Dépistage des essais pour caractériser les nouveaux régulateurs endothéliales impliqués dans la réponse inflammatoire

Résumé

Endothélium vasculaire contrôle étroitement le recrutement des leucocytes. Extravasation de leucocyte inadéquate contribue aux maladies inflammatoires humaines. La recherche de nouveaux éléments régulateurs d’activation endothéliale est donc nécessaire de concevoir des traitements améliorés pour troubles inflammatoires. Nous décrivons ici une méthodologie globale afin de caractériser les nouveaux régulateurs endothéliales qui peuvent de modifier leucocytes traite au cours de l’inflammation.

Résumé

La couche endothéliale est essentielle au maintien de l’homéostasie du corps par le contrôle de nombreuses fonctions différentes. Régulation de la réponse inflammatoire par la couche endothéliale est cruciale pour lutter efficacement contre entrées nuisibles et aider à la restauration des zones endommagées. Lorsque les cellules endothéliales sont exposés à un environnement inflammatoire, tels que le composant externe de la membrane des bactéries à Gram négatif, lipopolysaccharide (LPS), ils expriment des cytokines pro-inflammatoires solubles, tels que Ccl5, Cxcl1 et Cxcl10 et déclencher le activation des leucocytes circulants. En outre, l’expression des molécules d’adhésion E-sélectine, VCAM-1 et ICAM-1 sur la surface endothéliale permet l’interaction et l’adhésion des leucocytes activés à la couche endothéliale et finalement l’extravasation vers les tissus enflammés. Dans ce scénario, la fonction endothéliale doit être étroitement contrôlée car l’activation excessive ou défectueuse dans le recrutement des leucocytes pourrait conduire à des troubles inflammatoires liés. Étant donné que beaucoup de ces troubles n’ont pas un traitement efficace, des stratégies nouvelles en mettant l’accent sur la couche vasculaire doivent être étudiés. Nous vous proposons les tests complets qui sont utiles à la recherche de nouveaux régulateurs endothéliales qui modifient la fonction leucocytaire. Nous analysons une activation endothéliale en utilisant des objectifs d’expression spécifiques impliqués dans le recrutement des leucocytes (par exemple, des cytokines, chimiokines et molécules d’adhésion) avec plusieurs techniques, y compris : (réaction en chaîne de polymérase quantitative en temps réel RT-qPCR), western blot, flow cytometry et adhérence des essais. Ces approches déterminer la fonction endothéliale dans le contexte inflammatoire et sont très utiles pour effectuer des tests de dépistage afin de caractériser les nouveaux régulateurs inflammatoires endothéliales qui sont potentiellement utiles pour la conception de nouvelles stratégies thérapeutiques.

Introduction

L’inflammation est une réaction biologique bénéfique contre les agents infectieux, avec l’objectif majeur d’éliminer l’agent pathogène et de réparer le tissu endommagé. Sous certaines conditions, telles que des infections chroniques ou des maladies auto-immunes, l’inflammation n’est pas résolu. Au lieu de cela, il y a une réaction aberrante avec infiltration continue des leucocytes, ce qui entraîne une réponse immunitaire prolongée qui mène à des lésions tissulaires, fibrose, perte de fonction et ensemble, handicap et dans la mort de certains cas du patient. Ces affections humaines, cataloguées comme des maladies inflammatoires, comportent tous les vaisseaux sanguins pour le contrôle de l’extravasation de leucocyte^1,2.

Les cellules endothéliales jouent un rôle fondamental dans la régulation de la réponse inflammatoire en contrôlant le trafic leucocytaire. Lorsque la couche endothéliale est exposée à des médiateurs inflammatoires tels que LPS, l’endothélium de repos active et exprime des cytokines pro-inflammatoires (Cxcl10, Cxcl5, Cxcl1, etc.) et des molécules d’adhésion (E-sélectine, VCAM-1 et ICAM-1) cette faveur recrutement des leucocytes au site d’infection circulants. Les leucocytes amorcées par les cytokines libérées puis médient laminage et interaction avec la couche endothéliale par les homologues adhésifs correspondants : se-1 à la sélectine intégrine α4β1 VCAM-1 et l’intégrine αLβ2 à l’ICAM-1. Enfin, les leucocytes migrent à travers le système vasculaire vers la mise au point d’inflammation³.

