Este trabajo fue apoyado por la subvención DK32083 de los NIH, las subvenciones de JDRF 2-SRA-2015-51-Q-R y 2-SRA-2018-533-S-B.

El protocolo de investigación fue aprobado por la Junta de Revisión Institucional Múltiple de Colorado.
1. Preparación del tampón
<ol><li>Haga el tampón de etiquetado (2x PBS, pH 7.9). Usando 400 ml de agua destilada desionizada (DD), agregue 100 ml de 10x PBS. Para ajustar el pH de la solución, añadir NaOH hasta que alcance 7,9.</li>
	<li>Crear 3 mM de biotina disolviendo 1 mg de biotina en 588 μL de tampón de etiquetado creado previamente. Haga 3 mM Ru Sulfo-NHS disolviendo 150 nmol de Ru Sulfo-NHS en 50 μL de tampón de etiquetado.</li>
	<li>Haga el tampón antígeno (BSA al 1%) tomando 500 ml de 1x PBS y agregando 5 g de albúmina sérica bovina (BSA) a la solución. Preparar 0,5 M de solución de ácido acético. Prepare 1 M de tampón Tris-HCl utilizando Trizma Base y ajustando el pH a 9.0.</li>
	<li>Para el tampón de recubrimiento (3% Bloqueador A), tome 500 ml de 1x PBS y agregue 15 g de Bloqueador A. Prepare el tampón de lavado (0.05 % Tween 20, PBST) mezclando 5000 ml de 1x PBS con 2.5 ml de Tween 20. Cree un tampón de lectura (2x Read Buffer T con surfactante) agregando 500 ml de agua DD y 500 mL de 4x Read Buffer T con surfactante. NOTA: Para mantener la coherencia entre los ensayos, es importante que tanto la biotina como las soluciones Ru Sulfo-NHS se creen justo antes del procedimiento de etiquetado y no se creen y almacenen para su uso futuro.</li>
</ol>2. Etiquetar cada proteína antígeno con biotina y Ru Sulfo-NHS por separado
NOTA: Para tener una reacción de etiquetado más efectiva, use una concentración de proteína de antígeno de ≥0.5 mg / ml.
<ol><li>Calcular el número molar de cada proteína antígeno y los números molares de la biotina y Ru Sulfo-NHS. Agregue una cantidad adecuada de biotina o Ru Sulfo-NHS a la proteína antígeno para la reacción de etiquetado de acuerdo con la proporción molar de proteína de antígeno a biotina o Ru Sulfo-NHS.<ol><li>Para el antígeno que tiene el peso molecular más pequeño (≤10 kDa), como la proteína proinsulina, use una relación molar de 1: 5 (antígeno: biotina y Ru Sulfo-NHS). Para el antígeno que tiene el mayor peso molecular (>50 kDa), como la proteína GAD, use una relación molar de 1:20. Para el antígeno que tiene un peso molecular medio (10-50 kDa), use una relación molar ajustada entre 1:5-1:20.</li>
	</ol></li>
	<li>Tanto para la biotina como para el Ru Sulfo-NHS, divida el peso de cada antígeno por sus pesos moleculares correspondientes para obtener el número molar del antígeno para cada uno. Divida el número molar por la concentración para obtener el volumen de biotina. Repita esto para Ru Sulfo-NHS.</li>
	<li>Mezclar la proteína antígeno con biotina utilizando la proporción molar adecuada, determinada en el paso 2.2. Luego haga lo mismo para Ru Sulfo-NHS. NOTA: Para la eficiencia de la reacción de etiquetado, cualquier producto químico reductor como Tris o glicina en el sistema tampón debe cambiarse a 2x tampón PBS, pH 7.9 por la columna de centrifugado de tamaño. Los protocolos de etiquetado para biotina y Ru Sulfo-NHS son idénticos.</li>
	<li>Cubrir los tubos de reacción con papel de aluminio e incubarlos a temperatura ambiente (RT) durante 1 h. La razón por la que cubre los tubos de reacción con papel de aluminio es porque tanto la biotina como los reactivos Ru Sulfo-NHS son sensibles a la luz.</li>
	<li>Prepare la columna de espín de 2 ml o 5 ml mientras los tubos de reacción se están incubando (el tamaño de la columna de espín está determinado por el volumen cargado en la columna). Llene la columna de centrifugado con 2x PBS buffer y luego centrifugarla a 1,000 x g durante 2 min cada vez, para un total de tres veces.</li>
	<li>Detenga la reacción de etiquetado después de que los tubos de reacción hayan terminado de incubar. Para detener la reacción, purifique la proteína antígeno marcada pasándola a través de la columna de espín una vez. Luego centrifugar la columna a 1.000 x g durante 2 min.</li>
	<li>Calcule la concentración total de antígeno marcado dividiendo la cantidad de proteína de antígeno presente por el volumen final. Alícuota 50 μL de la proteína antígeno marcada purificada por tubo y conservar las alícuotas a -80 °C para uso prolongado. NOTA: Es importante tener en cuenta que por cada vez que la columna de espín pasa a través de la proteína antígeno, habrá una tasa de retención de aproximadamente 90-95%.</li>
</ol>3. Definir la mejor concentración y proporciones para los dos antígenos marcados para el ensayo (ensayo de tablero de ajedrez)
NOTA: Dado que el ensayo ECL-IAA en este ensayo 7-Plex requiere el tratamiento ácido de muestras de suero, el ensayo de tablero de ajedrez para cada antígeno tiene que pasar por este paso antes de incubar con la mezcla de antígenos marcados.
<ol><li>Aplique el ensayo de tablero de ajedrez para cada antígeno por separado antes de ejecutar el ensayo multiplex. Los pasos 3.2-3.6 usarán GAD65 como ejemplo.</li>
	<li>Calcular la dilución de la proteína GAD65 marcada. La concentración objetivo recomendada de la primera solución de mezcla de GAD65 biotinilada es de 2000 ng / ml y Ru Sulfo-NHS marcado GAD65 es de 1000 ng / ml. Si la concentración de GAD65 biotinilada y marcada con Ru Sulfo-NHS en solución madre es de 1.0 μg / μL, el volumen necesario para GAD65 biotinilado en 560 μL de solución de trabajo será de 1.12 μL, y el volumen necesario para Ru Sulfo-NHS marcado GAD65 en 700 μL de solución de trabajo será de 0.7 μL.</li>
	<li>Mezclar 1,12 μL de proteína GAD65 biotinilada con 240 μL de enlazador conjugado con estreptavidina 1 en un tubo y 160 μL de BSA al 1%. Incubar la mezcla a temperatura ambiente durante 30 min. Añadir 160 μL de solución de parada al tubo e incubar la mezcla a temperatura ambiente durante otros 30 minutos.</li>
	<li>Haga una dilución en serie. Tome 280 μL de la mezcla a un tubo nuevo y agregue 280 μL de solución de parada para hacer una dilución 1:2. Prepare varios tubos nuevos. Repita este paso para ejecutar una dilución en serie horizontal para el antígeno GAD65 marcado con biotina (consulte la publicación anterior12).</li>
	<li>Mezcle 0,7 μL de proteína GAD65 (1 μg/μL) marcada con Ru Sulfo-NHS con 700 μL de solución de parada. Luego tome 350 μL de la mezcla a un tubo nuevo y agregue 350 μL de solución de parada para hacer una dilución 1: 2. Prepare varios tubos nuevos, repita este paso para ejecutar una dilución en serie vertical para el antígeno GAD65 etiquetado con Ru Sulfo-NHS.</li>
	<li>Preparar dos muestras de suero, una muestra altamente positiva para GADA y una muestra negativa para GADA, cada una con un volumen de 0,75 ml. Alícuota 15 μL de suero positivo en cada pocillo de la mitad izquierda de la placa de PCR de 96 pocillos. Alícuota 15 μL de suero negativo en cada pocillo de la mitad derecha de la placa de PCR de 96 pocillos.</li>
