Evaluation de la fonction musculaire du muscle long extenseur des orteils<em&gt; Ex vivo</em&gt; Et du jambier antérieur<em&gt; In situ</em&gt; Chez la souris

Résumé

Changements dans les membres musculaires contractiles et passive propriétés mécaniques sont d'importants biomarqueurs pour les maladies musculaires. Ce manuscrit décrit tests physiologiques pour mesurer ces propriétés dans l'extenseur commun des orteils murin et jambier muscles antérieurs.

Résumé

Les mouvements du corps sont principalement fournis par la fonction mécanique du muscle squelettique. Muscle squelettique est composé de faisceaux de fibres musculaires de nombreux qui sont gainées par voie intramusculaire tissus conjonctifs. Chaque myofibrille contient plusieurs myofibrilles qui s'exécutent longitudinalement le long de la longueur de la fibre musculaire. Myofibrilles sont l'appareil contractile du muscle et ils sont composés d'unités répétées contractiles appelées sarcomères. Une unité sarcomère contient des filaments d'actine et de la myosine qui sont espacées par des disques à Z et de protéine titine. Fonction mécanique du muscle squelettique est définie par les propriétés contractiles du muscle et passive. Les propriétés contractiles sont utilisées pour caractériser la valeur de la force générée lors de la contraction musculaire, le temps de génération de force et de temps de relaxation musculaire. Tout facteur qui affecte la contraction musculaire (tels que l'interaction entre les filaments d'actine et de myosine, l'homéostasie du calcium, rapport ATP / ADP, etc) influe sur la prope contractileles parties prenantes. Les propriétés passives désignent les propriétés élastiques et visqueuses (rigidité et la viscosité) du muscle en l'absence de contraction. Ces propriétés sont déterminées par la extracellulaire et les composants intracellulaires structurelles (comme titine) et les tissus conjonctifs (collagène principalement) ^1-2. Les propriétés contractiles et passive sont deux aspects inséparables de la fonction musculaire. Par exemple, flexion du coude est réalisé par contraction de muscles dans la région antérieure de la partie supérieure du bras et étirement passif des muscles de la loge postérieure de la partie supérieure du bras. Pour vraiment comprendre la fonction musculaire, les deux propriétés contractiles et passive doit être étudiée.

Les propriétés contractiles et / ou passive mécaniques du muscle sont souvent compromis dans les maladies musculaires. Un bon exemple est la myopathie de Duchenne (DMD), une maladie du dépérissement musculaire sévère causée par une carence en dystrophine ^3. La dystrophine est une prote du cytosqueletteà qui stabilise la membrane des cellules musculaires (sarcolemme) pendant ⁴ contraction musculaire. En l'absence de dystrophine, le sarcolemme est endommagé par la force de cisaillement générée lors de la transmission de force. Cette membrane déchirer déclenche une réaction en chaîne qui conduit à la mort cellulaire musculaire et la perte de la machinerie contractile. En conséquence, la force musculaire est réduite et fibres musculaires mortes sont remplacées par des tissus fibreux ^5. Ce changement augmente tard ⁶ raideur musculaire. La mesure précise de ces changements fournit un guide important pour évaluer la progression de la maladie et de déterminer l'efficacité thérapeutique du nouveau gène / cellule / interventions pharmacologiques. Ici, nous présentons deux méthodes pour évaluer les propriétés contractiles et passive mécaniques du muscle long extenseur des orteils (EDL) muscle et les propriétés contractiles du muscle tibial antérieur (TA) du muscle.

Protocole

1. Evaluation des propriétés contractiles et passive de l'ex vivo muscle EDL

Les propriétés contractiles et passive du muscle EDL sont évalués ex vivo en utilisant la science Aurora système in vitro test musculaire. Reportez-vous au tableau 1 pour les matériaux et l'équipement.

