L’Amplification isotherme multiplexée selon plate-forme diagnostique pour détecter Zika, Chikungunya et Dengue 1

Résumé

Courant multiplexés diagnostic pour détecter Zika, virus de la dengue et chikungunya nécessitent la préparation des échantillons complexes et instrumentation coûteuse et sont difficiles à utiliser dans des environnements peu de ressource. Nous montrons un diagnostic qui utilise l’amplification isotherme avec sondes déplaçable volet spécifique à la cible à détecter et différencier ces virus avec une spécificité et une sensibilité élevée.

Résumé

Zika, virus chikungunya et la dengue sont transmis par les moustiques, responsables de maladies ayant des symptômes similaires de patients. Cependant, ils ont des potentiels de transmission différent de patient à l’autre en aval et nécessitent des traitements pour les patients très différents. Ainsi, les flambées récentes de Zika qu’il est urgent de développer des outils qui sont discriminatoires rapidement ces virus chez les patients et pris au piège à moustiques, de sélectionner le bon traitement des patients et à comprendre et à gérer leur épidémiologie en temps réel.

Malheureusement, les tests de diagnostic actuels, y compris les urgences 2016 récepteur utiliser autorisations et accélérée statut, détecter l’ARN viral par reverse transcription polymerase chain reaction (RT-PCR), qui exige d’instrumentation, formation utilisateurs, et préparation de l’échantillon considérable. Par conséquent, elles doivent être transmises à des laboratoires de référence « approuvés », exigeant des temps. En effet, en août 2016, le Center for Disease Control (CDC) demandait les femmes enceintes qui avait été piqué par un moustique et présenté une éruption de Zika-indiquant d’attendre un inacceptable de 2 à 4 semaines avant d’apprendre qu’elles étaient infectées. Nous avons tellement besoin de tests qui peuvent être faits sur place, avec peu de ressources et par un personnel qualifié, mais pas nécessairement sous licence.

Cette vidéo montre un test répondant à ces spécifications, travaillant avec l’urine ou de sérum (pour les patients) ou de carcasses de moustiques écrasés (pour la surveillance de l’environnement), tout cela sans beaucoup de préparation échantillon. Carcasses de moustique sont capturées sur papier portant des groupes de d’ammonium quaternaire (papier Q) suivies par un traitement de l’ammoniaque pour gérer les risques biologiques. Ceux-ci sont ensuite directement, sans isolement d’ARN, mis dans des tubes à essai contenant des réactifs lyophilisés nécessitant aucune chaîne du froid. Une forme modifiée de la transcription inverse boucle-mediated amplification isotherme avec sondes déplaçables fluorescent étiquetés spécifique à la cible produit lecture, en 30 min, comme un signal de fluorescence trois couleurs. C’est visualisé avec un dispositif de poche, piles, avec un filtre orange. Contamination directe est empêchée avec des tubes scellés et l’utilisation de thermolabile uracile DNA glycosylase (UDG) en présence de dUTP dans le mélange d’amplification.

Introduction

Infections à virus transmises par les moustiques, y compris virus Zika, chikungunya et la dengue sont sur les stratégies de prise en charge immédiate de montée et de la demande. Virus de la dengue et le chikungunya sont déjà endémiques dans nombreuses régions tropicales où Zika se répand maintenant dans l' hémisphère occidental¹. Zika virus, comme la dengue, est membre de la famille des Flaviviridae et est originaire d’Afrique avec un asiatique et deux lignées génétiques africaine². Même si l’identification du virus Zika remonte à 1947, Zika infection chez l’homme est restée sporadique pendant un demi-siècle avant d’émerger dans le Pacifique et les Amériques. La première épidémie signalée de Zika fièvre s’est produite sur l’île de Yap dans les États fédérés de Micronésie, en 2007, suivie de la Polynésie Français en 2013 et 2014. La première épidémie majeure dans les Amériques a eu lieu en 2015 au Brésil.