	<li>Añadir 18 μL de ácido acético 0,5 M en cada pocillo y mezclar. Incubar durante 45 minutos en RT. Prepare una nueva placa de PCR de 96 pocillos. Agregue 17.5 μL del antígeno marcado con biotina y 17.5 μL del antígeno marcado con Ru Sulfo-NHS en cada pocillo de acuerdo con las diluciones seriadas (consulte la publicación anterior12).</li>
	<li>Continúe el resto de los pasos del ensayo descritos en los pasos 5.2 a 9.1.</li>
	<li>Determine la relación de señal de las muestras positivas altas contra las señales de muestra negativas correspondientes. Seleccione la mejor concentración para el antígeno marcado con biotina y el antígeno marcado con Ru Sulfo-NHS identificando el punto que tiene la proporción más alta o cercana a la más alta de señal positiva a negativa. En este cálculo de la relación, considere la señal de fondo baja obtenida de las muestras negativas. NOTA: Las concentraciones óptimas de proteínas de antígeno marcadas con Ru Sulfo-NHS y biotina de los ensayos de tablero de ajedrez se muestran a continuación: 30 ng / ml y 200 ng / ml para GAD65, 120 ng / ml y 120 ng / ml para proinsulina, 10 ng / ml y 42 ng / ml para IA-2, 80 ng / ml y 80 ng / ml para TG, 8 ng / ml y 16 ng / ml para TPO, 31 ng/mL y 31 ng/mL para ThG, y 12 ng/mL y 12 ng/mL para IFNα.</li>
</ol>4. Crear la solución de antígeno acoplado a enlazador mixto
<ol><li>Seleccione la concentración óptima para cada antígeno en función del ensayo de tablero de ajedrez. Diluir la biotina y el antígeno marcado con Ru Sulfo-NHS a la concentración de trabajo racional.</li>
	<li>Se unen diferentes enlazadores a cada una de las proteínas de antígeno biotiniladas únicas. Para un ensayo en placa de 96 pocillos, mezclar 4 μL de GAD65 biotinilada, TPO, tTG, ThG, proinsulina, IFN-α y proteína IA-2 con 240 μL de enlazador 1, 2, 3, 4, 8, 9 y 10 conjugado con estreptavidina en un tubo separado (Figura 1). Luego agregue 156 μL de PBS / 1% BSA por tubo. Incubar la mezcla a temperatura ambiente durante 30 min.</li>
	<li>Añadir 160 μL de solución de parada en cada tubo e incubarlos a temperatura ambiente durante otros 30 minutos. Tome 400 μL de antígeno acoplado al enlazador de cada tubo y combine los 7 antígenos juntos. Agregue 1.2 ml de solución de parada y luego agregue 4 μL de Ru Sulfo-NHS marcado con GAD65, TPO, tTG, ThG, proinsulina, IFN-α y antígeno IA-2 a la mezcla. Ahora la solución de antígeno está lista para ser utilizada en el ensayo.</li>
</ol>5. Incubar muestras de suero con el antígeno marcado
NOTA: Dado que el ensayo ECL-IAA en este ensayo 7-Plex requiere el tratamiento ácido de muestras de suero, cada suero requiere el paso de tratamiento ácido antes de incubar con una mezcla de antígenos marcada para este ensayo 7-Plex.
<ol><li>Alícuota 15 μL de suero por pocillo para una placa de PCR de 96 pocillos. Añadir 18 μL de ácido acético 0,5 M en cada pocillo y mezclar. Incubar durante 45 min a RT. Preparar una nueva placa de PCR de 96 pocillos y alícuota 35 μL de solución de antígeno en cada pocillo.</li>
	<li>Mientras la placa aún se está incubando, agregue 13 μL de tampón Tris pH 9.0 de 1 M a cada pocillo en la placa de antígeno. Agregue tampón al lado de cada pocillo para limitar la mezcla de tampón Tris y antígeno. Una vez completada la incubación, tome 25 μL del suero tratado con ácido e inmediatamente pipetearlo en cada pocillo de la placa de antígeno. Agite la solución y cubra la placa con una lámina de sellado de PCR para evitar la exposición a la luz.</li>
	<li>En RT, coloque el plato en una coctelera, ajustado a baja velocidad, durante 1 h. Después, conservar el plato a 4 ºC y dejar incubar el plato durante 18-24 h.</li>
</ol>6. Preparar la placa multiplex
<ol><li>Tome una placa múltiplex del refrigerador a 4 °C y permita que la placa llegue a RT. Una vez que la placa múltiplex esté en RT, agregue 150 μL de bloqueador A al 3% a cada pocillo. Cubra la placa multiplex con una lámina de sellado. Incubar el plato en un refrigerador a 4 °C durante la noche. NOTA: El día 1 del ensayo incluye los pasos 4 a 6.</li>
</ol>7. Transfiera suero/antígeno incubado en la placa múltiplex
<ol><li>Al día siguiente, coloque toallas de papel sobre la mesa y saque la placa multiplex de incubación del refrigerador. Vacíe todo el búfer de la placa. Para hacer esto, voltee el plato boca abajo y déjelo sobre las toallas de papel preparadas hasta que no haya ningún amortiguador presente en ninguno de los pozos.</li>
	<li>Lave la placa múltiple agregando 150 μL de PBST en cada pocillo. Deseche el búfer, como se mencionó en el paso 7.1., y repita este paso tres veces. Añadir 30 μL de suero/antígeno incubado en cada pocillo de la placa múltiplex. Cubra la placa con papel de aluminio para limitar su exposición a la luz. Coloque la placa en un agitador de placas, ajustado a baja velocidad, a RT durante 1 h.</li>
</ol>8. Lave la placa y agregue el búfer de lectura
<ol><li>Retire las incubaciones de suero/antígeno de la placa múltiplex sosteniendo la placa boca abajo y sacando la solución. Agregue 150 μL de PBST en todos los pocillos y retire el tampón de la placa sosteniendo nuevamente la placa boca abajo y sacando la solución. Repita este paso tres veces. Después de completar el tercer lavado, agregue 150 μL de tampón de lectura en cada pocillo. NOTA: Las burbujas de aire interfieren con la capacidad de la máquina lectora de placas para analizar con precisión los resultados de la placa y deben evitarse a toda costa.</li>
</ol>9. Lee la placa y analiza los datos
<ol><li>Cuente la placa preparada en la máquina lectora de placas, leyendo todos los valores en recuentos por segundo (CPS).</li>
	<li>Calcule el índice relativo para el ensayo, utilizando los niveles de anticuerpos obtenidos de la máquina lectora de placas, con la siguiente ecuación: Valor del índice = [CPS (muestra) - CPS (estándar negativo)] / [CPS (estándar positivo) - CPS (estándar negativo)].</li>
	<li>Determine qué resultados de anticuerpos son negativos o positivos utilizando los puntos de corte que se han establecido. NOTA: El día 2 del ensayo incluye los pasos 7 a 9.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Harjutsalo, V., Sjoberg, L., Tuomilehto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+trends+in+the+incidence+of+type+1+diabetes+in+Finnish+children:+a+cohort+study.">Time trends in the incidence of type 1 diabetes in Finnish children: a cohort study.</a> Lancet. 371 (9626), 1777-1782 (2008).</li><li>Vehik, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increasing+incidence+of+type+1+diabetes+in+0-+to+17-year-old+Colorado+youth.">Increasing incidence of type 1 diabetes in 0- to 17-year-old Colorado youth.</a> Diabetes Care. 30 (3), 503-509 (2007).</li><li>Atkinson, M. A., Eisenbarth, G. S., Michels, A. 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Los autores no tienen nada que revelar.