1.1 Préparation Equipement

1. Assemblez le bain tissulaire d'organes en assurant la oxytube au bain de tissu chemise d'eau. Fixez le bain assemblés à l'appareil musculaire de montage. Branchez la conduite de gaz à l'oxytube. Fixez les conduites de circulation d'eau au bain de tissu chemise d'eau et placer la vanne aiguille dans le drainage de bain.
2. Allumer le bain-marie en circulation et régler la température à 30 ° C ^7. Attendre 5 PSI (livres par pouce carré) de 95% O ₂ -5% CO ₂ à circuler à travers le oxytube. Remplir la baignoire avec un tampon de Ringer. Équilibrer la mémoire tampon pour au moins10 min avec un débit de gaz constant par réglage de la vanne oxytube.
3. Activer les instruments (stimulateur, système de levier à double mode, et l'interface de signal). Chargez le contrôle de la dynamique musculaire (DMC) de logiciels selon les instructions du fabricant.

1,2 dissection de muscle EDL

Toutes les études sur l'animal doit être approuvé par le soin des animaux et du Comité institutionnel utilisation.

1. Anesthésier la souris avec injection intrapéritonéale de 2,5 pl / g de poids corporel du cocktail anesthésique (reportez-vous à la section matériaux). Tout au long de l'intervention chirurgicale, la profondeur de la sédation a été vérifiée en effectuant un pincement de l'orteil. Un supplément de 10% de la dose initiale anesthésique est administré au besoin pour maintenir l'animal sous anesthésie. Raser les pattes postérieures. Maintenir la température du corps à 37 ° C avant la procédure de dissection en plaçant la souris sur un coussin chauffant. La température du corps est contrôlé en mesurant constamment la tempéra rectaleure en utilisant une sonde thermique.
2. Placez le dos de la souris sur la carte dissection (figure 1). Décoller la peau des pattes pour exposer les muscles des membres postérieurs. Fixer la jambe sur le bloc de Sylgard utilisant deux repères, une couturière dans le pied et l'autre dans le muscle gracilis. Placer une lampe chauffante au-dessus du corps de la souris pour maintenir la température corporelle à 37 ° C. Constamment superfuse tous les muscles exposés avec un tampon de Ringer. Égoutter l'excès de tampon par une ligne vide.
3. Exposer le tendon distal TA et le ligament extenseur sous un stéréomicroscope en disséquant la peau vers le pied. Retirez délicatement le fascia recouvrant le muscle TA. Couper le ligament extenseur pour libérer le tendon distal TA.
4. Couper le tendon distal TA et l'utiliser pour décoller le muscle TA. Retirez délicatement le muscle TA à son attache proximale. Placer un petit morceau de coton imbibé de tampon Ringer à côté de l'EDL à absorber des saignements causés par la rupture de la vascularisation du muscle TA. Utilisez la ligne de vide pour enlever l'excès de tampon et de sang.
5. Attacher un noeuds doubles crochets suivis d'un noeud en utilisant une boucle de fil de suture en soie pain à la jonction du tendon du muscle (MTJ) du muscle EDL distale (figure 2). Faire une incision dans la partie distale du muscle biceps fémoral pour exposer le muscle EDL proximale. Répétez le même ensemble de noeuds (figure 2) à la MTJ du tendon proximal EDL. Fixez le crochet de bras de levier soit à la proximal ou distal des noeuds avec un double nœud carré à l'aide de la ligne de suture même. Couper la ligne de suture restant.
6. Couper le tendon proximal EDL supérieur au noeud de suture proximale. Soulevez le muscle EDL avec le crochet et couper la vascularisation sous le muscle. Couper le tendon distal EDL inférieur au noeud de suture distale de retirer le muscle EDL dans le membre postérieur. Couvrir le membre postérieur exposée avec un morceau de coton imbibé de tampon Ringer.
7. Attachez le crochet au bras de levier. Aligner verticalement le muscleentre deux électrodes. Fixer la ligne de suture distale au poste fixe. Soulevez le bain de tissu de submerger le muscle dans un tampon de Ringer. Régler la tension de repos à 1,0 g en utilisant la platine de translation à double grossière / fine et permettre au muscle de se stabiliser pendant au moins 10 min.