Le rôle essentiel de l’endothélium dans la régulation de la réponse inflammatoire a été démontré sur des souris génétiquement modifiées pour exprimer les récepteurs LPS, récepteur toll-like 4 (TLR4), uniquement sur les cellules endothéliales. Ces animaux endothéliales TLR4 ont été en mesure de répondre à une inflammation induite par LPS et à détecter l’infection générée après l’inoculation de la bactérie et par conséquent obtenir résolution de l’infection et la survie à des niveaux semblables comme les souris de type sauvage^{4 , 5}.

Pour la voie de la réponse inflammatoire réglementées par l’endothélium, il a été postulé que l’inhibition à certains stades de l’interaction de leucocytes-endothélium entraînerait la réduction de la migration trans-endothélial et un meilleur pronostic pour maladies inflammatoires. En fait, plusieurs stratégies ciblant l’interaction d’activation et de leucocytes-endothélium endothéliale ont été conçus pour entraver l’extravasation des cellules immunitaires comme un traitement pour troubles inflammatoires^6,7.

Dans ce rapport, nous décrivons un groupe approfondi des techniques in vitro de pour caractériser complètement l’activité endothéliale en réponse aux stimulus inflammatoire LPS et son rôle dans l’activation des leucocytes et adhérence à la couche vasculaire. Le modèle de cellules endothéliales utilisé dans ce manuscrit était de la lignée de cellules endothéliales pulmonaires de souris (LTCE-04), tel que décrit par Hortelano et al. ⁸. the LTCE-04 la lignée cellulaire a été validée dans la littérature d’un système approprié d’étudier une activation endothéliale^9,10. Basé sur les intérêts de recherche, ces approches peuvent être facilement extrapolés à toute endothéliale ou systèmes de leucocytes et profil inflammatoire. Une fois définis les paramètres endothéliales dans les conditions choisies, le système peut tester de nouveaux médicaments sur l’expérimentation proposée pour évaluer l’activation vasculaire. Dans ce contexte inflammatoire, les cellules de l’endothélium, testés avec le composé d’intérêt peuvent être comparées à des conditions de contrôle des cellules, et toute différence qui en résulte peut informer le résultat pronostique du médicament sur le développement et la progression de l’inflammation. Pour conclure, nous proposons un système pertinent afin de caractériser les nouvelles cibles de médicaments aux cellules endothéliales, qui peuvent influer sur la conception de nouvelles thérapies vasculaires spécifiques contre les maladies inflammatoires.

Protocole

1. Culture de cellules endothéliales

1. plaques traitée pour la culture de tissu
   1. manteau 100 mm plaques de culture de tissus avec de la gélatine de 2,5 mL de solution (autoclavés, 0,1 % de gélatine dans l’eau distillée) pendant 30 min à 37 ° C ; cette peuvent être extrapolés au format bien nécessaire. Aspirer la solution de gélatine et laisser les plaques à sécher à l’air dans la hotte de vitroplants.
2. Des conditions de culture de tissus
   1. cultiver les cellules LTCE-04 à l’intérieur d’un incubateur biologique (37 ° C, humidité de 95 %, 5 % de CO ₂). Cultiver des cellules en milieu complet de Dulbecco ' s Modified Eagle moyenne : mélange de nutriments F-12 (DMEM/F-12) additionné de 10 % sérum bovin fœtal (SVF) et 100 unités/mL de pénicilline et de streptomycine 100 µg/mL (P/S).
   2. Compter les cellules par la méthode standard de chambre Neubauer et ajouter les cellules LTCE-04 pour les plaques de gélatine imprégnées de 100 mm dans 10 mL de milieu complet, à faible densité de 2-11 x 10 ⁴ cellules/cm ². Fractionner les cellules 1:3, lorsqu’ils atteignent la confluence.
      NOTE : Ceci se produit généralement après deux à trois jours de culture.
   3. Repiquer les cellules de la vaisselle avec 10 mL stérile Phosphate Buffered Saline (PBS), suivi en ajoutant 2 mL de solution de trypsine-EDTA (0,25 % de trypsine, 5 mM EDTA) et incuber pendant 3 min à 37 ° C.
   4. Arrêter la réaction de la trypsine-EDTA et récupérer les cellules en suspension en ajoutant 10 mL de milieu complet. Tournez en bas des cellules (300 x g, 5 min), éliminer le surnageant, resuspendre le culot cellulaire dans les médias complet et sous-culture convenablement.