En numerosos ensayos clínicos nacionales e internacionales para la diabetes tipo 1, la realización del ensayo ECL único para detectar autoanticuerpos de los islotes y autoanticuerpos contra la transglutaminasa (TGA) para la enfermedad celíaca, ha sido corroborada 8,9,10,11. A lo largo de estos ensayos, este ensayo ha aumentado la sensibilidad y la especificidad para la detección de autoantígenos cuando se evalúa contra el RBA estándar de "oro" existente. La especificidad mejorada de la enfermedad se puede observar cuando se discriminan autoanticuerpos de islotes de alta afinidad y alto riesgo de señales de bajo riesgo y baja afinidad, entre el único ensayo ECL y el RBA14,15,16,17. Sobre la base del ensayo ECL único, planteamos un nuevo ensayo de autoanticuerpos ECL multiplexado de alto rendimiento, para permitirnos detectar DT1, así como varias enfermedades autoinmunes aplicables al mismo tiempo.
El ensayo ECL multiplex utiliza la placa multiplex, que puede combinar hasta 10 ensayos de autoanticuerpos en un solo pocillo. Para el presente estudio, se combinan 7 ensayos de autoanticuerpos. Los autoanticuerpos comprenden 3 IAbs (IAA, GADA e IA-2A), 2 autoanticuerpos autoinmunes para la enfermedad tiroidea (TPOA y ThGA), autoanticuerpos para la enfermedad celíaca (TGA) y APS-1 autoanticuerpos contra el interferón alfa (IFNαA). El mecanismo de ensayo se basa, en general, en un único ensayo ECL como se publicó anteriormente 9,10,12,18 con algunas modificaciones. La principal diferencia de un ensayo ECL multiplex de un solo ensayo ECL es que cada complejo anticuerpo-antígeno formado en la fase fluida está restringido a un enlazador específico (Figura 1). El antígeno marcado con biotina se incuba con el conjugado Streptavidin, un enlazador utilizado para formar un complejo específico de enlace antígeno. El complejo inmune anticuerpo-antígeno se forma después de la incubación con suero del paciente y se captura en un punto específico a través del sistema de enlace específico en cada pocillo de la placa múltiplex. El antígeno marcado Ru Sulfo-NHS capturado por anticuerpos al mismo tiempo proporciona la señal con electroquimioluminiscencia. La máquina lectora de placas puede detectar hasta 10 señales diferentes de las fuentes puntuales ubicadas en cada pozo. Para mantener los ensayos de autoanticuerpos consistentes entre las placas y mientras se realizan estudios a largo plazo, sugerimos que se use el mismo enlazador.
Antes de configurar un ensayo ECL multiplex, los ensayos ECL individuales para cada autoanticuerpo deben optimizarse en una placa múltiplex, respectivamente, y validarse contra ensayos RBA y ECL únicos en una placa ECL regular. Para mejorar el ensayo de tablero de ajedrez, para el ensayo de autoanticuerpos relacionado en la placa múltiple, se utilizó una muestra de paciente altamente positiva y una muestra de paciente negativa. Después de realizar el ensayo de tablero de ajedrez, se calcularon las concentraciones más ideales para Ru Sulfo-NHS y antígeno marcado con biotina para cada uno de los 7 ensayos de autoanticuerpos. Lo siguiente muestra estas concentraciones: 30 ng/mL y 200 ng/mL para GAD65, 120 ng/mL y 120 ng/mL para proinsulina, 10 ng/mL y 42 ng/mL para IA-2, 80 ng/mL y 80 ng/mL para TG, 8 ng/mL y 16 ng/mL para TPO, 31 ng/mL y 31 ng/mL para ThG, y 12 ng/mL y 12 ng/mL respectivamente para IFNα13. Las concentraciones de algunos de los antígenos del ensayo de tablero de ajedrez pueden necesitar ser ajustadas aún más de acuerdo con los resultados en el ensayo múltiplex real después de combinar todos los ensayos.
Como la AIA está incluida en el presente ensayo ECL múltiple, el tratamiento ácido de las muestras de suero es obligatorio antes de incubar el suero con antígeno, como se informó en el estudio anterior12. Generalmente, cuando se agrega un autoanticuerpo adicional a un ensayo múltiple, el fondo del ensayo se ve afectado y una señal extremadamente alta de un punto, en el pozo, puede obstruir los resultados de los puntos cercanos a través de la diafonía. Por lo tanto, el CPS máximo debe limitarse a 20,000 recuentos para cada autoanticuerpo, o inferior, para las muestras positivas más altas. Según nuestro conocimiento, para reducir la cantidad de diafonía involucrada, los autoanticuerpos que tienen un fondo más bajo deben separarse, al diseñar el mapa puntual, lejos de los puntos con una mayor frecuencia de conteos.
Los controles positivos y negativos altos se utilizaron internamente en cada ensayo para calcular un índice preciso para las muestras desconocidas que se estaban analizando. Para evaluar y monitorear con precisión la sensibilidad del ensayo, se utilizaron controles positivos bajos, establecidos cerca del límite superior del ensayo. Estos controles positivos y negativos estándar se crearon a granel y alícuotas para uso a largo plazo y se almacenaron a -20 °C o menos, para mantener la coherencia entre los ensayos. Para fines de garantía de calidad, las muestras se realizaron dos veces en cada ensayo y cada resultado positivo se repitió y confirmó mediante la ejecución de la muestra en un nuevo ensayo ECL al día siguiente. Si había algún desacuerdo con el primer y segundo ensayo confirmatorio, era necesario un tercer ensayo. De los tres ensayos realizados, los resultados de los dos ensayos que concuerdan (por ejemplo, +, + o -,-), determinaron el resultado final (positivo o negativo) de la muestra.
En la última década, muchos grupos de estudio están buscando un ensayo de alto rendimiento utilizando el método multiplex para combinar múltiples ensayos de autoanticuerpos juntos en un pocillo para detectar grandes poblaciones. Hay algunos estudios que utilizan diferentes tipos de tecnologías para realizar ensayos de autoanticuerpos multiplex 19,20,21,22, pero no hay comparación para ninguno de estos ensayos en sensibilidad y especificidad contra el actual RBA estándar de "oro", cuando se estudia la DT1. Estos diferentes tipos de plataformas utilizadas no se validan a través del taller internacional del Programa de Estandarización de Autoanticuerpos de los Islotes (IASP) o mediante pruebas de grandes cohortes en ensayos clínicos. En un reciente cribado poblacional general en Alemania, se está utilizando un ensayo combinado de alto rendimiento, 3 Screen ICATM ELISA distribuido por Kronus, como herramienta para el cribado de primera línea para detectar tres IAbs, GADA, IA-2A y ZnT8A, para lograr el diagnóstico precoz de la DT1 infantil23. El ensayo ELISA de 3 pantallas mide 3 autoanticuerpos en 3 pocillos separados, consumiendo un gran volumen de suero, o en un solo pocillo con los 3 ensayos mezclados. Si un pozo en el ensayo ELISA de 3 pantallas es positivo, no se puede distinguir cuál de los tres autoanticuerpos están presentes. La mayor desventaja de este ensayo es su incapacidad para incluir la medición de IAA. Todos los resultados de IAA realizados por ELISA, como se demostró en los talleres de IASP, no tienen una sensibilidad y especificidad aceptables24. La AIA suele ser la primera BAI que aparece y tiene una alta prevalencia entre los niños pequeños. La evaluación IAb, con IAA, es necesaria para los niños y no se considera aceptable realizar esta detección sin IAA para evaluar el riesgo de DT1 en la comunidad. Además, no hay estudios o datos publicados que demuestren que el ensayo del kit Kronus IAb sea más específico de la enfermedad T1 y capaz de discriminar el alto riesgo de los BAI de bajo riesgo. El ensayo 7-Plex ECL, en el presente estudio, se validó utilizando una gran cohorte de pacientes recién diagnosticados con DT13. En comparación con el RBA estándar actual y el ensayo ECL único bien establecido, el ensayo 7-Plex puede retener el 100% de positividad con la misma especificidad de ensayo (Tabla 4). Actualmente, el ensayo ECL 4-Plex, paralelo con el RBA estándar, se está aplicando a un gran ensayo clínico en curso: Autoimmunity Screening for Kids (ASK). Este ensayo examina a niños en la población general, del área metropolitana de Denver, para detectar DT1 y enfermedad celíaca. En comparación con el RBA estándar utilizado en el estudio ASK, el ensayo ECL multiplex muestra una excelente sensibilidad y una mayor especificidad de la enfermedad, idéntica a nuestros informes anteriores utilizando el único estudio ECL25. Además, nuestro ensayo ECL 4-Plex demostró una reducción pronunciada en mano de obra, costo y volumen sérico en un 70%, en comparación con los 4 ensayos únicos correspondientes para ECL y RBA. Usando el ensayo ECL multiplexado, podemos personalizar cada pocillo con diferentes números, que representan diferentes autoanticuerpos (hasta 10), para detectar diferentes enfermedades autoinmunes que son específicas para las necesidades de una ubicación clínica en particular.
Hay algunas limitaciones observadas, mostradas en el presente estudio, para un ensayo ECL multiplexado utilizando la placa múltiplex. La dilución final del suero, incubado con antígeno, no se puede ajustar para producir las condiciones más óptimas para cada ensayo de autoanticuerpos que se combina en un solo pocillo. Se observó que nueve muestras (9/1026), de pacientes con DT1, tenían un resultado falso negativo para autoanticuerpos particulares. 7 de los falsos negativos fueron para TPOA y 2 fueron para ThGA, en el ensayo 7-Plex ECL, pero se exhibieron resultados positivos altos tanto en el ensayo ECL único como en el RBA (Figura 2 y 3). Después de una dilución adicional de las 9 muestras, se volvieron positivas en la placa múltiplex. Este resultado es causado por lo que describimos como el fenómeno 'prozona'. Este fenómeno hace que la muestra muestre un resultado falso negativo porque los títulos altos de anticuerpos están afectando la formación de redes antígeno-anticuerpo. Al configurar un ensayo múltiple, se recomienda que las muestras con títulos muy altos, para cada uno de los autoanticuerpos combinados, se realicen pruebas previas para identificar la dilución opcional del suero para la incubación de antígenos. Alternativamente, se deben seleccionar ensayos de autoanticuerpos con condiciones optimizadas similares para formar un ensayo combinado a partir del cual se logre la mejor sensibilidad y especificidad del ensayo para cada autoanticuerpo. En el presente estudio, 7 muestras (7/1022), de controles normales sanos, dieron lugar a falsos positivos para múltiples autoanticuerpos en el ensayo 7-Plex, pero después de ejecutar un solo ensayo ECL y RBA (Figura 2 y 3) se encontró que estos autoanticuerpos eran negativos en ambos ensayos. Las razones detrás de estos resultados falsos positivos que ocurren en la placa múltiplex, para este pequeño subconjunto de muestras, son actualmente desconocidas. Para la aplicación actual del ensayo ECL múltiple, todas las muestras positivas se repiten con su correspondiente ensayo ECL único para confirmar la positividad, lo que elimina este error falso positivo del ensayo ECL múltiple.