1.3 Mesure des propriétés contractiles et passive du muscle EDL

Utilisez le Tableau 2 pour régler les paramètres dans le logiciel de DMC pour chacune des mesures suivantes. Analyser les données en utilisant l'analyse musculaire dynamique (DMA) du logiciel.

1.3.1 Mesurer les propriétés contractiles du muscle EDL

1. Stimuler le muscle EDL trois fois à 150 Hz avec 60 secondes à part pour stabiliser le muscle ^8.
2. Stimuler le muscle EDL à différentes tensions de repos afin de déterminer la longueur optimale (Lo). La longueur optimale est la longueur à laquelle la tension musculaire se développe contraction maximale. Permettre au muscle dedétendez-vous pendant 2 min.
3. Régler la tension de repos à Lo. Mesurer la force musculaire à la stimulation transcutanée unique. Déterminer la force contractile absolue (Pt), le temps de la tension de crête (TPT) et le temps de relaxation de la moitié (½ RT) du Pt. Permettre au muscle de se détendre pendant 2 min.
4. Régler la tension de repos à Lo. Mesurer la force musculaire tétanique générée à des fréquences de stimulation différents (50, 80, 100, 120, 150 et 200 Hz). Déterminer la force maximale absolue musculaire tétanique (Po) lorsque la force musculaire atteint le maximum. Mesurer la TPT et ½ RT du Pô ^9.
5. Permettre au muscle de se détendre pendant 5 min. Régler la tension de repos à Lo. Appliquer 10 cycles de contractions excentriques avec 2 minutes de repos entre les cycles. Calculer la perte de la force relative de la Po après chaque cycle de contraction excentrique.
6. Détachez le muscle EDL à partir de l'appareil et couper les tendons sur le site de suture. Déterminer le poids du muscle humide et calculer la surface de section musculaire (CSA)6,10.

1.3.2 Mesure des propriétés passives du muscle EDL

1. Disséquer le muscle controlatéral EDL et le joindre à l'appareil comme décrit dans la section 1.2, les étapes 2 à 7.
2. Sous réserve de l'EDL à un protocole en six étapes d'étirement où le muscle est tendu à 160% Lo avec un incrément de 10% Lo. Analyser le ⁶ Profil contrainte-déformation.
3. Évaluer la propriété visqueuse du muscle EDL en mesurant le taux de relaxation des contraintes (SRR) dans les délais suivants après l'étirement et la tenue du muscle à 10% Lo: un pic à 0,1 s post-pic (pp), de 0,1 à 0,2 s pp, de 0,2 à 0,5 s pp, de 0,5 à 1 s et p allant de 1 à 1,5 s pp
4. A la fin de l'étude, euthanasier la souris par dislocation cervicale et / ou la décapitation alors que la souris est toujours sous anesthésie. Détachez le muscle EDL à partir de l'appareil et couper les tendons sur le site de suture. Déterminer le poids du muscle humide et calculer le muscle croix soizone ctional (CSA) ^{6, 10.}

2. Evaluation des propriétés contractiles du muscle TA In situ

Les propriétés contractiles du muscle TA sont mesurés à l'aide de la science Aurora dans le système musculaire test in situ. Reportez-vous au tableau 1 pour les matériaux et l'équipement.

2.1 Préparation Equipement

1. Chauffer le stade animal thermo-contrôlé à 37 ° C en utilisant la circulation de l'eau dans la baignoire.
2. Activer les instruments (stimulateur, système de levier à double mode, et l'interface de signal). Chargez le logiciel DMC selon les instructions du fabricant.

