilizzando il metodo push/pull. Interrompere l'infusione del mezzo una volta che la camera ICP e sia il tubo IN che OUT sono privi di bolle d'aria.</li>
		<li>Blocca i rubinetti in posizione off. Rimuovere la siringa da 30 mL dall'ICP nel gruppo filtro porta e ricaricarla con un totale di 30 mL di mezzo. Sostituire la siringa da 30 mL sul gruppo filtro.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Configurazione del sistema di registrazione dei dati
NOTA: il sistema di registrazione dei dati è composto da una fonte di alimentazione a 8 canali, un amplificatore a ponte multicanale, trasduttori di pressione idrostatici e un computer con software di acquisizione dati (vedere Tabella dei materiali). Di seguito viene descritto come impostare e calibrare il sistema.
<ol><li>Collegare il cavo di alimentazione alla parte posteriore della fonte di alimentazione a 8 canali e collegarlo a un dispositivo di backup della batteria.</li>
	<li>Collegare il cavo USB dalla fonte di alimentazione a 8 canali sul retro del computer.</li>
	<li>Collegare la fonte di alimentazione a 8 canali all'amplificatore a ponte multicanale utilizzando il cavo I2C in dotazione.</li>
	<li>Collegare i cavi Bayonet Neill-Concelman (BNC) agli ingressi del canale di fronte alla fonte di alimentazione a 8 canali e l'estremità dei cavi ai canali corrispondenti nella parte posteriore dell'amplificatore multicanale.</li>
	<li>Collegare i cavi del trasduttore alla parte anteriore dell'amplificatore multicanale.</li>
	<li>Installare il software di acquisizione dati sul computer.<ol>
<li>Eseguire il programma di installazione del software di acquisizione dati dal CD del software in dotazione.</li>
		<li>Seguire le istruzioni visualizzate sullo schermo del computer.</li>
		<li>Al termine dell'installazione, selezionare Fine.</li>
	</ol></li>
	<li>Accendere la fonte di alimentazione a 8 canali.</li>
	<li>Accendere il computer e avviare il software di acquisizione dati.<ol>
<li>Seleziona file | Nuovo.
</li>
		<li>Seleziona | di installazione Impostazioni canale. Seleziona tre canali (in basso a sinistra dello schermo). Nella colonna Titolo canale rinominare i canali come segue: CH1 ICP; CH2 IOP; CH3 TLPG (IOP-ICP).</li>
		<li>Selezionare 2 mV per l'intervallo su tutti i canali. Nella colonna Calcolo selezionare Nessun calcolo per i canali 1 e 2.</li>
		<li>Nella colonna Calcolo selezionare Aritmetica per il canale 3. Nella sezione Formula : Selezionare canali/CH2; Selezionare l'aritmetica "-"; Selezionare canali/CH1. Nella sezione Output selezionare mmHg. Selezionare OK. Selezionare di nuovo OK .</li>
	</ol></li>
	<li>Impostare e calibrare i trasduttori di pressione idrostatici. NOTA: i trasduttori di pressione idrostatici devono essere calibrati prima degli esperimenti utilizzando il seguente metodo.<ol>
<li>Collegare i trasduttori di pressione idrostatici alle linee dei trasduttori collegati all'amplificatore a ponte multicanale.</li>
		<li>Collegare una siringa da 30 mL riempita d'aria alla porta laterale del trasduttore di pressione CH1 (ICP). Collegare lo sfigmomanometro alla parte inferiore del trasduttore di pressione CH1 (ICP).</li>
		<li>Nel grafico, visualizzare la pagina del software di acquisizione dati, impostare la velocità di campionamento facendo clic con il pulsante sinistro del mouse sulla freccia accanto al tempo di campionamento e selezionare 100. Quindi fare clic con il pulsante destro del mouse nell'area CH1 (ICP) della pagina.</li>
		<li>Selezionare Bridge Amp. Selezionare Filtro di rete. Selezionare Zero e attendere che il sistema si azzeri, facendo attenzione a non muovere il trasduttore di pressione.</li>
		<li>Pizzicare le linguette bianche del trasduttore di pressione e spingere l'aria attraverso il trasduttore fino a ottenere 40 mmHg sullo sfigmomanometro. Rilasciare le linguette bianche e rimuovere la siringa e lo sfigmomanometro.</li>