La diabetes tipo 1 (DT1) es una enfermedad crónica grave que es más común en la infancia. Actualmente, alrededor de 1.4 millones de personas tienen la DT1 en los Estados Unidos; Sorprendentemente, la incidencia de DT1 está aumentando constantemente en un 3-5% cada año en todo el mundo y se ha duplicado en las últimas dos décadas, especialmente en niños pequeños 1,2. Los autoanticuerpos de los islotes (IAbs) en la circulación sanguínea son el biomarcador más fiable en la actualidad. El IAbs puede aparecer años antes de que se desarrolle la DT1 clínica3. Actualmente, cuatro BAI principales se utilizan ampliamente en el diagnóstico de DT1 y la detección de riesgos, incluidos los autoanticuerpos contra la insulina (IAA), la glutamato descarboxilasa-65 (GADA), el antígeno 2 del insulinoma (IA-2A) y el transportador de zinc-8 (ZnT8A). Estos cuatro IAb son igualmente importantes en la predicción del desarrollo de DT1. La clasificación de la DT1 se ha redefinido recientemente como la presencia de ≥2 de 4 BAI con un metabolismo normal de la glucosa como la etapa 1 a4 de la enfermedad.
En el Estudio de Autoinmunidad de la Diabetes en los Jóvenes (DAISY), se reveló que uno de cada cuatro niños en riesgo de DT1 tenía probabilidades de progresar a autoinmunidad de islotes, celíacos, tiroides o reumatoide y, lo que es más sorprendente, aproximadamente el 40% de los pacientes que han sido diagnosticados con DT1 eventualmente desarrollan una condición autoinmune adicional 5,6,7 . La identificación de autoanticuerpos es esencial para la predicción y el diagnóstico de estas enfermedades autoinmunes y debe proporcionar una mejor atención clínica para los pacientes. No existe una manera fácil y económica en la actualidad para detectar estas múltiples afecciones autoinmunes. Los métodos de detección actuales que utilizan el ensayo de unión radiactiva (RBA) estándar, con una sola medición de autoanticuerpos, son laboriosos e ineficientes para un cribado a gran escala.
Aquí, describiremos el ensayo ECL multiplexado simple recientemente desarrollado, que hemos autenticado utilizando una sola plataforma de ensayo ECL 8,9,10,11. El ensayo ECL multiplex combina 7 pruebas de autoanticuerpos en un solo pocillo, utilizando solo 15 μL de suero, y es capaz de detectar DT1 y múltiples enfermedades autoinmunes relevantes simultáneamente, incluida la enfermedad celíaca, la enfermedad tiroidea autoinmune y APS-1. Un ensayo ZnT8A ECL no se había desarrollado en ese momento y no se incluyó en el ensayo multiplexado. El ensayo ECL multiplex proporciona una excelente herramienta para el alto rendimiento en la detección de DT1 y múltiples enfermedades autoinmunes en la población general.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>4 &#176;C refrigerator</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#8211;80 &#176;C and -20 &#176;C freezers</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well Plate Shaker</td>
			<td>Wallac - Delfi</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well round bottom plate</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>8408220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acetic acid solution</td>
			<td>Fisher</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminum foil</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antigen proteins</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human GAD65 full length protein</td>
			<td>Diamyd</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human ThG full length protein</td>
			<td>BioMart</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human TPO full length protein</td>
			<td>BioMart</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IA-2 intracellular domain protein</td>
			<td>BioMart</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IFN-&#945; protein</td>
			<td>Abcam</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Proinsulin protein</td>
			<td>AmideBio</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tTG protein</td>
			<td>DiaRect</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bottle-Top 500 mL , Filter Units</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>0974064A or B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A-7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled deionized (DD) water</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HCl</td>
			<td>Fisher</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice maker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice trays</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MSD Sector</td>
			<td>Perkin-Elmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multi-channel pipette</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper tower</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH meter</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipette-Aid</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes/tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ru Sulfo-NHS</td>
			<td>MSD (R91AN)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trizma Base</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP152-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P-1379</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uplex Development Kit</td>
			<td>MSD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well UPlex plate</td>
			<td>MSD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blocker A</td>
			<td>MSD</td>
			<td>R93AA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linker-Streptavidin</td>
			<td>MSD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Read buffer</td>
			<td>MSD</td>
			<td>R92TC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stop Solution</td>
			<td>MSD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ZeBa Column</td>
			<td>Pierce</td>
			<td>89892</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a high-throughput electrochemiluminescence 7-plex assay simultaneously screening for type 1 diabetes and multiple autoimmune diseases