2.2 Préparation du muscle TA pour la mesure in situ de force

1. Anesthésier la souris, le raser des membres postérieurs et exposer le muscle TA comme décrit dans les étapes 1 à 3 de la section 1.2.
2. Un double nœud carré autour de la rotule usi ligamentun fil de suture en soie ng pain. Un double nœud carré suivie d'un nœud de boucle à la MTJ du muscle TA distale (figure 2), attachez un autre noeud double carré en laissant une boucle de ~ 10 mm du nœud tendon distal TA en utilisant la ligne de suture même. Placer le deuxième noeud double carré sur le côté de la boucle.
3. Retirer les épingles de la patte arrière et positionner l'animal couché. Exposer le muscle biceps fémoral. Faire une incision sur la ligne médiane de révéler le nerf sciatique. Un double nœud carré autour de l'extrémité proximale du nerf sciatique. Couper un côté des lignes de suture et couper le nerf supérieur du nœud. Doucement, tirez sur le nerf sciatique vers le genou en utilisant la ligne de suture et d'effacer le tissu conjonctif environnant libre de ~ 5 mm de sa longueur. Ne pas étirer le nerf au cours de cette procédure et constamment superfuse le nerf avec un tampon de sonnerie.
4. Préparer le muscle TA controlatéral comme décrit dans les étapes 1 à 3. Couvrez un exposé du membre postérieur avec un morceau de Ritampon imbibé nger de coton. Constamment superfuse les deux membres postérieurs avec pré-chauffée (37 ° C) tampon Ringer. Retirer l'excès de tampon par une ligne vide.
5. Placez l'animal en décubitus ventral sur la plate-forme animale. Fixez le support de serrage genou à la plate-forme animale et fixer les deux genoux à la broche métallique avec doubles noeuds carrés en utilisant les lignes de suture du ligament patellaire. Pin les deux pieds sur le bloc Sylgard utilisant des broches de couturière. Fixez la plate-forme animale sur la scène thermo-contrôlé. Positionner la lampe de chaleur pour maintenir la température corporelle des animaux noyau à 37 ° C.
6. Fixez le porte-électrode à la plate-forme d'animaux et de jeter le nerf sciatique sur l'électrode en utilisant la ligne de suture. Conserver l'électrode à l'écart des muscles des membres postérieurs. Couper le tendon TA distale du membre postérieur à découvert sur le site de suture MTJ. Attachez la boucle de suture tendon distal TA au crochet de bras de levier. Couvrir le muscle du membre postérieur exposée avec du coton imbibé d'un tampon Ringer chaud de.

2.3 Mesure des propriétés contractiles du muscle TA

1. Utilisez le Tableau 2 pour régler les paramètres dans le logiciel de DMC. Suivre le même protocole décrit dans la section 1.3.1 pour déterminer les propriétés contractiles du muscle TA. Analyser les données en utilisant le logiciel DMA.
2. Après la mesure des propriétés contractiles, détachez la boucle de suture tendon distal TA du crochet bras niveleur. Retirer le muscle TA. Déterminer le poids du muscle humide et calculer la CSA ^10.
3. Mesurer les propriétés contractiles du muscle TA controlatéral suivant les étapes 1 à 3 décrites ci-dessus. Euthanasier la souris selon les directives institutionnelles à la fin de l'étude.

Résultats

Les résultats suivants sont une représentation de nos rapports précédents ^6,9. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± erreur standard de la moyenne. Tableau 3 montre les propriétés morphométriques du muscle EDL dans BL10 normale et de la dystrophine-déficientes (mdx) souris à 4 à 6 mois d'âge. La figure 4 montre représentatives des propriétés contractiles et passive de la EDL à partir BL10 et mdx souris. Les propriétés contractiles du muscle EDL sont décrits par les termes suivants, y compris le spécifique (force absolue divisée par la CSA) force contractile (figure 4A), spécifique la force tétanique maximale (figure 4B), TPT et ½ RT de la force tétanique maximale absolue (figure 4C et D). Le TPT et ½ RT peut également être calculer à partir de la force de contraction absolue. Le profil de contrainte-déformation (figure 4E) et SRR (Figure 4F) unre utilisé pour décrire les propriétés passives du muscle EDL.