2. Traitement de LPS et médiateurs

1. les cellules LTCE-04 de médias complet à confluence auxiliaire dans le format suivant bien sur plaque : 7 x 10 ⁵ cellules/puits sur plaques 6 puits et 2,5 x 10 ⁵ cellules/puits sur des plaques de 96 puits.
2. Incuber la culture pendant 6 h dans un incubateur à cellules (37 ° C, humidité de 95 %, 5 % de CO ₂). Placez-vous dans les cellules des médias incomplètes (DMEM-F12, P/S) et laisser une nuit ou plus (ON) à synchroniser et à réduire l’activité des cellules.
3. Enlever les médias et tester de nouveaux composés pharmacologiques en incubant les cellules endothéliales avec (ou sans) la drogue en question (p. ex. DT ¹⁰) dilué dans les médias incomplètes (30 min, 37 ° C) ; ajouter 1,4 mL/ainsi pour plaque 6 puits ou 0,14 mL/puits pour plaques 96 puits).
4. Remettre les cellules en ajoutant des LPS au milieu d’incubation (100 ng/mL, la concentration finale) pour la période précisée dans chaque essai. Utiliser des PBS comme un contrôle.

3. Évaluation du profil transcriptionnel sur l’endothélium activé par RT-qPCR

1. cellules de semences la LTCE-04 au confluent des 6 puits culture plaques (7 x 10 ⁵ cellules/puits). Incuber pendant 6 h (37 ° C, humidité de 95 %, 5 % de CO ₂) et ensuite procéder à la privation de sérum (ON d’incubation).
2. Enlever les médias et les traiter (ou ne pas traite) la cellule endothéliale cultures avec le médicament d’intérêt dilué dans les médias incomplètes (incuber 30 min, 37 ° C) ; ajouter 1,4 mL/ainsi pour plaque 6 puits (30 min, 37 ° C).
3. Remettre les cellules en ajoutant 100 ng/mL LPS aux médias couvés (comme indiqué au point 2.3) et incuber pendant 6 h. arrêter la réaction de laver deux fois avec du PBS froid et garder les plaques à-80 ° C jusqu’au traitement des échantillons.
4. Extraction de l’ARN
   1. décongeler les plaques et ajoute 1 mL/puits RNA extraction tampon (38 % de phénol et l’isothiocyanate de guanidinium 0,8 M ; Voir le tableau des matériaux). Laissez pendant 30 min à température ambiante (RT) sous agitation et collecter l’homogénat en tubes de 1,5 mL.
   2. Ajouter 200 chloroforme µL et agitez doucement pendant 15 s. Incuber pendant 3 min à RT et centrifuger (11 600 x g, 15 min, 4 ° C).
   3. Transférer la phase aqueuse dans un autre tube de 1,5 mL. Précipiter RNA en ajoutant 500 µL isopropanol, suivie d’une incubation de 10 min à RT puis centrifugation (11 600 x g, 4 ° C).
   4. Jeter le surnageant et le culot avec 75 % d’éthanol de lavage par agitation vortex et puis centrifugation (7 500 x g, 4 ° C).
   5. Sécher le culot et solubiliser RNA dans 25 µL pur H ₂ O en incubant pendant 10 min à 55 ° C. garder RNA à-80 ° C jusqu’au traitement des échantillons.
5. Quantité et la pureté de l’ARN
   1. quantifier la concentration d’ARN en mesurant l’absorbance de l’échantillon à 260 nm dans un spectrophotomètre (voir Table des matières).
   2. Mesure à 230 nm et 280 nm pour déterminer la pureté de la RNA.
      Remarque : Le ratio 260/280 indique une contamination de protéine ou du phénol. Un ratio proche de 2 est acceptable. Le ratio 260/230 indique EDTA, les glucides ou les contaminants de phénol. Les valeurs entre 2.0-2.2 sont acceptables.
