Este trabajo fue apoyado en parte por los Institutos Nacionales de Salud bajo los números de adjudicación R01NS120882, RF1NS119165 y R01NS103785 y el número de premio del Departamento de Defensa AZ190017. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud o el Departamento de Defensa.

Los experimentos realizados fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Kentucky, y durante el estudio se siguieron las pautas ARRIVE y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.
1. Configuración quirúrgica
NOTA: Los ratones se alojan en grupos de 4-5 / jaula, la humedad en la sala de alojamiento se mantiene en 43% -47%, y la temperatura se mantiene a 22-23 ° C. A los ratones se les da acceso ad libitum a alimentos y agua y se les expone a un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h (7 a.m./7 p.m.).
<ol><li>Use un área quirúrgica designada, como una capucha o una sala de procedimientos quirúrgicos dedicada, para realizar la cirugía con animales.</li>
	<li>Asegúrese de que el área quirúrgica incluya una almohadilla térmica, un marco estereotáxico equipado con un impactador electromagnético y una máscara de anestesia diseñada para administrar gas isoflurano (ver Figura 1A).</li>
	<li>Asegúrese de que el cirujano o el personal involucrado en la cirugía use una bata de laboratorio limpia, una máscara facial, guantes y una gorra quirúrgica.</li>
	<li>Use herramientas quirúrgicas estériles, aplicadores estériles con punta de algodón y almohadillas de gasa. Use un esterilizador de cuentas calientes para esterilizar los instrumentos entre ratones durante el día de la cirugía.</li>
	<li>Use una cámara de inducción de anestesia para preparar al ratón para la cirugía en un área preoperatoria.</li>
	<li>Use almohadillas térmicas para mantener la temperatura del animal, limpie las jaulas de retención del ratón después de la operación y temporizadores para registrar el reflejo de enderezamiento del ratón después de la cirugía.</li>
</ol>2. Procedimiento preoperatorio
<ol><li>Prepare el aparato de soporte de la cabeza (véase la figura 1B).<ol><li>Retire la cresta del extremo enrollado de una bombilla de pipeta de látex de 1 ml (extremo inflable) (véase la figura 1C).</li>
		<li>Conecte la bombilla al tubo usando parafilm (ver Figura 1C).</li>
		<li>Conecte el tubo a una jeringa de 10 ml usando una llave de paso. Llene la jeringa con agua (véase la figura 1C). NOTA: La bombilla de pipeta de látex de 1 ml se colocará debajo de la cabeza del ratón para desplazar la fuerza de impacto lejos de las orejas. Trate de eliminar la mayor cantidad de aire posible de la bombilla antes de usarla para que la bombilla se llene principalmente con agua y no con aire.</li>
	</ol></li>
	<li>Configuración del impactador.<ol><li>Seleccione la punta de la sonda de 5 mm, atorníllela al pistón en la parte inferior central del actuador (dentro del cilindro más grande) y apriete suavemente la sonda sin aplicar una fuerza excesiva. Vuelva a apretar la punta entre impactos (ver Figura 1B).</li>
		<li>Antes de encender el impactador, asegúrese de que el interruptor Extender/Retraer esté colocado en la posición central de apagado. A continuación, conecte el cable del actuador al conector del panel frontal de la caja de control del impactador y el cable del sensor al conector del panel frontal. Luego, encienda el interruptor de encendido en el panel posterior (consulte la Figura 1D). NOTA: El interruptor de palanca Extender/Retraer debe permanecer en la posición central de apagado cuando no esté en uso.</li>
		<li>Configure la velocidad de impacto girando la perilla grande en el lado izquierdo de la caja de control hasta que aparezca una velocidad de impacto de 5,0 ± 0,2 m/s en la pantalla (consulte la figura 1D).</li>
		<li>Ajuste el contador de permanencia a 100 ms girando los diales hasta que la permanencia lea 0,01 (consulte la figura 1D). NOTA: La permanencia es el tiempo de contacto antes de que se produzca la retracción automática.</li>
		<li>Coloque el actuador del impactador en una bolsa de hielo para evitar que el cilindro de plástico se expanda, lo que bloquea el cilindro en su lugar, evitando el movimiento del cilindro y la entrega de impactos futuros (ver Figura 1E).</li>
	</ol></li>
	<li>Prepare al ratón para la cirugía.<ol><li>Inspeccione visualmente el ratón antes de la cirugía y elimine al ratón del estudio si se observa una de las siguientes condiciones: mal estado del pelaje, letargo o peso deficiente (<20 g) para un ratón de 4 meses de edad.</li>
		<li>Anestesiar al ratón con isoflurano al 4% -5% en oxígeno al 100% utilizando una cámara de inducción colocada en una almohadilla térmica durante 1-2 min.</li>
		<li>Afeite el pelaje del sitio operatorio con un cortapelos eléctrico.</li>
		<li>Limpie la cabeza con almohadillas estériles de preparación de alcohol y aplique un anestésico tópico en el cuero cabelludo afeitado al menos 15 minutos antes del inicio de la cirugía.</li>
		<li>Devuelva el ratón a una jaula de retención limpia antes de la cirugía. Comience la cirugía después de al menos 15 minutos de aplicación de anestesia tópica (tiempo de inducción). NOTA: El tiempo para la anestesia puede variar dependiendo de la anestesia utilizada en el procedimiento.</li>
	</ol></li>
	<li>Compruebe una vez más que el marco estereotáxico, el impactador y la pantalla estereotáxica digital (consulte la figura 1F) estén listos para ser utilizados.</li>