Absence de dystrophine a un impact significatif sur les propriétés contractiles et passive du muscle EDL ^6,9. Tic précis et forces tétaniques sont significativement réduite dans le muscle mdx EDL. Le TPT est nettement plus rapide alors que la RT ½ est significativement plus lente dans le muscle mdx EDL. Le profil de contrainte-déformation suggère que la rigidité est significativement augmentée dans le muscle mdx EDL. Le muscle mdx EDL donne aussi une force de résistance significativement plus élevé (stress passive) avant d'atteindre le pic de contrainte, tandis que les contraintes post-pic diminuent beaucoup plus rapidement. En outre, le RRF était significativement plus élevée dans le muscle mdx EDL par rapport à celle du muscle EDL BL10.

L'analyse statistique

La signification statistique entre les deux groupes est analysée par le test t de Student. Pour sSTATISTIQUES importance parmi plusieurs groupes, One-way ou analyse de variance à deux voies suivies par une analyse post hoc de Bonferroni est recommandé d'utiliser le logiciel SAS (SAS Institute Inc, Cary, NC). Différence est considérée comme significative lorsque p <0,05.

Tableau 1. Matériaux et équipements.

Expérience	La tension au repos (gramme)	Fréquence d'impulsion (Hz)	Largeur d'impulsion (ms)	Durée de stimulation (ms)	Longueur d'étirement	Extensible (ms)	Taux d'allongement	Commentaires
1. L'évaluation des propriétés contractiles et passive du muscle EDL ex vivo
1.3.1 Mesurer les propriétés contractiles du muscle EDL
1. Réchauffer	1,0	150	0,2	300				Reposer les muscles pendant 60 secondes entre chaque stimulus. Ces contractions tétaniques préliminaires stabiliser le muscle pour les mesures suivantes.
2. Longueur musculaire optimale (Lo)	0,5, 1,0, 1,5 et 2,0	1	0,2	300				Permettre au muscle de se détendre pendant 30 secondes entre chaque stimulus. Mesurer la longueur musculaire optimale en utilisant un compas numérique.
3. Simple twitch vigueur (Pt)	Régler la tension de repos à Lo	1	0,2	300
4. La force musculaire tétanique	Régler la tension de repos à Lo	50, 80, 100, 120, 150 et 200	0,2	300				Permettre au muscle de se détendre pendant 1 minute entre chaque stimulus. Déterminer la fréquence qui génère le maximum absolu tétanique force (Po).
5. Contraction excentrique	Régler la tension de repos à Lo	Utiliser la fréquence qui génère la force maximale tétanique (Po)	0,2	700	Lo 10%	dernière 200 ms de la durée de stimulation	0.5 Lo / s	Répétez la contraction excentrique pendant 10 cycles avec 2 minutes de repos entre les cycles.
6. CSA du muscle EDL								CSA = (masse musculaire (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,44)]. 1,06 g / cm 3 est la densité musculaire et 0,44 est la longueur du muscle EDL de fibres à Lo rapport.
1.3.2 Mesure des propriétés passives du muscle EDL
1. Six-étape d'étirage protocole	Régler la tension de repos à Lo				Lo 10%		2 cm / sec	Répétez le protocole d'étirement avec un incrément de 10% jusqu'à 160 Lo Lo% est atteint. Alow 1,5 sec entre les cycles d'étirement.
2. SRR	Régler la tension de repos à Lo				Lo 10%		2 cm / sec	SSR est calculé en divisant la différence de la contrainte avec le temps écoulé entre deux points dans le temps dans un laps de temps.
2.3 Mesure des propriétés contractiles du muscle TA
1. Réchauffer	4.0	150	0,2	300				Reposer les muscles pendant 60 secondes entre chaque stimulus.
2. Longueur musculaire optimale (Lo)	3,0, 4,0, 5,0, 6,0 et 7,0	1	0,2	300				Permettre au muscle de se détendre pendant 30 secondes entre chaque stimulus. Mesurer la longueur musculaire optimale en utilisant un compas numérique.
3. CSA du muscle TA								CSA = (masse musculaire (g) / [1,06 g / cm 3 x (Lo x 0,6)]. 0,6 est la longueur du muscle à fibres TA Lo ratio.