6. RNA vérifiant l’intégrité
   1. Run 2 µg d’ARN total ou d’un ARN de ladder sur un 1,5 % gel d’agarose de dénaturation ; visualiser sur un système de documentation de gel (voir Table des matières).
      Remarque : Un ratio de 2:1 de claires et nettes bandes ARNr 28 s et 18 s indique un ARN intact. Partiellement dégradés RNA se résout comme une apparence barbouillée.
7. RT-qPCR
   1. faire la synthèse de l’ADN complémentaire (ADNc) d’un ARN brin unique suivant la norme du protocole (voir Table des matières), ¹¹.
8. Évaluer l’expression des gènes de la RT-qPCR
   1. préparer le mélange réactionnel pour chaque échantillon : mélanger 2 µL cDNA, 7 composé fluorescent µL, apprêt avant de 300 nM et 300 nM inverse l’apprêt (tableau 1) dans un un volume final de 13 µL et ajouter à la plaque 96 puits (voir Table des matières).
   2. Sceller la plaque avec une optique protectrice adhésive, centrifugeuse (300 x g, 1 min) et exécutez la réaction sur un système de PCR en temps réel (démarrage à chaud 95 ° C pendant 20 s suivie de 40 cycles : 95 ° C pour 3 s et 60 ° C pendant 30 s) (voir la Table des matières).
   3. Analyser les résultats de quantification relative à l’aide de la méthode comparative 2 ^-ΔΔCt avec le ménage gènes glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase (GAPDH) ou acides ribosomique phosphoprotéines P0 (36B4) ¹² .

4. Évaluer l’Activation endothéliale par cytométrie en flux

1. traiter les cellules LTCE-04 suivant les conditions décrites à l’article 2 et à évaluer les changements dans les protéines de surface endothéliales par cytométrie.
2. Détacher les cellules après 6 h de stimulation LPS avec la méthode de la trypsine-EDTA décrite dans l’étape 1.2.3 et lavez avec les médias incomplètes à 4 ° C.
3. Compter les cellules à l’aide de la méthode de chambre Neubauer et placer 10 x 10 ⁴ cellules en plaques 96 puits u-bas. Centrifugeuse (300 x g, 5 min) et jeter surnageant par un 180° snap du poignet du haut au bas et restauration rapide sur sa position initiale.
4. Ajouter 50 µL de l’anticorps sélectionnés dilué dans les médias incomplètes (10 µg/mL, la concentration finale) aux cellules et incuber (30 min, 4 ° C).
5. Laver les cellules deux fois wvec les médias incomplètes suivant la procédure décrite à l’étape 4.3 et incuber avec 50 µL à 10 µg/mL de l’anticorps secondaire correspondant couplé à la FITC ou un conjugué similaire (30 min, 4 ° C dans un espace obscur).
6. Laver les cellules une fois avec les médias incomplètes suivies d’un lavage de PBS. Récupérer les cellules avec 300 µL PBS à l’aide de pointes de pipette de 1 mL et placer dans des tubes de cytométrie en flux.
7. Évaluer les échantillons dans le système de cytométrie de flux (voir Table des matières). Ajuster la population cellulaire par l’avant et les paramètres de diffusion de côté. Porte la population d’intérêt. Ajuster les portes basés sur le contrôle négatif de cellules incubées avec le contrôle de l’isotype. Analyser les résultats sous forme de pourcentage des cellules positives ou moyenne intensité de fluorescence ⁸.