	<li>Devuelva el ratón a la cámara de inducción de isoflurano con 4% -5% de isoflurano en oxígeno al 100% durante aproximadamente 3 minutos.</li>
	<li>Fije el ratón en el escenario de la cabeza.</li>
</ol>3. Procedimiento quirúrgico
<ol><li>Asegure el ratón en el marco estereotáxico utilizando barras para los oídos de punta cónica de resina acetálica ligera, una barra de mordida y una máscara de anestesia de ratón (consulte la Figura 1G, H). El gas isoflurano se suministra al 2% -3% en el aire ambiente a 100-200 ml / min. Controle cuidadosamente la respiración del ratón para garantizar la profundidad de la anestesia y ajustar el nivel de gas según sea necesario.</li>
	<li>Aplique lubricante estéril para los ojos en los ojos para evitar el secado de la córnea.</li>
	<li>Esterilice el cuero cabelludo con hisopos de povidona yodada y almohadillas de alcohol estériles tres veces.</li>
	<li>Asegúrese de que el ratón esté profundamente anestesiado verificando la falta de una respuesta de pellizco del dedo del pie.</li>
	<li>Haga una incisión de aproximadamente 1 cm en la línea media del cuero cabelludo entre los ojos y el cuello con un bisturí, exponiendo el cráneo (ver Figura 1I).</li>
	<li>Deje que el cráneo se seque durante 1-2 min.</li>
	<li>Identifique bregma (el punto de intersección de las suturas coronal y sagital) y lambda (la intersección de las suturas sagital y lambdoidea) (ver Figura 1J). NOTA: Se podría usar un atlas cerebral de ratón como referencia.</li>
	<li>Coloque el aparato de soporte de la cabeza debajo de la cabeza e infle la bombilla con agua hasta que presione contra la parte inferior de la cabeza del ratón, pero sin levantar la cabeza lejos de la barra de mordida. NOTA: Este paso es esencial para reducir los posibles problemas de oído del CHI. Cualquier animal con daño en el oído de las barras del oído, lo que resulta en rodar o sangrar, debe ser eliminado del estudio y sacrificado.</li>
	<li>Coloque el impactador en su lugar sobre la cabeza del animal.</li>
	<li>Extienda el impactador colocando el interruptor de palanca Extender /Retraer (en la caja de control del impactador) en Extender. NOTA: Asegúrese de verificar que la punta esté completamente extendida tirando hacia abajo de la punta.</li>
	<li>Alinee el impactador hasta que esté centrado sobre el bregma (ver Figura 1K).</li>
	<li>Restablezca las coordenadas x e y estereotáxicas digitales en el lector estereotáxico a 0 (en el control de pantalla táctil)</li>
	<li>Alinee la sonda sobre la ubicación del impacto moviendo la sonda desde el bregma hasta las coordenadas objetivo: medial-lateral = 0,0 mm, anterior-posterior = −1,6 mm.</li>
	<li>Sujete el sensor de contacto a la oreja del animal.<ol><li>Baje lentamente la punta de la sonda con la sonda extendida hasta que se haga el primer contacto con la superficie. Deténgase en el pitido.</li>
		<li>Restablezca las coordenadas z estereotáxicas digitales en el lector estereotáxico a 0.</li>
	</ol></li>
	<li>Inspeccione cuidadosamente si la punta está al ras del cráneo (planos medial-lateral y anterior-posterior). NOTA: Colocar la punta de la sonda es el paso más crucial de este proceso para prevenir fracturas de cráneo y daño en el oído.</li>
	<li>Retraiga el impactador colocando el interruptor de palanca en la caja de control en la posición Retraer. La punta se retira y no tiene más contacto con la cabeza del animal hasta el momento del impacto.</li>
	<li>Ajuste la profundidad de impacto ajustando la profundidad dorsal-ventral a -1,2 mm. NOTA: La profundidad del impacto afecta la gravedad de la lesión. La profundidad debe ajustarse para diferentes edades, pesos y cepas de ratones a la gravedad de la lesión deseada. Es posible que sea necesario ajustar / volver a valorar la profundidad con el tiempo para mantener una gravedad constante de la lesión. La gravedad se puede evaluar neuropatológicamente: microglía y astrocitos (IHC), y conductualmente: el laberinto de agua del brazo radial y la prueba de evitación activa.</li>
	<li>Controle cuidadosamente la respiración del ratón para asegurar la profundidad de la anestesia y ajustar el nivel de gas según sea necesario. NOTA: A menudo, el porcentaje de gas isoflurano debe reducirse o apagarse durante 10-20 s antes del impacto. Observe atentamente que la respiración se acelere ligeramente. Si la respiración es demasiado lenta en el momento del impacto, el animal puede morir dentro de los primeros 60 s después del impacto de la apnea. Esto se puede prevenir ajustando la profundidad de la anestesia en los segundos previos al impacto.</li>
	<li>Inducir el impacto presionando el interruptor de palanca derecho para impactar. La punta de la sonda baja a la velocidad mostrada y luego permanece hacia abajo durante el tiempo de permanencia establecido y se retrae. NOTA: Los ratones simulados reciben un manejo idéntico al de los ratones CHI, pero el impacto no se entrega.</li>
	<li>Inicie el temporizador inmediatamente después de que se entregue el impacto CHI para registrar los tiempos de enderezamiento (tiempo para regresar de la posición lateral a la posición prona) o inicie el temporizador cuando el mouse se retire del marco estereotáxico para los ratones simulados. El tiempo promedio de reflejo de enderezamiento es de 5-15 min. NOTA: Los tiempos de reflejo de enderezamiento pueden variar según la tensión del ratón y la edad.</li>