Tableau 2. Paramètres pour l'évaluation des propriétés mécaniques des muscles EDL et TA.

Souche	Age (mois)	Poids corporel (g)	EDL poids (mg)	EDL Lo (mm)	EDL CSA (mm 2)
BL10	6	32,03 ± 0,57	13,90 ± 0,77	14,09 ± 0,04	2,12 ± 0,12
mdx	6	35,44 ± 0,42 *	16,73 ± 0,42 *	13,93 ± 0,05 *	2,57 ± 0,07 *

Tableau 3. Propriétés morphométriques du muscle EDL. *, La valeur mdx souris est significativement différent de celui de l'âge des souris BL10 identifié.

Figure 1. Un schéma de principe du conseil sur mesure souris dissection. Le conseil dissection est faite à partir d'un ½ pouce d'épaisseur en plexiglas et a été fabriqué à l'atelier institutionnel. Cliquez ici pour agrandir la figure .

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Figure 2. Une série d'images numériques montrant les étapes de faire un nœud double carré suivie d'un nœud de boucle à la MTJ. Asterisk, l'EDL; Arrow, le tendon distal du muscle EDL.

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Figure 3. Un diagramme schématique de la plate-forme sur mesure pour essai de fonction TA situ musculaire. La plate-forme animale en plexiglas et le support en acier inoxydable genou ont été conçus pour monter sur le 809B dans un appareil de souris in situ. *, Tige en acier inoxydable (Cat # MPR-2.0 , Siskiyou, Grants Pass, OR); #, porte-électrode universelle (Cat # MXB, Siskiyou, Grants Pass, OR); §, tige de fixation d'électrode (Cat # MPR-3.0, Siskiyou, Grants Pass, OR); ** Sylgard bloc. Cliquez ici pour agrandir la figure .

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Figure 4. Les résultats représentatifs pour les propriétés contractiles et passive du muscle EDL. Les propriétés contractiles du muscle EDL sont caractérisés par la force contractile spécifique (A), la force spécifique tétanique (B), le temps de la tension de crête (C) et le temps de relaxation de la moitié (D). Les propriétés passives du muscle EDL sont évalués par le profil de contrainte-déformation (E) et la SSR. *, Souris mdx sont significativement différents de appariées selon l'âge BL10 souris.

Discussion

Dans ce protocole, nous avons illustré tests physiologiques pour mesurer les propriétés contractiles et passive du muscle EDL et les propriétés contractiles du muscle TA. Une préoccupation majeure dans les études de physiologie du muscle est l'oxygénation du muscle cible. Pour les grands muscles (comme le muscle TA), l'approche in situ est préférée parce que la diffusion de l'oxygène à partir du tampon de Ringer peut pas atteindre le centre du muscle dans un test in vitro. Dans l'approche in situ ne perturbe pas l'approvisionnement normal du sang et de l'hypoxie associée effets artificiels sont évités. L'EDL est l'un des muscles les plus couramment utilisés dans l'étude de la physiologie. Une oxygénation adéquate de l'ensemble du muscle peut être obtenue dans un système in vitro en raison de la petite taille du muscle. En outre, le système in vitro fournit un environnement clos à manipuler les concentrations d'ions (Ca ^{2 +,} Na ⁺ et K ⁺⁾ et chimicochimiques (ATP et glucose) qui sont nécessaires pour la génération de la force musculaire optimale. Ce système offre une excellente occasion d'étudier l'effet de ces variables sur la production de force.