		<li>Nella pagina Conversione unità , seleziona il segno "meno (-)". Evidenziare il plateau più alto per indicare 40 mmHg. Fate clic sulla freccia per il punto 1 e immettete 40.</li>
		<li>Evidenziare il plateau più basso per indicare 0 mmHg. Fate clic sulla freccia per il punto 2 e immettete 0. Selezionare mmHg per le unità. Selezionare OK.</li>
		<li>Selezionare OK (pagina Bridge Amp). Ripetere i passaggi 9,1-9,7 per CH2 (IOP) utilizzando 100 mmHg per il plateau più alto e 0 per il plateau più basso.</li>
	</ol></li>
	<li>Collegare l'unità TAS/segmento posteriore al sistema di acquisizione dati.<ol>
<li>Posizionare l'unità TAS/segmento posteriore in un incubatore (37 °C, 5% CO2). Collegare il tubo ICP dalla porta OUT al trasduttore di pressione CH1 (ICP).</li>
		<li>Collegare il tubo IOP dalla porta OUT al trasduttore di pressione CH2 (IOP).</li>
		<li>Collegare le configurazioni della siringa (ICP e IOP) con il supporto dalle porte IN al supporto dell'anello.</li>
		<li>Nella pagina Visualizzazione grafico selezionare Avvia campionamento. Imposta la velocità di campionamento facendo clic con il pulsante sinistro del mouse sulla freccia accanto al tempo di campionamento e seleziona Lento e 1 minuto.</li>
		<li>Regolare le siringhe sull'anello in piedi verso l'alto o verso il basso per regolare le pressioni ICP e IOP in base ai requisiti del protocollo.</li>
		<li>Eseguire il rifornimento sistemico del mezzo nel sistema ogni 48-72 ore attraverso il metodo push and pull.</li>
	</ol></li>
</ol>6. Recupero e analisi dei dati
<ol><li>Aprire il file di dati nel software di acquisizione dati.</li>
	<li>Nella sezione Data Pad , fare clic sull'icona Aggiungi più a Data Pad . Apparirà una nuova finestra.<ol>
<li>Nella sezione Trova utilizzando selezionare Ora dal menu a discesa.</li>
		<li>Nella sezione Seleziona selezionare 1 ora ogni 1 ora dai menu a discesa.</li>
		<li>Nella sezione Passaggio selezionare Intero file, quindi fare clic su Aggiungi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nella sezione Data Pad fare clic sull'icona Data Pad View . Evidenzia tutti i dati e copia/incolla in un foglio di calcolo.</li>
	<li>Calcola le deviazioni medie e standard per IOP, ICP e TLPG per ogni 24 ore. Raccogli i dati utilizzando l'opzione tabella pivot in un programma e grafico per fogli di calcolo.</li>
</ol>7. Immunoistochimica e colorazione di ematossilina ed eosina dei segmenti posteriori
<ol><li>Rimuovere i segmenti oculari posteriori seguendo vari punti temporali dal modello TAS e fissarli in formalina prima della paraffinazione.</li>
	<li>Sezionare gli occhi per produrre piani di tessuto sagittale.</li>
	<li>Deparaffinizzare i segmenti incorporati in paraffina con una soluzione di etanolo al 100%, etanolo al 95%, etanolo al 50%.</li>
	<li>Lavare le diapositive con PBS per 10 minuti e bloccare con un tampone di blocco a temperatura ambiente per 1 ora.</li>
	<li>Etichette di sezioni con anticorpi primari: anti-collagene IV (marcatore Extracellular Matrix (ECM), NB120-6586, 1:100) e anti-laminina (marcatore ECM, NB300-144, 1:100, anti-RBPMS (marcatore RGC), GTX118619, 1:50).</li>
	<li>Rileva gli anticorpi primari utilizzando gli anticorpi secondari Alexa Fluor (Alexa Fluor 488 goat anti-rabbit, A11008, 1:500).</li>
	<li>Controbattere i nuclei cellulari usando la soluzione anti-dissolvenza DAPI.</li>
	<li>Cattura le immagini delle sezioni colorate e delle immagini di fase con lenti obiettivo 4x e 10x usando un microscopio a fluorescenza (vedi Tabella dei materiali).</li>
	<li>Per la colorazione di ematossilina ed eosina (H & E), elaborare le sezioni in un sistema di colorazione automatizzato (vedere Tabella dei materiali) per la deparaffinazione utilizzando una soluzione di etanolo al 100%, xilene 95%, etanolo al 50% e colorazione con H & E.</li>
	<li>Cattura immagini con le lenti obiettivo 4x e 10x utilizzando un microscopio con una sorgente luminosa a campo luminoso.</li>
</ol>