	<li>Evalúe a los ratones para detectar fracturas visibles de cráneo, hemorragias y apnea. Excluir a los ratones con una fractura de cráneo deprimida o hemorragia visible del estudio. NOTA: Hay niveles graduados de fracturas de cráneo. Los animales con fracturas de cráneo descomprimidas, donde el hueso está presionando observablemente el tejido cerebral, son sacrificados (CO2 primero, y decapitación utilizada como método secundario). Si la punta del impactador está configurada correctamente, estos tipos de fracturas de cráneo son extremadamente raras. Si se produce una fractura de cráneo, la presentación más común es una pequeña gota de sangre en el cráneo y un ligero desbaste táctil del cráneo, a menudo a lo largo de la sutura que conecta la punta posterior del hueso nasal. Estos ratones se señalan como posible fractura de cráneo en los registros, pero normalmente no se excluyen del estudio.</li>
	<li>Retire al animal del marco estereotáxico.</li>
	<li>Cierre el cuero cabelludo grapando la piel junta. NOTA: Las suturas absorbibles o no absorbibles podrían usarse para cerrar el cuero cabelludo como alternativa a las grapas.</li>
	<li>Aplique ungüento antibiótico triple con un aplicador estéril con punta de algodón en la incisión cerrada.</li>
	<li>Devuelva el ratón a una jaula de retención limpia para su recuperación. La mitad de la jaula de recuperación está en una almohadilla térmica (ajuste bajo), lo que proporciona la capacidad de alejarse del calor cuando está despierto y mantener la temperatura del animal mientras está inconsciente (ver Figura 1L). NOTA: El ratón se coloca de lado en la jaula de recuperación. Para evitar la asfixia, coloque al animal en una jaula de recuperación sin ropa de cama o en un pañuelo desechable si la ropa de cama está en la jaula.</li>
	<li>Vuelva a colocar el interruptor de alternancia Extender/Retraer a la posición Centro/Desactivado . NOTA: La corriente continuará funcionando si el interruptor se deja en la posición de extensión o retracción, lo que hace que el pistón se hinche. El impactador no funcionará hasta que el pistón se enfríe.</li>
	<li>Retire el impactador de su soporte y colóquelo suavemente sobre la bolsa de hielo. NOTA: Mantener el impactador en una bolsa de hielo ayuda a reducir la posible hinchazón del impactador.</li>
	<li>Monitoree al animal hasta que ocurra el reflejo de enderezamiento y documente el tiempo hasta el enderezamiento (ver Figura 1M). NOTA: El reflejo de enderezamiento se define como el momento en que el ratón vuelve a una posición prona. La jaula debe dejarse intacta; El ratón podría enderezar si la jaula es tocada, movida o expuesta a algunos ruidos.</li>
	<li>Devuelva a los ratones a la jaula de su casa cuando estén despiertos y alertas. Por lo general, dentro de 1 hora después de la lesión, los animales están completamente conscientes y deambulando. Además, agregue un poco de comida húmeda en el fondo de la jaula.</li>
</ol>4. Cuidados postoperatorios
<ol><li>Controle a los animales durante 5 días después de la cirugía.</li>
	<li>Registre su peso y cualquier cambio físico / conductual como frecuencia respiratoria (función respiratoria cualitativa), marcha, condición del cuerpo y el pelaje, comer, beber, defecar y orinar.</li>
	<li>Observe el ratón para detectar cualquier signo de incomodidad y la herida quirúrgica para detectar hinchazón, exudados o bordes rojos, ordehiscencia. Póngase en contacto con un veterinario si el animal muestra signos de dolor y malestar (vocalizaciones, no se mueve, hipotermia, no bebe ni come).</li>
	<li>Retire las grapas 7-10 días después de la cirugía bajo anestesia y en una almohadilla térmica. NOTA: Si se utilizan suturas no absorbibles, deben retirarse 7-10 días después de la cirugía bajo anestesia.</li>
</ol>5. Limpieza
<ol><li>Limpie y esterilice el área quirúrgica y las herramientas.</li>
	<li>Limpie la punta de la sonda después de cada uso y al final del día con almohadillas de preparación de alcohol. NOTA: El impactador se calibra en fábrica y se informa que es estable en el tiempo y el uso. No se necesita calibración de rutina. Sin embargo, el impactador y el marco estereotáxico deben inspeccionarse rutinariamente. Además, los perímetros del punto final del modelo, como el tiempo reflejo de enderezamiento, la mortalidad y la neuropatología, deben monitorearse para evaluar la posible deriva experimental.</li>
</ol>6. Criterios de exclusión
<ol><li>Excluya animales antes de la cirugía con un estado de salud deficiente, como peso deficiente < 20 g para un ratón de 4 meses de edad, letargo y mal estado del pelaje.</li>
	<li>Excluya animales con complicaciones durante la cirugía, como una fractura de cráneo deprimida, una hemorragia visible relacionada con la cirugía o sangrado del oído.</li>
	<li>Excluir animales del estudio con los siguientes síntomas postoperatorios: falta de comer y/o moverse normalmente, vocalizaciones inusuales, pérdida de peso o incapacidad de la cicatrización normal de la herida después de la cirugía. NOTA: Este modelo podría usarse como un modelo repetitivo de LCT leve. Si los ratones reciben la segunda cirugía con 24 h de diferencia con la primera, se podrían quitar las grapas o la sutura, y se podría usar la misma incisión para exponer el cráneo. Se debe hacer una nueva incisión si transcurre más tiempo entre las cirugías.</li>
</ol>