La mesure précise des propriétés contractiles et passive du muscle membres est essentielle pour étudier la fonction des muscles squelettiques. Changements caractéristiques de ces propriétés sont souvent considérés comme les maîtres mots de maladies musculaires différents. Les variations de ces paramètres sont également des indicateurs importants pour déterminer si un traitement expérimental est efficace ou non.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Matériel	Fabricant		Spécifications et commentaires
Tissus d'organes bain	Radnoti LLC, CA, USA		Bain de tissu de la chemise d'eau (Cat # 158351-LL), tube disperseur oxygène (Cat # 160192), vanne Luer (Cat # 120722)
Bain de circulation d'eau	Fisher Scientific, Waltham, MA, USA
Mélange de gaz	Airgas nationale, Charlotte, Caroline du Nord, Etats-Unis		95% de O 2 et 5% de CO 2
Dans le muscle in vitro fonction appareil de dosage	Aurora scientifique, Aurora, ON, Canada		Le système se compose d'un stimulateur (Modèle # 701A), un système de levier bi-mode (Modèle # 300C ou 305C), une interface de signal (Modèle # 604B) et un test apreils (Modèle # 800A) pour monter verticalement bain d'organe tissus
Dans le muscle in vitro fonction du logiciel d'analyse			Contrôle dynamique musculaire (DMC) et le logiciel de contrôle dynamique du muscle analyse des données (DMA) du logiciel
Cocktail anesthésie souris mélangés dans NaCl à 0,9%	Reportez-vous aux directives institutionnelles		Kétamine (25 mg / ml), la xylazine (2,5 mg / ml) et d'acépromazine (0,5 mg / ml). Tout au long de la procédure chirurgicale, un supplément de 10% de la dose initiale peut être nécessaire pour garder un animal sous anesthésie.
Sylgard	Instrument de précision mondiale	Cat # SYLG184
Un conseil sur mesure dissection plexiglas	Dans la maison conçue		Reportez-vous à la figure 1
Lampe chauffante	Lighting Company tenseur,Boston, MA, USA		15 Témoin Watt pour maintenir la chaleur de la souris lors de la dissection
Ringer tampon	Les produits chimiques sont achetés chez Fisher Scientific, Waltham, MA, USA		Composition en mM: 1,2 NaH 2 PO 4 (Cat # S369), 1 MgSO 4 (Cat # M63), 4,83 KCl (Cat # P217), 137 NaCl (Cat # 217), 24 NaHCO 3 (Cat # S233), 2 glucose CaCl 2 (Cat # C79) et 10 (Cat # D16). Dissoudre et mélanger des produits chimiques individuellement dans l'ordre indiqué ci-dessus. Stocker à 4 ° C.
Stéréo microscope à dissection	Nikon, Melville, NY, USA
Outils de dissection	Outils Fine Science, Foster City, CA, USA		Forceps, ciseaux grossiers, grossiers pinces fines (droite et angle de 45 °)
Suture en soie tressée # 4-0	SofSilk USSC Sutures, Norwalk, CT, USA	Cat # SP116
Un crochet sur mesure en acier inoxydable	Petites pièces, Inc		2'' long S / S 304V (0,18'' de diamètre) pour capteur de force 305C ou 2,5'' de long S / S 304V (0,012'' de diamètre) pour le capteur 300C (Cat # ASTM A313)
Dans le système musculaire test in situ fonction	Aurora scientifique, Aurora, ON, Canada		Le système (809B, dans un appareil de souris in situ) sont constitués d'un stimulateur (modèle n ° 701B), un système de levier à double mode (modèle n ° 305C), une interface de signal (Modèle # 604A) et un dispositif de thermo semelle contrôlée (Modèle 809A # )
Dans le muscle in vitro fonction du logiciel d'analyse	Aurora scientifique, Aurora, ON, Canada		Contrôle dynamique musculaire (DMC) et le logiciel de contrôle dynamique du muscle analyse des données (DMA) du logiciel
Une plate-forme sur mesure TA animaux d'essai	Dans la maison conçue		Reportez-vous à la figure 2
Un crochet sur mesure en acier inoxydable	Petites pièces, Inc	Cat # ASTM A313	0,5'' long S / S 304V (0,18'' de diamètre)
Custom-made électrodes de platine 25G	Entreprises Chalgren, Gilroy, Californie		Souder deux fils'' 0.016 platine d'épaisseur à deux fils électriques 24G