Los autoanticuerpos de los islotes (IAbs) se usan ampliamente en el diagnóstico y la predicción de la diabetes tipo 1 (DT1). Cuatro BAI principales a la insulina (IAA), glutamato descarboxilasa-65 (GADA), antígeno de insulinoma-2 (IA-2A) y transportador de zinc-8 (ZnT8A) son igualmente importantes en la predicción de la enfermedad. Actualmente, hasta el 40% de los pacientes diagnosticados con DT1 desarrollan otros trastornos autoinmunes. Desafortunadamente, los métodos de detección actuales que utilizan un solo autoanticuerpo para la medición son laboriosos e ineficientes para los estudios de detección a gran escala. Recientemente desarrollamos un ensayo simple de electroquimioluminiscencia multiplexada (ECL) para abordar estos problemas actuales. El ensayo combina las 7 pruebas de autoanticuerpos en un solo pocillo. Cada pocillo incluye tres IAbs (IAA, GADA e IA-2A), autoanticuerpos contra la peroxidasa tiroidea (TPOA) y globulina tiroidea (ThGA) para detectar la enfermedad tiroidea autoinmune, autoanticuerpos contra la transglutaminasa tisular (TGA) para la enfermedad celíaca y autoanticuerpos contra el interferón alfa (IFNαA) para el síndrome poliglandular-1 autoinmune (APS-1); todos los cuales detectan la DT1 y otras enfermedades autoinmunes relevantes, simultáneamente. El ensayo ECL multiplex se basa en la plataforma de ensayo ECL única, pero en su lugar utiliza la placa multiplex que combina múltiples ensayos de autoanticuerpos, hasta 10, en un solo pocillo. La principal diferencia con el ensayo ECL único es que cada complejo anticuerpo-antígeno formado en la fase fluida se restringe en un punto específico en cada pocillo a través de un sistema de enlace en la placa múltiplex. El ensayo 7-Plex ECL, en el presente estudio, se valida contra ensayos estándar de unión radioeléctrica (RBA) y ensayos ECL únicos, utilizando una gran cohorte de pacientes con DT1 recién diagnosticados y controles sanos de la misma edad, lo que resulta en una excelente sensibilidad y especificidad del ensayo.