<ol>
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T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=COG1410,+a+novel+apolipoprotein+E-based+peptide,+improves+functional+recovery+in+a+murine+model+of+traumatic+brain+injury.">COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).</li><li>Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Suppression+of+acute+proinflammatory+cytokine+and+chemokine+upregulation+by+post-injury+administration+of+a+novel+small+molecule+improves+long-term+neurologic+outcome+in+a+mouse+model+of+traumatic+brain+injury.">Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroinflammation. 5, 28 (2008).</li><li>Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+skull+cortical+thickness+changes+with+age+and+sex+from+computed+tomography+scans.">Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).</li><li>Kawakami, M., Yamamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains.">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> BMC Evolutionary Biology. 8, 73 (2008).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Varios pasos están involucrados en la recreación de un modelo de lesión consistente utilizando el modelo descrito. Primero, es fundamental asegurar correctamente al animal en el marco estereotáxico. La cabeza del animal no debe poder moverse lateralmente, y el cráneo debe estar completamente plano con bregma y lambda leyendo las mismas coordenadas. Colocar correctamente las barras para los oídos es el aspecto más difícil de esta cirugía, y esto solo se puede aprender con la práctica. Si el cráneo no está nive...

La lesión cerebral traumática (TBI) es causada por una fuerza externa en el cerebro, a menudo asociada con caídas, lesiones deportivas, violencia física o accidentes de tráfico. En 2014, los Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades determinaron que 2.53 millones de estadounidenses visitaron el departamento de emergencias para buscar ayuda médica para accidentes relacionados con TBI1. Dado que la LCT leve (LCTm) representa la mayoría de los casos de LCT, en las últimas décadas, se han adoptado múltiples modelos de LCTm, que incluyen pérdida de peso, lesión en la cabeza cerrada impulsada por el pistón e impacto cortical controlado, lesión rotacional, lesión leve por percusión de fluidos y modelos de lesiones por explosión 2,3. La heterogeneidad de los modelos de mTBI es útil para abordar las diferentes características asociadas con mTBI observadas en personas y para ayudar a evaluar los mecanismos celulares y moleculares asociados con la lesión cerebral.
De los modelos comúnmente utilizados de traumatismo craneoencefálico cerrado, uno de los primeros y más utilizados es el método de caída de peso, donde un objeto se deja caer desde una altura específica sobre la cabeza del animal (anestesiado o despierto)2,4. En el método de pérdida de peso, la gravedad de la lesión depende de varios parámetros, incluyendo craneotomía realizada o no, cabeza fija o libre, y la distancia y el peso del objeto que cae 2,4. Una desventaja de este modelo es la alta variabilidad en la gravedad de la lesión y la alta tasa de mortalidad asociada a la depresión respiratoria 5,6. Una alternativa común es administrar el impacto utilizando un dispositivo neumático o electromagnético, que se puede hacer directamente sobre la duramadre expuesta (impacto cortical controlado: CCI) o el cráneo cerrado (lesión cerrada en la cabeza: CHI). Uno de los puntos fuertes de la lesión impulsada por pistón es su alta reproducibilidad y baja mortalidad. Sin embargo, la ICC requiere craneotomía7,8, y una craneotomía en sí misma induce inflamación9. En cambio, en el modelo CHI, no hay necesidad de craneotomía. Como ya se ha dicho, cada modelo tiene limitaciones. Una de las limitaciones del modelo CHI descrito en este trabajo es que la cirugía se realiza utilizando un marco estereotáxico y la cabeza del animal está inmovilizada. Si bien la inmovilización completa de la cabeza asegura la reproducibilidad, no tiene en cuenta el movimiento después del impacto que podría contribuir a la lesión asociada con una mTBI.
Este protocolo describe un método básico para realizar un impacto CHI con un dispositivo impactador electromagnético disponible comercialmente10 en un ratón. Este protocolo detalla los parámetros exactos involucrados para lograr una lesión altamente reproducible. En particular, el investigador tiene un control preciso sobre los parámetros (profundidad de la lesión, tiempo de permanencia y velocidad de impacto) para definir con precisión la gravedad de la lesión. Como se ha descrito, este modelo de CHI produce una lesión que resulta en patología bilateral, tanto difusa como microscópica (es decir, activación crónica de la glía, daño axonal y vascular), y fenotipos conductuales 11,12,13,14,15. Además, el modelo descrito se considera leve ya que no induce lesiones cerebrales estructurales basadas en RM o lesiones macroscópicas en patología incluso 1 año después de la lesión16,17.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Applier</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- APL</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip Remover</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- RMV</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 mm Autoclip, Case of 1,000 clips</td>
			<td>Braintree scientific</td>
			<td>ACS- CS</td>
			<td>Surgery (Staples)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aperio ImageScope software&#160;</td>
			<td>Leica BioSystems</td>
			<td>NA&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BladeFLASK Blade Remover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-444-275</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tip applicator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89031-270</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digitial mouse stereotaxic frame</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51730D</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #7 Forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear bars</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51649</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthoVision XT 11.0&#160;</td>
			<td>Noldus Information Technology</td>
			<td>NA</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber-Lite</td>
			<td>Dolan-Jeffer Industries</td>
			<td>UN16103-DG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Bulb for Small Pipets</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-21</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gemini Avoidance System</td>
			<td>San Diego Instruments</td>
			<td>NA</td>
			<td>Active avoidance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating Pad</td>
			<td>Sunbeam&#160;</td>
			<td>732500000U</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRP conjugated goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Jackson Immuno Research laboratories</td>
			<td>111-065-144&#160;</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Induction chamber</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-0530XS</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane, USP</td>
			<td>Covetrus</td>
			<td>NDC: 11695-6777-2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse gas anesthesia head holder</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51609M</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neuropactor Stereotaxic Impactor</td>
			<td>Neuroscience Tools</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Surgery: Formally distributed by Lecia as impact one</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NexGen Mouse 500</td>
			<td>Allentown&#160;</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Post-surgery, holding cage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM992</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peanut - Professional Hair Clipper</td>
			<td>Whal</td>
			<td>8655-200&#160;</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone-Iodine Solution USP, 10% (w/v), 1% (w/v) available Iodine, for laboratory</td>
			<td>Ricca</td>
			<td>3955-16</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube Vet Oinment,petrolatum ophthalmic ointment, Sterile ocular lubricant</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>17033-211-38</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-GFAP&#160;</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti-IBA1&#160;</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td>IHC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-arm Radial Arm Water Maze</td>
			<td>MazeEngineers</td>
			<td>n/a</td>
			<td>RAWM&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scale</td>
			<td>OHAUS CS series</td>
			<td>BAL-101</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle #7 Solid 6.25&#34;&#160;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-9847</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Alcohol Prep Pads (isopropyl alcohol 70% v/v)</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>22-363-750</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SumnoSuite low-flow anesthesia system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 mL syringe Luer-Lok Tip</td>
			<td>BD Bard-Parker</td>
			<td>302995</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>6KED8</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Topical anesthetic cream</td>
			<td>L.M.X 4</td>
			<td>NDC 0496-0882-15</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triple antibiotic ointment</td>
			<td>Major</td>
			<td>NDC 0904-0734-31</td>
			<td>Post-surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing</td>
			<td>MasterFlex</td>
			<td>96410-16</td>
			<td>Head support apparatus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaporizer Single Channel Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>VetFlo-1210S</td>
			<td>Surgery prep</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electromagnetic controlled closed-head model of mild traumatic brain injury in mice