Gli autori del manoscritto non hanno potenziali conflitti di interesse da rivelare.

I tessuti umani post mortem sono una risorsa particolarmente preziosa per lo studio delle malattie neurodegenerative umane, poiché l'identificazione di potenziali farmaci sviluppati in modelli animali deve essere traducibile per l'uomo47. Gli effetti dell'elevazione della IOP umana sono ben consolidati, ma sono state condotte ricerche minime su variazioni anomale della pressione translaminare dell'ONH. Anche se esistono più modelli animali e modelli finiti di ONH umano, non esiste un modello uma...

Stime globali in recenti sondaggi suggeriscono che 285 milioni di persone vivono con disabilità visive, tra cui 39 milioni che sono ciechi1. Nel 2010, l'Organizzazione Mondiale della Sanità ha documentato che tre delle nove principali cause di cecità elencate si verificano nel segmento posteriore dell'occhio1. Le malattie oculari del segmento posteriore coinvolgono la retina, la coroide e il nervo ottico2. La retina e il nervo ottico sono estensioni del sistema nervoso centrale (SNC) del cervello. Gli assoni delle cellule gangliari retiniche (RGC) sono vulnerabili ai danni perché escono dall'occhio attraverso la testa del nervo ottico (ONH) per formare il nervo ottico3. L'ONH rimane il punto più vulnerabile per gli assoni RGC a causa della rete 3D dei fasci di tessuto connettivo chiamata lamina cribrosa (LC)4. L'ONH è il sito iniziale di insulto agli assoni RGC nel glaucoma5,6,7, e i cambiamenti di espressione genica all'interno dell'ONH sono stati studiati nei modelli di ipertensione oculare e glaucoma8,9,10. Gli assoni RGC sono sensibili all'ONH a causa dei differenziali di pressione tra il compartimento intraoculare, chiamato pressione intraoculare (IOP), e all'interno dello spazio subaracnoideo perioptico esterno, chiamato pressione intracranica (ICP)11. La regione LC separa entrambe le aree, mantenendo normali differenziali di pressione, con IOP che vanno da 10-21 mmHg e ICP da 5-15 mmHg12. La differenza di pressione attraverso la lamina tra le due camere è chiamata gradiente di pressione translaminare (TLPG)13. Un importante fattore di rischio del glaucoma è l'elevata IOP14.
L'aumento della IOP aumenta la deformazione all'interno e attraverso la regione laminare6,15,16. Osservazioni sperimentali nell'uomo e modelli animali presentano l'ONH come il sito iniziale del danno assonale17,18. Il paradigma biomeccanico dello stress correlato alla IOP e del ceppo che causa danni glaucomatosi all'ONH influenza anche la fisiopatologia del glaucoma19,20,21. Anche se nell'uomo i cambiamenti indotti dalla pressione danneggiano meccanicamente gli assoni RGC22, i roditori privi di placche collagenose all'interno della lamina possono anche sviluppare il glaucoma7,23. Inoltre, la IOP elevata rimane il fattore di rischio più importante nei pazienti con glaucoma primario ad angolo aperto, mentre i pazienti con glaucoma a tensione normale sviluppano neuropatia ottica glaucomatosa anche senza IOP elevata. Inoltre, ci sono anche un sottogruppo di pazienti ipertesi oculari che non mostrano danni al nervo ottico. È stato anche suggerito che la pressione del liquido cerebrospinale (CSFp) possa svolgere un ruolo nella patogenesi del glaucoma. L'evidenza indica che l'ICP è abbassato a ~ 5 mmHg nei pazienti con glaucoma rispetto agli individui normali, causando così un aumento della pressione translaminare e svolgendo un ruolo cruciale nella malattia24,25. In precedenza, è stato dimostrato in un modello canino, che controllando i cambiamenti IOP e CSFp, ci possono essere grandi spostamenti del disco ottico26. L'innalzamento della CSFp negli occhi suini ha anche mostrato un aumento dello sforzo principale all'interno della regione LC e del tessuto neurale retrolaminare. L'aumento della tensione sugli RGC e sulla regione LC contribuisce al blocco del trasporto assonale e alla perdita di RGC27. La progressiva degenerazione degli RGC è stata associata alla perdita del supporto trofico28,29, alla stimolazione dei processi infiammatori/regolazione immunitaria30,31 e agli effettori apoptotici29,32,33,34,35. Inoltre, la lesione assonale (Figura 3) provoca effetti dannosi sugli RGC, innescando il fallimento rigenerativo36,37,38,39. Anche se gli effetti della IOP sono stati ben studiati, sono state condotte ricerche minime su variazioni anomale della pressione translaminare. La maggior parte dei trattamenti per il glaucoma si concentra sulla stabilizzazione della IOP. Tuttavia, anche se l'abbassamento della IOP rallenta la progressione della malattia, non inverte la perdita del campo visivo e previene la perdita completa di RGC. Comprendere i cambiamenti neurodegenerativi legati alla pressione nel glaucoma sarà fondamentale per prevenire la morte di RGC.
Le prove attuali indicano che le modulazioni della pressione translaminare dovute a vari cambiamenti meccanici, biologici o fisiologici in pazienti affetti da disabilità visive traumatiche o neurodegenerative possono causare una significativa perdita della vista. Attualmente, non esiste un vero modello preclinico del segmento posteriore umano che possa consentire lo studio del danno biomeccanico glaucomatoso all'interno dell'ONH umano ex vivo. L'osservazione e il trattamento del segmento posteriore dell'occhio è una sfida enorme in oftalmologia27. Esistono barriere fisiche e biologiche per colpire l'occhio posteriore, tra cui alti tassi di eliminazione, barriera emato-retinica e potenziali risposte immunologiche40. La maggior parte dei test di efficacia e sicurezza per nuovi bersagli farmacologici sono realizzati utilizzando modelli cellulari e animali in vivo in vitro41. L'anatomia oculare è complessa e gli studi in vitro non imitano accuratamente le barriere anatomiche e fisiologiche presentate dai sistemi di modelli tissutali. Anche se i modelli animali sono una necessità per gli studi di farmacocinetica, la fisiologia oculare dell'occhio posteriore umano può variare tra le varie specie animali, tra cui l'anatomia cellulare della retina, la vascolarizzazione e l'ONH41,42.