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A High-Throughput Electrochemiluminescence 7-Plex Assay Simultaneously Screening for Type 1 Diabetes and Multiple Autoimmune Diseases

Modelamos un ensayo ECL multiplexado simple que combina 7 ensayos de autoanticuerpos. El ensayo es capaz de detectar DT1 y muchas otras enfermedades autoinmunes, simultáneamente, incluida la enfermedad celíaca, la enfermedad tiroidea autoinmune y el síndrome poliglandular autoinmune 1.

Un ensayo de electroquimioluminiscencia 7-plex de alto rendimiento que detecta simultáneamente la diabetes tipo 1 y múltiples enfermedades autoinmunes

Islet autoantibodies (IAbs) are widely used in type 1 diabetes (T1D) diagnosis and prediction. Four major IAbs to insulin (IAA), glutamate ...

a-high-throughput-electrochemiluminescence-7-plex-assay

Research

JoVE Journal

Medicine

2.3K vistas.  University of Colorado School of Medicine. Modelamos un ensayo ECL multiplexado simple que combina 7 ensayos de autoanticuerpos. El ensayo es capaz de detectar DT1 y muchas otras enfermedades autoinmunes, simultáneamente, incluida la enfermedad celíaca, la enfermedad tiroidea autoinmune y el síndrome poliglandular autoinmune 1.

Video: A High-Throughput Electrochemiluminescence 7-Plex Assay Simultaneously Screening for Type 1 Diabetes and Multiple Autoimmune Diseases

Mouse Eye Enucleation for Remote High-throughput Phenotyping

The mouse eye is an important genetic model for the translational study of human ophthalmic disease. Blinding diseases in humans, such as macular degeneration, photoreceptor degeneration, cataract, glaucoma, retinoblastoma, and diabetic retinopathy have been recapitulated in transgenic mice.1-5 Most transgenic and knockout mice have been generated by laboratories to study non-ophthalmic diseases, but genetic conservation between organ systems suggests that many of the same genes may also play a role in ocular development and disease. Hence, these mice represent an important resource for discovering new genotype-phenotype correlations in the eye. Because these mice are scattered across the globe, it is difficult to acquire, maintain, and phenotype them in an efficient, cost-effective manner. Thus, most high-throughput ophthalmic phenotyping screens are restricted to a few locations that require on-site, ophthalmic expertise to examine eyes in live mice. 6-9 An alternative approach developed by our laboratory is a method for remote tissue-acquisition that can be used in large or small-scale surveys of transgenic mouse eyes. Standardized procedures for video-based surgical skill transfer, tissue fixation, and shipping allow any lab to collect whole eyes from mutant animals and send them for molecular and morphological phenotyping. In this video article, we present techniques to enucleate and transfer both unfixed and perfusion fixed mouse eyes for remote phenotyping analyses.

The dissection technique illustrates enucleation of the mouse eye for tissue fixation to perform phenotyping in high-throughput screens.

Ratón enucleación del ojo por remoto de alto rendimiento fenotipificación

The mouse eye is an important genetic model for the translational study of human ophthalmic disease. Blinding diseases in humans, such as macular ...

Investigación

Medicina

High Content Screening in Neurodegenerative Diseases

The functional annotation of genomes, construction of molecular networks and novel drug target identification, are important challenges that need to be addressed as a matter of great urgency1-4. Multiple complementary 'omics' approaches have provided clues as to the genetic risk factors and pathogenic mechanisms underlying numerous neurodegenerative diseases, but most findings still require functional validation5. For example, a recent genome wide association study for Parkinson's Disease (PD), identified many new loci as risk factors for the disease, but the underlying causative variant(s) or pathogenic mechanism is not known6, 7. As each associated region can contain several genes, the functional evaluation of each of the genes on phenotypes associated with the disease, using traditional cell biology techniques would take too long. 
	There is also a need to understand the molecular networks that link genetic mutations to the phenotypes they cause. It is expected that disease phenotypes are the result of multiple interactions that have been disrupted. Reconstruction of these networks using traditional molecular methods would be time consuming. Moreover, network predictions from independent studies of individual components, the reductionism approach, will probably underestimate the network complexity8. This underestimation could, in part, explain the low success rate of drug approval due to undesirable or toxic side effects. Gaining a network perspective of disease related pathways using HT/HC cellular screening approaches, and identifying key nodes within these pathways, could lead to the identification of targets that are more suited for therapeutic intervention.
	High-throughput screening (HTS) is an ideal methodology to address these issues9-12. but traditional methods were one dimensional whole-well cell assays, that used simplistic readouts for complex biological processes. They were unable to simultaneously quantify the many phenotypes observed in neurodegenerative diseases such as axonal transport deficits or alterations in morphology properties13, 14. This approach could not be used to investigate the dynamic nature of cellular processes or pathogenic events that occur in a subset of cells. To quantify such features one has to move to multi-dimensional phenotypes termed high-content screening (HCS)4, 15-17. HCS is the cell-based quantification of several processes simultaneously, which provides a more detailed representation of the cellular response to various perturbations compared to HTS. 
	HCS has many advantages over HTS18, 19, but conducting a high-throughput (HT)-high-content (HC) screen in neuronal models is problematic due to high cost, environmental variation and human error. In order to detect cellular responses on a 'phenomics' scale using HC imaging one has to reduce variation and error, while increasing sensitivity and reproducibility. 
	Herein we describe a method to accurately and reliably conduct shRNA screens using automated cell culturing20 and HC imaging in neuronal cellular models. We describe how we have used this methodology to identify modulators for one particular protein, DJ1, which when mutated causes autosomal recessive parkinsonism21. 
	Combining the versatility of HC imaging with HT methods, it is possible to accurately quantify a plethora of phenotypes. This could subsequently be utilized to advance our understanding of the genome, the pathways involved in disease pathogenesis as well as identify potential therapeutic targets.

We describe a methodology combining automated cell culturing with high-content imaging to visualize and quantify multiple cellular processes and structures, in a high-throughput manner. Such methods can aid in the further functional annotation of genomes as well as identify disease gene networks and potential drug targets.