Se necesitan modelos animales altamente reproducibles de lesión cerebral traumática (LCT), con patologías bien definidas, para probar intervenciones terapéuticas y comprender los mecanismos de cómo una LCT altera la función cerebral. La disponibilidad de múltiples modelos animales de LCT es necesaria para modelar los diferentes aspectos y severidades de TBI observados en las personas. Este manuscrito describe el uso de una lesión en la cabeza cerrada de la línea media (CHI) para desarrollar un modelo de ratón de LCT leve. El modelo se considera leve porque no produce lesiones cerebrales estructurales basadas en neuroimagen o pérdida neuronal macroscópica. Sin embargo, un solo impacto crea suficiente patología que el deterioro cognitivo es medible al menos 1 mes después de la lesión. En el documento se define un protocolo paso a paso para inducir un CHI en ratones utilizando un impactador electromagnético guiado estereotaxísticamente. Los beneficios del modelo de CHI leve en la línea media incluyen la reproducibilidad de los cambios inducidos por la lesión con baja mortalidad. El modelo se ha caracterizado temporalmente hasta 1 año después de la lesión por neuroimagen, cambios neuroquímicos, neuropatológicos y de comportamiento. El modelo es complementario a los modelos de cráneo abierto de impacto cortical controlado utilizando el mismo dispositivo impactador. Por lo tanto, los laboratorios pueden modelar tanto la LCT difusa leve como la LCT focal de moderada a grave con el mismo impactador.