L'uso di animali vivi richiede norme etiche intensive e dettagliate, un elevato impegno finanziario e un'efficace riproducibilità43. Recentemente, sono seguite molte altre linee guida per l'uso etico degli animali nella ricerca sperimentale44,45,46. Un'alternativa alla sperimentazione animale è l'uso di modelli di occhio umano ex vivo per studiare la patogenesi della malattia e la potenziale analisi dei farmaci per proteggere i danni da ONH. Il tessuto umano post mortem è una risorsa preziosa per lo studio dei paradigmi delle malattie umane, soprattutto nel caso delle malattie neurodegenerative umane, perché l'identificazione di potenziali farmaci sviluppati in modelli animali richiede la necessità di essere traducibili all'uomo47. Il tessuto del donatore umano ex vivo è stato ampiamente utilizzato per lo studio dei disturbi umani47,48,49 e i sistemi di coltura di organi di perfusione del segmento anteriore umano hanno precedentemente fornito un modello ex vivo unico per studiare la fisiopatologia di IOP50,51,52 elevati.
Per studiare la pressione translaminare correlata a IOP e ICP negli occhi umani, abbiamo progettato e sviluppato con successo un sistema autonomo translaminare a due camere (TAS) in grado di regolare in modo indipendente IOP e ICP utilizzando segmenti posteriori dagli occhi dei donatori umani. È il primo modello umano ex vivo a studiare la pressione translaminare e sfruttare gli effetti biomeccanici del TLPG sull'ONH.
Questo modello TAS umano ex vivo può essere utilizzato per scoprire e classificare le modificazioni cellulari e funzionali che si verificano a causa dell'elevazione cronica della IOP o dell'ICP. In questo rapporto, descriviamo in dettaglio il protocollo passo-passo di dissezione, impostazione e monitoraggio del modello del segmento posteriore umano TAS. Il protocollo consentirà ad altri ricercatori di riprodurre efficacemente questo nuovo modello di segmento posteriore umano pressurizzato ex vivo per studiare la patogenesi delle malattie biomeccaniche.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#122, 1-1/8&#34; Inside x 1-5/16&#34; Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32&#34; Thick, 
			755 Durometer 50 Pack</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B07DRGPPZJ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8&#34; ID, 13/16&#34; OD, 3/32&#34; Width (Pack of 100)</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>B000FMYRHK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 mL Syringes without Needle</td>
			<td>Vitality Medical</td>
			<td>302832</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>2C6201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME &#38; appropriate sized phillips screwdriver</td>
			<td>Brikksen Stainless Steel Fastners</td>
			<td>PPMSSSCH4C.5</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ANPROLENE 16 LARGE AMPULE</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9085343</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Purdue</td>
			<td>PUR1815001EACH</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS430167-100EA</td>
			<td>&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning&#160;L-glutamine Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>MT25005CI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4&#34; x 4&#34;, 12-Ply, Sterile, 1200/CS</td>
			<td>Med Plus Medical Supply</td>
			<td>COV-3033-CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dressing Forceps Delicate Curved (serrated)</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 - Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11254-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors Standard Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K4-7410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes</td>
			<td>Capitol Scientific</td>
			<td>351058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>16-320-730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-54</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-55</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>01-812-58</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Dulbecco&#39;s Modified Eagles Medium</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SH3024302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>SV30010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear</td>
			<td>Qosina</td>
			<td>28217</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN &#174; II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>DPT-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5&#34; NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box</td>
			<td>Jenson Global</td>
			<td>JG15-0.5HPX 15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Keyence B2&#8208;X710 microscope</td>
			<td>Keyence</td>
			<td>B2-X710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabChart 8</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>LabChart 8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica ST5020 Multi-stainer</td>
			<td>Leica</td>
			<td>ST5020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White</td>
			<td>QOSINA</td>
			<td>65811</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Octal Bridge Amp (Model # FE228)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>FE228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC1675398</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate Buffered Solution (PBS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D8537-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 8/35 (Model # PL3508)</td>
			<td>AD instruments</td>
			<td>PL3508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>P36935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water&#160;Straight Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 NPT Male</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>7880T113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread&#160;for Air and Water, Adapter, 1/8&#34; Tube OD x 1/8 Pipe</td>
			<td>McMAster-Carr</td>
			<td>51235K101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft.</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-171-268</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Superblock T20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>PI37536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Scissors - Sharp-Blunt</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>14001-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Forceps Delicate 1x2 Teeth Curved</td>
			<td>Katena</td>
			<td>K5-4110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Translaminar Autonomous System (TAS)</td>
			<td>University of North Texas Health Science Center</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N 
			(NBR, Nitrile, Buna)</td>
			<td>Marco Rubber &#38; Plastics</td>
			<td>B1000-030</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