Filtrado de contenido de alta en las enfermedades neurodegenerativas

The functional annotation of genomes, construction of molecular networks and novel drug target identification, are important challenges that need to be ...

A Modified Precipitation Method to Isolate Urinary Exosomes

Identification of biomarkers that allow early detection of kidney diseases in urine and plasma has been an area of active interest for several years. Urinary exosome vesicles, 40-100 nm in size, are released into the urine under normal conditions by cells from all nephron segments and may contain protein, mRNA and microRNA representative of their cell type of origin. Under conditions of renal dysfunction or injury, exosomes may contain altered proportions of these components, which may serve as biomarkers for disease. There are currently several methods available for isolation of urinary exosomes, and we have previously conducted an experimental comparison of each of these approaches, including three based on ultracentrifugation, one using a nanomembrane ultrafiltration concentrator, one using a commercial precipitation reagent and one using a modification of the precipitation technique using ExoQuick reagent that we developed in our laboratory. We found the modified precipitation method produced the highest yield of exosome particles, miRNA, and mRNA, making this approach suitable for the isolation of exosomes for subsequent RNA profiling. We conclude that the modified exosome precipitation method offers a quick, scalable, and effective alternative for the isolation of exosomes from urine. In this report, we describe our modified precipitation technique using ExoQuick reagent for isolating exosomes from human urine.

This manuscript describes a protocol for isolating exosomes from human urine using a modified precipitation technique.

Un método de precipitación Modificado para aislar urinaria exosomas

Identification of biomarkers that allow early detection of kidney diseases in urine and plasma has been an area of active interest for several years. ...

An Organotypic High Throughput System for Characterization of Drug Sensitivity of Primary Multiple Myeloma Cells

In this work we describe a novel approach that combines ex vivo drug sensitivity assays and digital image analysis to estimate chemosensitivity and heterogeneity of patient-derived multiple myeloma (MM) cells. This approach consists in seeding primary MM cells freshly extracted from bone marrow aspirates into microfluidic chambers implemented in multi-well plates, each consisting of a reconstruction of the bone marrow microenvironment, including extracellular matrix (collagen or basement membrane matrix) and stroma (patient-derived mesenchymal stem cells) or human-derived endothelial cells (HUVECs). The chambers are drugged with different agents and concentrations, and are imaged sequentially for 96 hr through bright field microscopy, in a motorized microscope equipped with a digital camera. Digital image analysis software detects live and dead cells from presence or absence of membrane motion, and generates curves of change in viability as a function of drug concentration and exposure time. We use a computational model to determine the parameters of chemosensitivity of the tumor population to each drug, as well as the number of sub-populations present as a measure of tumor heterogeneity. These patient-tailored models can then be used to simulate therapeutic regimens and estimate clinical response.

We describe a high-throughput drug sensitivity assay for primary multiple myeloma cells. It consists of a reconstruction of the bone marrow microenvironment (including extracellular matrix and stroma) in multi-well plates, and a non-invasive method for longitudinal quantification of cell viability.

Un Sistema organotípicos de alto rendimiento para la Caracterización de la sensibilidad a los fármacos de las células del mieloma múltiple primaria

In this work we describe a novel approach that combines ex vivo drug sensitivity assays and digital image analysis to estimate chemosensitivity and ...

TRUE Gene Silencing: Screening of a Heptamer-type Small Guide RNA Library for Potential Cancer Therapeutic Agents

TRUE gene silencing (termed after tRNase ZL-utilizing efficacious gene silencing) is one of the RNA-directed gene silencing technologies, which utilizes an artificial small guide RNA (sgRNA) to guide tRNA 3&#8242; processing endoribonuclease, tRNase ZL, to recognize a target RNA. sgRNAs can be taken up by cells without any transfection reagents and can downregulate their target RNA levels and/or induce apoptosis in human cancer cells. We have screened an sgRNA library containing 156 heptamer-type sgRNAs for the effect on viability of human myeloma and leukemia cells, and found that 20 of them can efficiently induce apoptosis in at least one of the cancer cell lines. Here we present a protocol for screening of a heptamer-type sgRNA library for potential therapeutic drugs against blood cancers. The protocol includes how to construct the sgRNA library, how to assess the effect of each sgRNA on cell viability, and how to further evaluate the effective sgRNAs by flow cytometry. Around 2,000 hits would be expected to be obtained by screening the full-scale sgRNA library composed of 16,384 heptamers.

Here we present a protocol for screening of a heptamer-type sgRNA library for potential therapeutic drugs against blood cancers.

TRUE silenciamiento génico: Proyección de un tipo heptámero Guía Pequeño ARN Biblioteca de agentes terapéuticos potenciales del cáncer

TRUE gene silencing (termed after tRNase ZL-utilizing efficacious gene silencing) is one of the RNA-directed gene silencing technologies, which utilizes ...

A High Throughput, Multiplexed and Targeted Proteomic CSF Assay to Quantify Neurodegenerative Biomarkers and Apolipoprotein E Isoforms Status

Many neurodegenerative diseases are&#160;still lacking effective treatments. Reliable biomarkers for identifying and classifying these diseases will be important in the development of future novel therapies. Often&#160;potential new biomarkers do not make it&#160;into the clinic&#160;due to limitations&#160;in their development and&#160;high costs.&#160;However,&#160;targeted proteomics using Multiple Reaction Monitoring Liquid Chromatography-tandem/Mass Spectrometry (MRM LC-MS/MS), specifically using triple quadrupole mass spectrometers, is one method that can be used to rapidly evaluate and validate biomarkers&#160;for clinical translation into diagnostic laboratories. Traditionally, this platform has been used extensively for measurement of small molecules&#160;in clinical laboratories, but it is the potential to analyze proteins, that makes it an attractive alternative to ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay)-based methods. We describe here how targeted proteomics can be used to measure multiplexed markers of dementia, including the detection and quantitation of the known risk factor apolipoprotein E isoform 4 (ApoE4).
In order to make the assay suitable for translation, it is designed to be rapid, simple, highly specific and cost effective. To achieve this, every step in the development of the assay must be optimized for the individual proteins and tissues they are analyzed in. This method describes a typical workflow including various tips and tricks to developing a targeted proteomics MRM LC-MS/MS for translation.
The method development is optimized using custom synthesized versions of tryptic quantotypic peptides, which calibrate&#160;the MS for detection and then spiked into CSF to determine correct identification of the endogenous peptide in the chromatographic separation prior to analysis in the MS. To achieve absolute quantitation, stable isotope-labeled internal standard versions of the peptides with short amino acid sequence tags and containing a trypsin cleavage site, are included in the assay.