Este dispositivo impactador electromagnético estereotáxico es versátil. Se utiliza tanto para un impacto cortical controlado por el cráneo abierto (CCI) como para una cirugía de lesión cerrada en la cabeza (CHI). Además, la gravedad de la lesión se puede modular cambiando los parámetros de la lesión, como la velocidad del impacto, el tiempo de permanencia, la profundidad del impacto, la punta del impactador y el objetivo de la lesión. Aquí se describe una cirugía CHI utilizando un impactador de punta de acer...

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Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

El protocolo describe una lesión cerebral traumática leve en un modelo de ratón. En particular, se explica completamente un protocolo paso a paso para inducir una lesión leve en la cabeza cerrada en la línea media y la caracterización del modelo animal.

Modelo electromagnético controlado de cabeza cerrada de lesión cerebral traumática leve en ratones

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

electromagnetic-controlled-closed-head-model-mild-traumatic-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

2.0K vistas.  University of Kentucky. El protocolo describe una lesión cerebral traumática leve en un modelo de ratón. En particular, se explica completamente un protocolo paso a paso para inducir una lesión leve en la cabeza cerrada en la línea media y la caracterización del modelo animal.

Video: Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Lateral Fluid Percussion: Model of Traumatic Brain Injury in Mice

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and mortality. Based on the nature of primary injury following TBI, complex and heterogeneous secondary consequences result, which are followed by regenerative processes 1,2. Primary injury can be induced by a direct contusion to the brain from skull fracture or from shearing and stretching of tissue causing displacement of brain due to movement 3,4. The resulting hematomas and lacerations cause a vascular response 3,5, and the morphological and functional damage of the white matter leads to diffuse axonal injury 6-8. Additional secondary changes commonly seen in the brain are edema and increased intracranial pressure 9. Following TBI there are microscopic alterations in biochemical and physiological pathways involving the release of excitotoxic neurotransmitters, immune mediators and oxygen radicals 10-12, which ultimately result in long-term neurological disabilities 13,14. Thus choosing appropriate animal models of TBI that present similar cellular and molecular events in human and rodent TBI is critical for studying the mechanisms underlying injury and repair.
Various experimental models of TBI have been developed to reproduce aspects of TBI observed in humans, among them three specific models are widely adapted for rodents: fluid percussion, cortical impact and weight drop/impact acceleration 1. The fluid percussion device produces an injury through a craniectomy by applying a brief fluid pressure pulse on to the intact dura. The pulse is created by a pendulum striking the piston of a reservoir of fluid. The percussion produces brief displacement and deformation of neural tissue 1,15. Conversely, cortical impact injury delivers mechanical energy to the intact dura via a rigid impactor under pneumatic pressure 16,17. The weight drop/impact model is characterized by the fall of a rod with a specific mass on the closed skull 18. Among the TBI models, LFP is the most established and commonly used model to evaluate mixed focal and diffuse brain injury 19. It is reproducible and is standardized to allow for the manipulation of injury parameters. LFP recapitulates injuries observed in humans, thus rendering it clinically relevant, and allows for exploration of novel therapeutics for clinical translation 20.
We describe the detailed protocol to perform LFP procedure in mice. The injury inflicted is mild to moderate, with brain regions such as cortex, hippocampus and corpus callosum being most vulnerable. Hippocampal and motor learning tasks are explored following LFP.

Lateral fluid percussion (LFP), an established model of traumatic brain injury in mice, is demonstrated. LFP fulfills three major criteria for animal models: validity, reliability and clinical relevance. The procedure, consisting of surgical craniotomy, fixation of hub followed by induction of injury, resulting in focal and diffuse injuries, is described.

Percusión fluido lateral: Modelo de Lesión Cerebral Traumática en ratones

Traumatic brain injury (TBI) research has attained renewed momentum due to the increasing awareness of head injuries, which result in morbidity and ...