translaminar autonomous system model for the modulation of intraocular and intracranial pressure in human donor posterior segments

C'è un bisogno attualmente insoddisfatto di un nuovo modello umano preclinico in grado di indirizzare l'eziologia della malattia ex vivo utilizzando la pressione intracranica (ICP) e la pressione intraoculare (IOP) in grado di identificare vari paradigmi patogenetici correlati alla patogenesi del glaucoma. I modelli di coltura di organi di perfusione del segmento anteriore anteriore umano ex vivo sono stati precedentemente utilizzati e applicati con successo come tecnologie efficaci per la scoperta della patogenesi del glaucoma e la sperimentazione di terapie. Lo screening preclinico dei farmaci e la ricerca condotta su sistemi di organi umani ex vivo possono essere più traducibili nella ricerca clinica. Questo articolo descrive in dettaglio la generazione e il funzionamento di un nuovo modello di pressione translaminare umana ex vivo chiamato sistema autonomo translaminare (TAS). Il modello TAS può regolare in modo indipendente ICP e IOP utilizzando segmenti posteriori di donatori umani. Il modello consente di studiare la patogenesi in modo preclinico. Può ridurre l'uso di animali vivi nella ricerca oftalmica. A differenza dei modelli sperimentali in vitro, la struttura, la complessità e l'integrità del tessuto della testa del nervo ottico (ONH) possono anche essere mantenute all'interno del modello TAS ex vivo.

Progettazione e realizzazione del sistema autonomo translaminare Il differenziale di pressione translaminare è un potenziale meccanismo chiave nella patogenesi di varie malattie, incluso il glaucoma. Gli usi per il modello descritto includono, ma non sono limitati a, lo studio del glaucoma (IOP elevata, forse ICP diminuita), lesioni cerebrali traumatiche (ICP elevato) ed esposizione a lungo termine alla compromissione visiva associata alla microgravità (ICP elevato, IOP elevato). Per aiutare a scopr...

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Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments

Descriviamo e dettagliamo l'uso del sistema autonomo translaminare. Questo sistema utilizza il segmento posteriore umano per regolare in modo indipendente la pressione all'interno del segmento (intraoculare) e che circonda il nervo ottico (intracranico) per generare un gradiente di pressione translaminare che imita le caratteristiche della neuropatia ottica glaucomatosa.

Modello di sistema autonomo translaminare per la modulazione della pressione intraoculare e intracranica nei segmenti posteriori del donatore umano

There is a current unmet need for a new preclinical human model that can target disease etiology ex vivo using intracranial pressure (ICP) and intraocular ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.9K Views.  University of North Texas Health Science Center. Descriviamo e dettagliamo l'uso del sistema autonomo translaminare. Questo sistema utilizza il segmento posteriore umano per regolare in modo indipendente la pressione all'interno del segmento (intraoculare) e che circonda il nervo ottico (intracranico) per generare un gradiente di pressione translaminare che imita le caratteristiche della neuropatia ottica glaucomatosa.

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The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of the olfactory epithelium continuously give rise to new sensory neurons that extend their axons into the olfactory bulb, where they face the challenge to integrate into existing circuitry. Because of this particular feature, the olfactory system represents a unique opportunity to monitor axonal wiring and guidance, and to investigate synapse formation. Here we describe a procedure for in vivo labeling of sensory neurons and subsequent visualization of axons in the olfactory system of larvae of the amphibian Xenopus laevis. To stain sensory neurons in the olfactory organ we adopt the electroporation technique. In vivo electroporation is an established technique for delivering fluorophore-coupled dextrans or other macromolecules into living cells. Stained sensory neurons and their axonal processes can then be monitored in the living animal either using confocal laser-scanning or multiphoton microscopy. By reducing the number of labeled cells to few or single cells per animal, single axons can be tracked into the olfactory bulb and their morphological changes can be monitored over weeks by conducting series of in vivo time lapse imaging experiments. While the described protocol exemplifies the labeling and monitoring of olfactory sensory neurons, it can also be adopted to other cell types within the olfactory and other systems.