5. Évaluer une Activation endothéliale par Western Blot

1. graines de l’endothélium au confluent des plaques 6 puits culture (7 x 10 ⁵ cellules/puits) et traiter avec le LPS, tel que décrit à l’article 2. Analyser l’expression de la protéine inflammatoire par le protocole de transfert de western suivant.
2. Arrêter la stimulation de LPS à différents moments afin d’élucider les différents aspects de la réponse endothéliale :
   1. vérifier le profil de protéines inflammatoires après 6 h de stimulation LPS.
   2. Déterminer la cellule signalisation toutes les 15 min pendant une période de 60 min.
3. Dans les deux cas, arrêter la réaction de laver deux fois avec du PBS froid et stocker les échantillons à-80 ° C jusqu’au traitement des échantillons.
Tampon
4. Lyse des cellules et l’extraction de la protéine
   1. lyse d’ajouter 200 µL à chaque puits (1 % tensioactif non ionique, 10 mM Tris-HCl, EDTA, chlorure de sodium 150 mM, pyrophosphate de sodium de 30 mM, 50 mM le fluorure de sodium, orthovanadate de sodium 2,1 mM à 1 mM pH de 7,6, additionné de cocktail inhibiteur de protéase) (voir la table des matières).
   2. Incuber pendant 15 min à 4 ° C sous agitation, gratter les puits avec une pointe de pipette et recueillir l’homogénat en tubes de 1,5 mL.
   3. Centrifuger les tubes à 11 600 x g à 4 ° C.
   4. Conserver le surnageant dans tubes propre de 1,5 mL à-80 ° C, jusqu'à transformation.
5. Mesure la concentration de protéine par l’essai acide de bicinchoninic, suivant la norme du protocole (voir table des matières) ¹³.
6. Résoudre les 30 µg de lysat pour chaque échantillon de protéines totales par la technique standard de dodécyl sulfate de sodium 0.1 %, 10 % de polyacrylamide gel électrophorèse (SDS-PAGE) ¹⁴. Exécuter les exemples avec 10 mM β-mercaptoéthanol (conditions réductrices) ou sans (conditions non réducteur) selon l’anticorps utilisé pour détecter la protéine d’intérêt.
7. Transférer les protéines séparées du gel de polyacrylamide à une membrane de transfert de polyvinylidène difluoride (PVDF) avec 0,45 µm taille de pore à l’aide de la procédure standard.
8. Après transfert, laver la membrane deux fois avec du PBS, 0,1 % polysorbate-20 (PBS-T) et bloquer les sites de liaison non-spécifique en ajoutant 20 mL 2 % de BSA dilué dans du PBS-T pour les phosphoprotéines détectés ou 5 % non-lait écrémé en PBS-T pour les protéines totales, sous agitation (90 min, RT).
9. , Diluer l’anticorps sélectionnés dans 10 mL de tampon bloquant approprié à la concentration recommandée et incuber la membrane sous agitation (ON, 4 ° C). Vous pouvez également placer la membrane dans un sac en plastique scellé et utilisé 5 mL de l’anticorps dilué.
10. Lendemain, laver la membrane trois fois (excès PBS-T, 15 min, RT).
11. Incuber la membrane sous agitation (30 min, RT) avec 10 mL de l’anticorps secondaire correspondant liée à la peroxydase de raifort (HRP) diluée au 1/10 000 dans le tampon de blocage approprié.
12. Laver la membrane trois fois sous agitation (excès PBS-T, 15 min, RT).
13. Incuber la membrane pendant 1 min avec 0,1 mL/cm ² de la chimiluminescence de substrat amélioré de peroxydase (ECL). Placer la membrane drainée entre deux feuilles de plastique transparents et l’insérer dans le système de détection par chimiluminescence qui comprend une caméra de dispositif de couplage de charge (CCD).
    1. La caméra CCD permet de détecter le signal et son logiciel pour enregistrer des images avec le programme accumulatif (images afficheront le signal accumulé, à l’exposition de chaque 30 s pour une durée totale de 15 min).
14. Quantifier l’intensité de la bande par densitométrie en utilisant le logiciel ImageJ suivant le protocole décrit dans le guide utilisateur ¹⁵.
    1. Ouvrir l’échantillon dans le logiciel ImageJ et sélectionnez le groupe d’intérêt avec l’outil de sélection rectangulaire.
    2. Sélectionner comme la première voie et presse tracer des voies pour obtenir les profil de parcelles.
    3. Délimiter la zone des pics avec la sélection linéaire.
    4. Mesurer la taille de chaque bande en cliquant à l’intérieur de chaque pic.
    5. Représentent les résultats en ce qui concerne le contrôle de la protéine (β-actine, tubuline, etc.) de chargement.