Investigación

Neurociencias

Investigations on Alterations of Hippocampal Circuit Function Following Mild Traumatic Brain Injury

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological impairments 1. Two pervasive and disabling symptoms experienced by TBI survivors, memory deficits and a reduction in seizure threshold, are thought to be mediated by TBI-induced hippocampal dysfunction 2,3. In order to demonstrate how altered hippocampal circuit function adversely affects behavior after TBI in mice, we employ lateral fluid percussion injury, a commonly used animal model of TBI that recreates many features of human TBI including neuronal cell loss, gliosis, and ionic perturbation 4-6.
	Here we demonstrate a combinatorial method for investigating TBI-induced hippocampal dysfunction. Our approach incorporates multiple ex vivo physiological techniques together with animal behavior and biochemical analysis, in order to analyze post-TBI changes in the hippocampus. We begin with the experimental injury paradigm along with behavioral analysis to assess cognitive disability following TBI. Next, we feature three distinct ex vivo recording techniques: extracellular field potential recording, visualized whole-cell patch-clamping, and voltage sensitive dye recording. Finally, we demonstrate a method for regionally dissecting subregions of the hippocampus that can be useful for detailed analysis of neurochemical and metabolic alterations post-TBI.
	These methods have been used to examine the alterations in hippocampal circuitry following TBI and to probe the opposing changes in network circuit function that occur in the dentate gyrus and CA1 subregions of the hippocampus (see Figure 1). The ability to analyze the post-TBI changes in each subregion is essential to understanding the underlying mechanisms contributing to TBI-induced behavioral and cognitive deficits. 
	The multi-faceted system outlined here allows investigators to push past characterization of phenomenology induced by a disease state (in this case TBI) and determine the mechanisms responsible for the observed pathology associated with TBI.

A multi-faceted approach to investigating functional changes to hippocampal circuitry is explained. Electrophysiological techniques are described along with the injury protocol, behavioral testing and regional dissection method. The combination of these techniques can be applied in similar fashion for other brain regions and scientific questions.

Las investigaciones sobre alteraciones de la función del circuito del hipocampo después de una lesión cerebral traumática leve

Traumatic Brain Injury (TBI) afflicts more than 1.7 million people in the United States each year and even mild TBI can lead to persistent neurological ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Un método para infligir Cerrado Jefe lesión cerebral traumática en<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

Imágenes de la actividad neuronal en la corteza somatosensorial primaria usando Thy1-ratones transgénicos GCaMP6s

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the detonation of explosive devices, however, the mechanisms that underlie the brain damage resulting from blast overpressure exposure are not entirely understood and are believed to be unique to this type of brain injury. Preclinical models are crucial tools that contribute to better understand blast-induced brain injury. A novel in vitro blast TBI model was developed using an open-ended shock tube to simulate real-life open-field blast waves modelled by the Friedlander waveform. C57BL/6N mouse organotypic hippocampal slice cultures were exposed to single shock waves and the development of injury was characterized up to 72 h using propidium iodide, a well-established fluorescent marker of cell damage that only penetrates cells with compromised cellular membranes. Propidium iodide fluorescence was significantly higher in the slices exposed to a blast wave when compared with sham slices throughout the duration of the protocol. The brain tissue injury is very reproducible and proportional to the peak overpressure of the shock wave applied.

A Novel In Vitro Model of Blast Traumatic Brain Injury

This paper describes a novel model of primary blast traumatic brain injury. A compressed-air driven shock tube is used to expose in vitro mouse hippocampal slice cultures to a single shock wave. This is a simple and rapid protocol generating a reproducible brain tissue injury with a high throughput.

Un modelo de novela In Vitro de lesión cerebral traumática por explosión

Traumatic brain injury is a leading cause of death and disability in military and civilian populations. Blast traumatic brain injury results from the ...

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral vascular effects. Impact (i.e., non-blast) traumatic brain injury (TBI) is known to decrease pressure autoregulation in the cerebral vasculature in both humans and experimental animals. The hypothesis that blast-induced traumatic brain injury (bTBI), like impact TBI, results in impaired cerebral vascular reactivity was tested by measuring myogenic dilatory responses to reduced intravascular pressure in rodent middle cerebral arterial (MCA) segments from rats subjected to mild bTBI using an Advanced Blast Simulator (ABS) shock tube. Adult, male Sprague-Dawley rats were anesthetized, intubated, ventilated and prepared for Sham bTBI (identical manipulation and anesthesia except for blast injury) or mild bTBI. Rats were randomly assigned to receive Sham bTBI or mild bTBI followed by sacrifice 30 or 60 min post-injury. Immediately after bTBI, righting reflex (RR) suppression times were assessed, euthanasia at the time points post-injury was completed, the brain was harvested and the individual MCA segments were collected, mounted and pressurized. As the intraluminal pressure perfused through the arterial segments was reduced in 20 mmHg increments from 100 to 20 mmHg, MCA diameters were measured and recorded. With decreasing intraluminal pressure, MCA diameters steadily increased significantly above baseline in the Sham bTBI groups while MCA dilator responses were significantly reduced (p &#60; 0.05) in both bTBI groups as evidenced by the impaired, smaller MCA diameters recorded for the bTBI groups. In addition, RR suppression in the bTBI groups was significantly (p &#60; 0.05) higher than in the Sham bTBI groups. MCA&#39;s collected from the Sham bTBI groups exhibited typical vasodilatory properties to decreases in intraluminal pressure while MCA&#39;s collected following bTBI exhibited significantly impaired myogenic vasodilatory responses to reduced pressure that persisted for at least 60 min after bTBI.