The Olfactory System as a Model to Study Axonal Growth Patterns and Morphology In Vivo

We describe a protocol for in vivo labeling of olfactory sensory neurons by electroporation and subsequent confocal laser-scanning or multiphoton microscopy to visualize neuronal morphology and its development over time.

Il sistema olfattivo come modello per studiare gli schemi di crescita assonale e Morfologia<em&gt; In Vivo</em

The olfactory system has the unusual capacity to generate new neurons throughout the lifetime of an organism. Olfactory stem cells in the basal portion of ...

Ricerca

Neuroscienze

Enrichment of Bruch's Membrane from Human Donor Eyes

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of the center&#160;of the retina, called the macula, resulting in the loss of central vision. Early AMD is characterised by the presence of small, yellowish lesions called soft drusen that can progress onto late AMD such as geographic atrophy (dry AMD) or neovascularisation (wet AMD). Although the clinical changes are well described, and the understanding of genetic influences on conferring AMD risk are getting ever more detailed, one area lacking major progress is an understanding of the biochemical consequences of genetic risk. This is partly due to difficulties in understanding the biochemistry of Bruch&#8217;s membrane, a very thin extracellular matrix that acts as a biological filter of material from the blood supply and a scaffold on which the retinal pigment epithelial (RPE) cell monolayer resides. Drusen form within Bruch&#8217;s membrane and their presence disrupts nutrient flow to the RPE cells. Only by investigating the protein composition of Bruch&#8217;s membrane, and indeed how other proteins interact with it, can researchers hope to unravel the biochemical mechanisms underpinning drusen formation, development of AMD and subsequent vision loss. This paper details methodologies for enriching either whole Bruch&#8217;s membrane, or just from the macula region, so that it can be used for downstream biochemical analysis, and provide examples of how this is already changing the understanding of Bruch&#8217;s membrane biochemistry.

Enrichment of Bruch&#039;s Membrane from Human Donor Eyes

Identifying proteins specifically associated with Bruch&#8217;s membrane in human eyes is an important step in understanding the biochemical mechanisms behind eye diseases such as age-related macular degeneration. This protocol describes how to enrich this sheet of extracellular matrix for down-stream biochemical analysis.

Arricchimento della membrana di Bruch da occhi donatore umano

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of visual impairment in the developed world. The disease manifests itself by the destruction of ...

Autonomous and Rechargeable Microneurostimulator Endoscopically Implantable into the Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency low-energetic stimulation can help to effectively moderate and alleviate the symptoms of gastric dysmotility. The goal of the research was the development of a miniature, endoscopically implantable device to a submucosal pocket. The implantable device is a fully customized electronic package which was specifically designed for the purpose of experiments in the submucosa. The device is equipped with a lithium-ion battery which can be recharged wirelessly by receiving an incident magnetic field from the charging/transmitting coil. The uplink communication is achieved in a MedRadio band at 432 MHz. The device was endoscopically inserted into the submucosal pocket of a live domestic pig used as an in vivo model, specifically in the stomach antrum. The experiment confirmed that the designed device can be implanted into the submucosa and is capable of bidirectional communication. The device can perform bipolar stimulation of muscle tissue.

The application of high-frequency low-energetic stimulation can alleviate the symptoms of gastric dysmotility. In this research, a miniature, endoscopically implantable and wirelessly rechargeable device which is implanted into a submucosal pocket is presented. Successful both-way communication and stimulation control were achieved during an experiment on live pig.

Autonomo e ricaricabile Microneurostimulator endoscopicamente impiantabili nel Submucosa

Gastric dysmotility can be a sign of common diseases such as longstanding diabetes mellitus. It is known that the application of high-frequency ...

Analyzing Neural Activity and Connectivity Using Intracranial EEG Data with SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive neuroscience. Intracranial electroencephalography (EEG) can directly record electrical neural activity and has the unique potential to accomplish this goal. Traditionally, averaging analysis has been applied to analyze intracranial EEG data; however, several new techniques are available for depicting neural activity and intra- and inter-regional connectivity. Here, we introduce two analytical protocols we recently applied to analyze intracranial EEG data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency SPM analysis for neural activity and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity. We report our analysis of intracranial EEG data during the observation of faces as representative results. The results revealed that the inferior occipital gyrus (IOG) showed gamma-band activity at very early stages (110 ms) in response to faces, and both the IOG and amygdala showed rapid intra- and inter-regional connectivity using various types of oscillations. These analytical protocols have the potential to identify the neural mechanisms underlying cognitive functions with high spatial and temporal profiles.

We present two analytical protocols that can be used to analyze intracranial electroencephalography data using the Statistical Parametric Mapping (SPM) software: time-frequency statistical parametric mapping analysis for neural activity, and dynamic causal modeling of induced responses for intra- and inter-regional connectivity.