6. Évaluer endothéliales facteur libéré de leucocyte Activation de tests d’adhérence

1. obtenir les milieux conditionnés endothéliales.
   1. Traiter les cellules LTCE-04, tel qu’indiqué à l’article 2 et recueillir le surnageant de culture après stimulation 24h avec LPS (100 ng/mL).
   2. Recueille les milieux conditionnés de la LTCE-04 les cellules traitées et la centrifugeuse (600 x g). Garder le surnageant en aliquotes de 0,5 mL à-80 ° C jusqu'à l’utilisation.
2. Essai d’adhérence leucocytaire
   1. enduire les plaques 96 puits avec 50 µL/puits des protéines de la matrice extracellulaire sélectionné dilué dans du PBS (à l’exception de collagène, qui est dilué dans de l’acide acétique 0,1 M) : la fibronectine (1 à 10 µg/mL ), laminine (1 à 10 µg/mL) et du collagène de type I (10 à 40 µg/mL). ON congé à 4 ° C.
   2. Jetez les médias couchés et bloquer les sites de liaison non-spécifique sur les puits avec 150 µL de PBS, 1 % de BSA inactivés par la chaleur (1 min, 100 ° C) pendant 90 min à température ambiante.
   Laver les puits deux fois avec du PBS et ajoutent 100 µL de prélevés antérieurement endothéliales conditionné médias (section 6.1) dans les puits de
   3. .
      Remarque : Les plaques sont prêts pour la réalisation de l’essai d’adhérence.
   4. La lignée de cellules de monocytes-macrophages J774 souris dans un incubateur biologique (37 ° C, humidité de 95 %, 5 % de CO ₂) de la culture avec la Roswell Park Memorial Institute Medium (RPMI), 10 % BF, 1 % P/S.
      Remarque : Les cellules J774 cultiver en suspension.
   5. Recueillir les cellules J774 dans un tube de 15 mL et centrifuger (300 x g, 5 min). Jeter le surnageant et Resuspendre le culot cellulaire avec 10 mL de milieu sans sérum. Compter les cellules dans une chambre de Neubauer. Centrifuger les cellules (300 x g, 5 min), éliminer le surnageant et remettre en suspension les cellules en milieu sans sérum à 15 x 10 ⁴ J774 cellules / 50 médias µL.
   6. Ajouter 15 x 10 ⁴ J774 cellules à chacun bien dans un milieu sans sérum 50 µL et incuber pendant 15 min à 4 ° C, suivie de 1 h à 37 ° C dans un incubateur à CO ₂ cell.
   7. Laver les puits deux fois, délicatement en ajoutant PBS chaud ; centrifuger (300 x g, 5 min) et jeter le surnageant par un composant logiciel enfichable de 180° du poignet du haut au bas et restauration rapide sur sa position initiale. Difficulté la cellule attachées en ajoutant 100 µL/puits de paraformaldéhyde à 4 % (PFA) dans du PBS et incuber (10 min, RT).
   8. Jeter les médias doucement et permeabilize les cellules avec du méthanol de 2 % dans du PBS pendant 2 min à RT. Jetez les médias doucement et tacher les cellules en ajoutant 50 µL/puits de violet de gentiane 0,5 % à 20 % de méthanol pour 90 s à RT.
   9. Laver la plaque abondamment à l’eau courante, jeter le liquide en excès et laissez-le sécher à l’air. Signaler les cellules attachées par appareil photo numérique couplé à un photomicroscope.
   10. Diluer la cellule, la coloration en ajoutant 100 µL/puits de citrate de sodium 0,1 M, 50 % d’éthanol. Mesurer l’absorbance à 545 nm et représentent les résultats en unités arbitraires d’absorbance ou pourcentage d’adhérence en tenant compte de 100 % comme adhésion cellulaire atteint aux puits recouverts de plus forte concentration de ligand