Here, we present a protocol to describe methods for ex vivo vascular reactivity determination following a primary blast traumatic brain injury (bTBI) using isolated, pressurized, rodent middle cerebral arterial (MCA) segments. bTBI induction is accomplished using a shock tube, also known as an Advanced Blast Simulator (ABS) device.

Efectos de Neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also demonstrate that traumatic brain injuries cause changes to the gut microbiota. However, mechanisms underlying the bidirectional regulation of the brain-gut axis remain unknown. Currently, few models exist for studying the changes in gut microbiota after traumatic brain injury. Therefore, the presented study combines protocols for inducing traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device and analysis of caecum samples following injury for investigating alterations in the gut microbiome. Alterations of the gut microbiota composition after traumatic brain injury are determined using 16S-rDNA sequencing. This protocol provides an effective method for studying the relationships between enteric microorganisms and traumatic brain injury.

Presented here is a protocol to induce diffuse traumatic brain injury using a lateral fluid percussion device followed by the collection of the caecum content for gut microbiome analysis.

Investigación de alteraciones en Caecum Microbiota después de una lesión cerebral traumática en ratones

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

Advanced Diffusion Imaging in The Hippocampus of Rats with Mild Traumatic Brain Injury

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous variability and heterogeneity (age, gender, type of trauma, other possible pathologies, etc.), animal models play a key role in unraveling factors that are limitations in clinical research. They provide a standardized and controlled setting to investigate the biological mechanisms of injury and repair following TBI. However, not all animal models mimic the diffuse and subtle nature of mTBI effectively. For example, the commonly used controlled cortical impact (CCI) and lateral fluid percussion injury (LFPI) models make use of a craniotomy to expose the brain and induce widespread focal trauma, which are not commonly seen in mTBI. Therefore, these experimental models are not valid to mimic mTBI. Thus, an appropriate model should be used to investigate mTBI. The Marmarou weight drop model for rats induces similar microstructural alterations and cognitive impairments as seen in patients who sustain mild trauma; therefore, this model was selected for this protocol. Conventional computed tomography and magnetic resonance imaging (MRI) scans commonly show no damage following a mild injury, because mTBI induces often only subtle and diffuse injuries. With diffusion weighted MRI, it is possible to investigate microstructural properties of brain tissue, which can provide more insight into the microscopic alterations following mild trauma. Therefore, the goal of this study is to obtain quantitative information of a selected region-of-interest (i.e., hippocampus) to follow up disease progression after obtaining a mild and diffuse brain injury.

The overall goal of this procedure is to obtain quantitative microstructural information of the hippocampus in a rat with mild traumatic brain injury. This is done using an advanced diffusion-weighted magnetic resonance imaging protocol and region-of-interest based analysis of parametric diffusion maps.

Imágenes de difusión avanzada en el hipocampo de ratas con lesión cerebral traumática leve

Mild traumatic brain injury (mTBI) is the most common type of acquired brain injury. Since patients with traumatic brain injury show a tremendous ...

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Modelo Murino de Impacto Cortical Controlado para la Inducción de Lesiones Cerebrales Traumáticas

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

Low-intensity Blast Wave Model for Preclinical Assessment of Closed-head Mild Traumatic Brain Injury in Rodents

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of medical visits in the United States. There are currently no FDA-approved treatments available for TBI. The increased incidence of military-related, blast-induced TBI further accentuates the urgent need for effective TBI treatments. Therefore, new preclinical TBI animal models that recapitulate aspects of human blast-related TBI will greatly advance the research efforts into the neurobiological and pathophysiological processes underlying mild to moderate TBI as well as the development of novel therapeutic strategies for TBI.
Here we present a reliable, reproducible model for the investigation of the molecular, cellular, and behavioral effects of mild to moderate blast-induced TBI. We describe a step-by-step protocol for closed-head, blast-induced mild TBI in rodents using a bench-top setup consisting of a gas-driven shock tube equipped with piezoelectric pressure sensors to ensure consistent test conditions. The benefits of the setup that we have established are its relative low-cost, ease of installation, ease of use and high-throughput capacity. Further advantages of this non-invasive TBI model include the scalability of the blast peak overpressure and the generation of controlled reproducible outcomes. The reproducibility and relevance of this TBI model has been evaluated in a number of downstream applications, including neurobiological, neuropathological, neurophysiological and behavioral analyses, supporting the use of this model for the characterization of processes underlying the etiology of mild to moderate TBI.

We present here a protocol of a blast wave model for rodents to investigate neurobiological and pathophysiological effects of mild to moderate traumatic brain injury. We established a gas-driven, bench-top setup equipped with pressure sensors allowing for reliable and reproducible generation of blast-induced mild to moderate traumatic brain injury.

Modelo de onda blástica de baja intensidad para la evaluación preclínica de la lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en roedores

Traumatic brain injury (TBI) is a large-scale public health problem. Mild TBI is the most prevalent form of neurotrauma and accounts for a large number of ...