Analizzando l'attività neurale e connettività utilizzando dati EEG intracranico con SPM Software

Measuring neural activity and connectivity associated with cognitive functions at high spatial and temporal resolutions is an important goal in cognitive ...

How to Obtain Reliable Visual Event-related Potentials in Newborns

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable measurements in newborns. Obtaining high-quality, reliable VEPs is crucial for the early detection of abnormal development of the central nervous system in at-risk newborns, and for implementing successful early interventions. Recommendations are based on a previous study which showed that when post-conceptional age, polysomnography-identified sleep stages, and light-emitting diodes (LEDs) googles as the luminous source are controlled, no more than 4 repetitions of VEP averages are required to obtain replicable recordings, variability decreases, and reliable VEPs can be obtained. By controlling for these sources of variability and using statistical analyses, we were able to clearly and reliably identify the amplitude and latency of three main components (NII, PII and NIII) present in 100% of newborns (n = 20) during active sleep. Recording VEPs during awake states, quiet sleep and transitional sleep is not recommended because VEP morphology may differ significantly from one average to the next, leading to the risk of misleading clinical prognoses. Moreover, it is easier to obtain VEPs during active sleep because this state can be clearly and reliably identified at this stage of development, sleep cycles are short enough to allow measurements to be taken in a reasonable time, and the method does not require new o expensive equipment.

Several important points for obtaining high-quality reliable visual evoked potentials (VEPs) in newborns while minimizing variability and the risk of misleading prognoses are presented.

Come ottenere potenziali visivi affidabili legati agli eventi visivi nei neonati

The present study discusses the characteristics of visual event-related potentials (VEPs) and outlines methodological steps for obtaining reliable ...

3D Kinematic Analysis for the Functional Evaluation in the Rat Model of Sciatic Nerve Crush Injury

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of sciatic nerve injury rodent models. In this protocol, we describe a novel kinematic analysis method that uses a three-dimensional (3D) motion capture apparatus for functional evaluations using a rat sciatic nerve crush injury model. First, the rat is familiarized with treadmill walking. Markers are then attached to the designated bone landmarks and the rat is made to walk on the treadmill at the desired speed. Meanwhile, the posterior limb movements of the rat are recorded using four cameras. Depending on the software used, marker tracings are created using both automatic and manual modes and the desired data are produced after subtle adjustments. This method of kinematic analysis, which uses a 3D motion capture apparatus, offers numerous advantages, including superior precision and accuracy. Many more parameters can be investigated during the comprehensive functional evaluations. This method has several shortcomings that require consideration: The system is expensive, can be complicated to operate, and may produce data deviations due to skin shifting. Nevertheless, kinematic analysis using a 3D motion capture apparatus is useful for performing functional anterior and posterior limb evaluations. In the future, this method may become increasingly useful for generating accurate assessments of various traumas and diseases.

We introduce a kinematic analysis method that uses a three-dimensional motion capture apparatus containing four cameras and data processing software for performing functional evaluations during fundamental research involving rodent models.

Analisi kinematica 3D per la valutazione funzionale nel modello di ratto di lesioni da schiacciamento del nervo sciatico

Compared to the Sciatic Functional Index (SFI), kinematic analysis is a more reliable and sensitive method for performing functional evaluations of ...

Simultaneous Application of Transcranial Direct Current Stimulation during Virtual Reality Exposure

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through modulation of neural resting membranes. Compared to other techniques, tDCS is relatively safe, cost-effective, and can be administered while individuals are engaged in controlled, specific cognitive processes. This latter point is important as tDCS may predominantly affect intrinsically active neural regions. In an effort to test tDCS as a potential treatment for psychiatric illness, the protocol described here outlines a novel procedure that allows the simultaneous application of tDCS during exposure to trauma-related cues using virtual reality (tDCS+VR) for veterans with posttraumatic stress disorder (NCT03372460). In this double-blind protocol, participants are assigned to either receive 2 mA tDCS, or sham stimulation, for 25 minutes while passively watching three 8-minute standardized virtual reality drives through Iraq or Afghanistan, with virtual reality events increasing in intensity during each drive. Participants undergo six sessions of tDCS+VR over the course of 2-3 weeks, and psychophysiology (skin conductance reactivity) is measured throughout each session. This allows testing for within and between session changes in hyperarousal to virtual reality events and adjunctive effects of tDCS. Stimulation is delivered through a built-in rechargeable battery-driven tDCS device using a 1 (anode) x 1 (cathode) unilateral electrode set-up. Each electrode is placed in a 3 x 3 cm (current density 2.22 A/m2) reusable sponge pocket saturated with 0.9% normal saline. Sponges with electrodes are attached to the participant&#8217;s skull using a rubber headband with the electrodes placed such that they target regions within the ventromedial prefrontal cortex. The virtual reality headset is placed over the tDCS montage in such a way as to avoid electrode interference.