7. Tester l’Activation endothéliale par dosage co adhérence leucocytaire-endothélium

1. traiter les cellules LTCE-04 sur les plaques à 96 puits, tel que décrit à l’article 2 et incuber avec LPS (6 h, 37 ° C).
2. Fluorescent étiqueter cellules J774 avec carboxyfluorescéine Succinimidyl Ester (CSFE).
   1. Laver les J774 cellules dans du PBS suivant la procédure en 6.2.5. Compter les cellules par le Neubauer méthode de chambre et remettre en suspension à 1 x 10 ⁶ cellules/mL dans du PBS, 0,1 % de BSA.
   2. Incuber les cellules avec CFSE (5 µM, concentration finale) pendant 20 min à 37 ° C. Ajouter 5 mL incomplète de milieu et incuber (5 min, 4 ° C).
   3. Laver une fois avec les médias incomplètes comme expliqué en 6.2.5., remettre en suspension à 15 x 10 ⁴ cellules/100 µL et procéder à l’essai d’adhérence Co.
3. Après le traitement de l’endothélium, laver les puits trois fois avec les médias incomplètes. Ajouter cellules J774-CFSE (15 x 10 ⁴ cellules/100 µL) dans chaque bien endothéliales enduit. Incuber la plaque pendant 10 min à 4 ° C, suivie de 60 min à 37 ° C.
4. Laver les puits doucement, comme décrit dans 6.2.7., à l’aide de PBS préchauffé et signaler l’adhérence J774 à la couche endothéliale par deux méthodes suivantes :
   1. lyser les cellules à 0,1 M Tris-HCl pH 8,8, 1 % SDS (100 µL/puits) et mesurer la CFSE-J774 signal par fluorimétrie (excitation/émission = 492 nm/517 nm). Représenter les résultats en unités arbitraires de l’intensité de la fluorescence ou le pourcentage d’adhésion en ce qui concerne le contrôle positif (signal de cellules totales ajoutés dans chaque cupule).
   2. Fixer les cellules chez 4 % PFA et rapport à la fixation des cellules J774-CFSE à l’endothélium en visualisant sous un microscope à fluorescence (excitation/émission = 492 nm/517 nm).

Résultats

Évaluation de l’activation de la cellule endothéliale induite par LPS par RT-qPCR

Les cellules de LTCE-04 sérum affamé ont été stimulées par 100 ng/mL de LPS pendant 6 h, et l’expression du gène endothéliales a été évaluée à l’aide de RT-qPCR en comparant l’expression des marqueurs d’activation à l’état de repos. Comme le montre la Figure 1 a, les cellules incubés LPS LTCE-...