We describe a high-throughput, multiplex, and targeted proteomic cerebrospinal fluid (CSF) assay developed with potential for clinical translation. The test can quantitate potential markers and risk factors for neurodegeneration, such as the apolipoprotein E variants (E2, E3 and E4), and measure their allelic expression.

Un alto rendimiento, multiplexado y dirigida proteómico CSF ​​ensayo para cuantificar neurodegenerativas Biomarcadores y apolipoproteína E isoformas Estado

Many neurodegenerative diseases are&#160;still lacking effective treatments. Reliable biomarkers for identifying and classifying these diseases will be ...

High-throughput Nitrobenzoxadiazole-labeled Cholesterol Efflux Assay

Atherosclerosis leads to cardiovascular disease (CVD). It is still unclear whether cholesterol-HDL (cHDL) concentration plays a causal role in atherosclerosis development. However, an important factor in early stages of atheroma plaque formation is cholesterol efflux capacity to HDL (the ability of HDL particles to accept cholesterol from macrophages) in order to avoid foam cell formation. This is a key step in avoiding the accumulation of cholesterol in the endothelium and a part of reverse cholesterol transport (RCT) to eliminate cholesterol through the liver. Cholesterol efflux capacity to serum or plasma in macrophage cell models is a promising tool that can be used as biomarker for atherosclerosis. Traditionally, [3H]-cholesterol has been used in cholesterol efflux assays. In this study, we aim to develop a safer and faster strategy using fluorescent labelled-cholesterol (NBD-cholesterol) in a cellular assay to trace the cholesterol uptake and efflux process in THP-1-derived macrophages. Finally, we optimize and standardize the NBD-cholesterol efflux method and develop a high-throughput analysis using 96-well plates.

Measurement of in vitro cholesterol efflux capacity to serum or plasma in macrophage cell models is a promising tool as a biomarker for atherosclerosis. In the present study, we optimize and standardize a fluorescent NBD-cholesterol efflux method and develop a high-throughput analysis using 96-well plates.

Ensayo de eflujo de colesterol marcado con Nitrobenzoxadiazole de alto rendimiento

Atherosclerosis leads to cardiovascular disease (CVD). It is still unclear whether cholesterol-HDL (cHDL) concentration plays a causal role in ...

An Improved and High Throughput Respiratory Syncytial Virus (RSV) Micro-neutralization Assay

Respiratory syncytial virus-specific neutralizing antibodies (RSV NAbs) are an important marker of protection against RSV. A number of different assay formats are currently in use worldwide so there is a need for an accurate and high-throughput method for measuring RSV NAbs. We describe here an imaging-based micro-neutralization assay that has been tested on RSV subgroup A and can also be adapted for RSV subgroup B and different sample types. This method is highly reproducible, with inter-assay variations for the reference antiserum being less than 10%. We believe this assay can be readily established in many laboratories worldwide at relatively low cost. Development of an improved, high-throughput assay that measures RSV NAbs represents a significant step forward for the standardization of this method internationally as well as being critical for the evaluation of novel RSV vaccine candidates in the future.

An Improved and High Throughput Respiratory Syncytial Virus RSV Micro-neutralization Assay

This study describes a high throughput, imaging-based micro-neutralization assay to determine the titer of neutralizing antibodies specific for respiratory syncytial virus (RSV). This assay format has been tested on different sample types.

Un ensayo de Micro-neutralización de Virus sincitial respiratorio (VSR) mejorado y alto rendimiento

Respiratory syncytial virus-specific neutralizing antibodies (RSV NAbs) are an important marker of protection against RSV. A number of different assay ...

High-Throughput Analysis of Optical Mapping Data Using ElectroMap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we present, in a step-by-step guide, the use of ElectroMap for analysis, quantification, and mapping of high-resolution voltage and calcium datasets acquired by optical mapping. ElectroMap analysis options cover a wide variety of key electrophysiological parameters, and the graphical user interface allows straightforward modification of pre-processing and parameter definitions, making ElectroMap applicable to a wide range of experimental models. We show how built-in pacing frequency detection and signal segmentation allows high-throughput analysis of entire experimental recordings, acute responses, and single beat-to-beat variability. Additionally, ElectroMap incorporates automated multi-beat averaging to improve signal quality of noisy datasets, and here we demonstrate how this feature can help elucidate electrophysiological changes that might otherwise go undetected when using single beat analysis. Custom modules are included within the software for detailed investigation of conduction, single file analysis, and alternans, as demonstrated here. This software platform can be used to enable and accelerate the processing, analysis, and mapping of complex cardiac electrophysiology.

This protocol describes the setup and use of ElectroMap, a MATLAB-based open-source software platform for analysis of cardiac optical mapping data. ElectroMap provides a versatile high-throughput tool for analysis of optical mapping voltage and calcium datasets across a wide range of cardiac experimental models.

Análisis de alto rendimiento de datos de asignación óptica mediante electromap

Optical mapping is an established technique for high spatio-temporal resolution study of cardiac electrophysiology in multi-cellular preparations. Here we ...

A High-Throughput In Situ Method for Estimation of Hepatocyte Nuclear Ploidy in Mice

When the liver is injured, hepatocyte numbers decrease, while cell size, nuclear size and ploidy increase. The expansion of non-parenchymal cells such as cholangiocytes, myofibroblasts, progenitors and inflammatory cells also indicate chronic liver damage, tissue remodeling and disease progression. In this protocol, we describe a simple high-throughput approach for calculating changes in the cellular composition of the liver that are associated with injury, chronic disease and cancer. We show how information extracted from two-dimensional (2D) tissue sections can be used to quantify and calibrate hepatocyte nuclear ploidy within a sample and enable the user to locate specific ploidy subsets within the liver in situ. Our method requires access to fixed/frozen liver material, basic immunocytochemistry reagents and any standard high-content imaging platform. It serves as a powerful alternative to standard flow cytometry techniques, which require disruption of freshly collected tissue, loss of spatial information and potential disaggregation bias.

We present a robust, cost-effective, and flexible method for measuring changes in hepatocyte number and nuclear ploidy within fixed/cryopreserved tissue samples that does not require flow cytometry. Our approach provides a powerful sample-wide signature of liver cytology ideal for tracking the progression of liver injury and disease.

Un método in situ de alto rendimiento para la estimación de la ploideide nuclear de hepatocitos en ratones

When the liver is injured, hepatocyte numbers decrease, while cell size, nuclear size and ploidy increase. The expansion of non-parenchymal cells such as ...