This manuscript outlines a novel protocol to allow the simultaneous application of transcranial direct current stimulation during exposure to warzone trauma-related cues using virtual reality for veterans with posttraumatic stress disorder.

Applicazione simultanea della stimolazione transcranica a corrente continua durante l'esposizione alla realtà virtuale

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a form of non-invasive brain stimulation that changes the likelihood of neuronal firing through ...

Activity of Posterior Lateral Line Afferent Neurons during Swimming in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates reafferent cues that animals must disentangle from relevant sensory cues of the surrounding environment. For example, when a fish swims, flow generated from body undulations is detected by the mechanoreceptive neuromasts, comprising hair cells, that compose the lateral line system. The hair cells then transmit fluid motion information from the sensor to the brain via the sensory afferent neurons. Concurrently, corollary discharge of the motor command is relayed to hair cells to prevent sensory overload. Accounting for the inhibitory effect of predictive motor signals during locomotion is, therefore, critical when evaluating the sensitivity of the lateral line system. We have developed an in vivo electrophysiological approach to simultaneously monitor posterior lateral line afferent neuron and ventral motor root activity in zebrafish larvae (4-7 days post fertilization) that can last for several hours. Extracellular recordings of afferent neurons are achieved using the loose patch clamp technique, which can detect activity from single or multiple neurons. Ventral root recordings are performed through the skin with glass electrodes to detect motor neuron activity. Our experimental protocol provides the potential to monitor endogenous or evoked changes in sensory input across motor behaviors in an intact, behaving vertebrate.

We describe a protocol to monitor changes in the afferent neuron activity during motor commands in a model vertebrate hair cell system.

Attività dei neuroni afferenti della linea laterale posteriore durante il nuoto in Zebrafish

Sensory systems gather cues essential for directing behavior, but animals must decipher what information is biologically relevant. Locomotion generates ...

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s disease (HD) is principally driven by a CAG nucleotide repeat that encodes an expanded glutamine tract in huntingtin protein. Thus, the inhibition of polyglutamine (polyQ) aggregation and, in particular, aggregation-associated neurotoxicity is a useful strategy for the prevention of HD and other polyQ-associated conditions. This paper introduces generalized experimental protocols to assess the neuroprotective capacity of test compounds against HD using established polyQ transgenic Caenorhabditis elegans models. The AM141 strain is chosen for the polyQ aggregation assay as an age-associated phenotype of discrete fluorescent aggregates can be easily observed in its body wall at the adult stage due to muscle-specific expression of polyQ::YFP fusion proteins. In contrast, the HA759 model with strong expression of polyQ-expanded tracts in ASH neurons is used to examine neuronal death and chemoavoidance behavior. To comprehensively evaluate the neuroprotective capacity of target compounds, the above test results are ultimately presented as a radar chart with profiling of multiple phenotypes in a manner of direct comparison and direct viewing.

Caenorhabditis elegans as a Model System for Discovering Bioactive Compounds Against Polyglutamine-Mediated Neurotoxicity

Here, we present a protocol to assess the neuroprotective activities of test compounds in Caenorhabditis elegans, including polyglutamine aggregation, neuronal death, and chemoavoidance behavior, as well as an exemplary integration of multiple phenotypes.

Caenorhabditis elegans come sistema modello per la scoperta di composti bioattivi contro la neurotossicità mediata dalla poliglutammina

Age-related misfolding and aggregation of pathogenic proteins are responsible for several neurodegenerative diseases. For example, Huntington&#39;s ...

Intracranial Pressure Monitoring In Nontraumatic Intraventricular Hemorrhage Rodent Model

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage animal models is essential. In this study, we sought out ways to measure intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during nontraumatic intraventricular hemorrhage in rats. The experimental design included three Sprague Dawley groups: sham, standard 200 &#181;l intraventricular hemorrhage, and vehicle control groups. By introducing an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor, precise intracranial pressure measurements were obtained in all groups. Cerebral perfusion pressures were calculated with the knowledge of intracranial pressure and mean arterial pressure values. As expected, the intraventricular hemorrhage and vehicle control groups both experienced a rise in the intracranial pressure and subsequent decline in cerebral perfusion pressure during intraventricular injection of autologous blood and artificial cerebrospinal fluid, respectively. The addition of an intraparenchymal fiberoptic pressure sensor is beneficial in monitoring precise intracranial pressure changes.

Monitoring intracranial pressure in rodent&#160;models of nontraumatic intraventricular hemorrhage is not common in the current literature. Herein, we demonstrate a technique for measuring intracranial pressure, mean arterial pressure, and cerebral perfusion pressure during intraventricular hemorrhage in a rat&#160;animal model.

Monitoraggio della pressione intracranica nel modello di roditore emorragia intraventricolare non traumatico

Survivors of intraventricular hemorrhage are often left with significant long-term memory impairment; thus, research utilizing intraventricular hemorrhage ...