Discussion

Ce protocole endothélial décrit une technologie progressive qui établit les bases pour explorer de nouveaux mécanismes impliqués dans la régulation de la réponse inflammatoire. Ces approches reposent sur l’étude de l’activité endothéliale stimulée par LPS et évaluer les étapes critiques impliqués dans le recrutement des leucocytes au cours de la réaction inflammatoire, plus précisément : libération de cytokines endothéliale, adhérence endothélial molécules expression et leucocytes adhérence à...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Gelatin	Sigma	G9391
DMEM-F12	Lonza	BE12-719F
Fetal Bovine Serum	Sigma	A4503
Penicillin streptomycin	Lonza	DE17-602E
Trypsine	Lonza	BE17-160E
EDTA	Sigma	ED2SS
LPS	Sigma	L2880
Trizol	Sigma	T9424	RNA extraction buffer
Isopropanol	Sigma	33539
Ethanol absoluto	Panreac	1,310,861,612
Pure H2O	Qiagen	1017979	RNAse free
Agarose	Pronadisa	8020
Stain for agarose gels	Invitrogen	s33102
SuperScript III First-Strand Synth	Invitrogen	18080051	Reagents for RT-PCR
Fast SYBR Green Master Mix	Applied Biosystems	4385610	Fluorescent stain for qPCR
MicroAmp Fast Optical 96-Well	Applied Biosystems	4346906	Plates for qPCR
U-bottom 96 well plates	Falcon	353072
Cytometry tubes	Falcon	352054
TX100	Panreac	212314	Non-ionic surfactant
Tris-HCl	Panreac	1,319,401,211
Sodium chloride	Merck	1,064,041,000
Sodium pyrophosphate	Sigma	221368
Sodium fluoride	Sigma	S7920
Sodium orthovanadate	sigma	13721-39-6
Protease inhibitor cocktail	sigma	P8340
Pierce BCA Protein Assay Kit	Pierce	23225	Reagents for bicinchoninic acid assay
β-mercaptoethanol	merck	805,740
PVDF Transfer Membrane, 0.45 µm	Thermo Scientific	88518
Tween-20	Panreac	1,623,121,611	Polysorbate 20
PBS	Lonza	BE17-515Q
ECL	Millipore	WBKLS0500
Fibronectin	Sigma	F1141
Laminin	Sigma	L2020
Collagen type I	Sigma	c8919
Acetic acid	Panreac	1,310,081,611
Trypan blue	Sigma	T8154
Paraformaldehyde	Sigma	P6148
Methanol	Panreac	1,310,911,612
Crystal violet	Sigma	HT90132
Sodium citrate	Sigma	C7254
Ethanol 96%	Panreac	1,410,851,212
CFSE	Sigma	21888
RPMI	Lonza	BE12-115F
SDS	Bio-Rad	161-0418
Infinite M200	Tecan	M200	Multi mode microplate reader
Gel Doc 2000	Bio-Rad	2000	Gel documentation system
StepOnePlus	Applied Biosystems	StepOnePlus	qPCR system
MACSQuant Analyzer 10	Miltenyi Biotec	Analyzer 10	Cytometry equipment
ChemiDoc MP	Bio-Rad	MP	Chemiluminescence detection system
Name	Company	Catalog Number	Comments
Antibodies
PECAM-1	BD Biosciences	553370	Use at 10 µg/mL
ICAM-2	Biolegend	1054602	Use at 10 µg/mL
E-selectin	BD Biosciences	553749	Use at 10 µg/mL
VCAM-1	BD Biosciences	553330	Use at 10 µg/mL
ICAM-1	Becton Dickinson	553250	Use at 10 µg/mL
anti-rat IgG-FITC	Jackson Immuno Research	112-095-006	Use at 10 µg/mL
anti armenian hamster-FITC	Jackson Immuno Research	127-095-160	Use at 10 µg/mL
Rat IgG isotyope control	Invitrogen	10700	Use at 10 µg/mL
Armenian hamster IgG isotype control	Invitrogen	PA5-33220	Use at 10 µg/mL
P-IκΒ-α	Cell Signaling	2859	Use at 10 µg/mL
β-Actin	Sigma	A5441	Use at 10 µg/mL
P-ERK	Cell Signaling	9101	Use at 10 µg/mL
anti-mouse HRP	GE Healthcare	LNXA931/AE	Use at 1:10,000
anti-rabbit HRP	GE Healthcare	LNA934V/AG	Use at 1:10,000
anti-rat HRP	Santa Cruz	Sc-3823	Use at 1:10,000