Virus Zika, chikungunya et la dengue sont transmis principalement par Aedes aegypti et Aedes albopictus. Cependant, Zika a les possibilités de transmission de humain en aval supplémentaire, probablement, se réparties par contact sexuel, l’interaction mère-à-foetus et via l’allaitement^3,4,5. Zika fièvre pensait tout d’abord à provoquer une maladie bénigne seulement. Cependant, il fut plus tard associée à syndrome de Guillain-Barré chez l’adulte, une microcéphalie chez les nouveau-nés et des maladies musculo-squelettiques chroniques qui peuvent le mois derniers à ans. Diagnostic de la maladie de Zika peut être difficile, étant donné que les symptômes d’une infection de Zika sont semblables à celles des autres virus moustique-propagation⁶. Co-infections communes de ces virus font Diagnostics différentiels, encore plus difficile^7,8. Par conséquent, la détection rapide et fiable des acides nucléiques de Zika et d’autres virus est nécessaire pour comprendre épidémiologie en temps réel, d’engager des mesures préventives et contrôle et de gérer les soins aux patients,⁹.

Les tests de diagnostic actuels pour ces virus incluent des tests sérologiques, isolement du virus, virus séquençage et PCR de transcription inverse (RT-PCR). Des procédures types sérologiques souffrent souvent de sensibilité insuffisante et résultats peuvent être compliquées par réaction croisée chez les patients qui ont déjà été infectés par les autres flavivirus.

Test de dépistage reste donc le moyen le plus fiable pour détecter et différencier ces virus. Détection de Zika et autres virus transmissibles par le moustique est généralement réalisée à l’aide de RT-PCR ou RT-PCR en temps réel dans une variété de liquides biologiques, comme le sérum, urine, salive, sperme, le lait maternel et le liquide cérébral^10,11. Échantillons d’urine et la salive sont généralement préférés au sang, puisqu’ils montrent moins de PCR-inhibition, une charge virale supérieure, présence de virus pour des périodes plus longues et une facilité accrue de prélèvement et de manipulation de^12,13. Tests de diagnostic à base de RT-PCR, toutefois, comprennent des étapes de préparation d’échantillon vaste et coûteux équipement cyclisme thermique, rendant moins optimal pour le point-of-care.

Transcription inverse amplification isotherme boucle-négociée (RT-lampe) a émergé comme une alternative de RT-PCR puissante grâce à sa haute sensibilité et spécificité¹⁴, sa tolérance pour des substances inhibitrices dans biological samples¹⁵, et opération sur la température unique, qui a considérablement réduit dosage complexité et les coûts connexes, adapté aux environnements de faibles ressources. RT-lampe, telle qu’elle est implémentée classiquement, comprend six amorces qui se lient aux huit régions distinctes au sein de l’ARN cible. Il fonctionne à des températures constantes entre 60 ° et 70 ° C et utilise une transcriptase inverse et une ADN polymérase avec fil fort déplacement de l’activité.

Pendant les premières étapes de RT-lampe, amorces internes avant et arrière (FIP et BIP, Figure 1 a) avec des amorces avant et arrière extérieures (F3 et B3) forment une structure de l’haltère, la structure de la graine d’amplification exponentielle de lampe. L’amplification est encore accélérée par les boucle avant et en arrière des amorces (LF et LB), qui visent à lier les régions simples brin de l’haltère, et conduit à la formation de concatémères répétés plusieurs boucles¹⁶. Turbidité basée sur des analyses de lampe classique ou affichage par ADN intercalant colorants n’est pas tout à fait adapté pour détection de point-of-care de Zika, où certains niveau de multiplexage est désiré^17,18,19. Multiplexage par répartition n’est pas facilement obtenu dans ces systèmes, car ils sont susceptibles de générer des faux positifs en raison de l’amplification hors cible.

Pour gérer ces questions, la littérature ajoute une composante supplémentaire sous la forme d’une « sonde de brin-déplacement » à la RT-lampe classique architecture^20,21,22. Chaque sonde est une région de double-brin de séquence-spécifique et une région simple brin d’amorçage. La sonde avec la région monocaténaire est étiquetée avec un fluorophore 5', et la sonde complémentaire est modifiée avec un extincteur d’extrémité 3'. En l’absence d’une cible, aucune fluorescence n’est observée en raison de l’hybridation des brins complémentaires de sonde, qui apporte le fluorophore et extincteur à proximité. En présence d’une cible, la portion monocaténaire de la sonde fluorescente se lie à son effectif sur la cible et est ensuite étendue par un brin déplaçant polymérase. Prolongation de polymérase amorces inverse provoque la séparation du brin désactivateur de son brin complémentaire fluorescent étiqueté, permettant l’émission de fluorescence (Figure 1 b)) . Grâce à cette conception, le signal est généré après la formation de l’haltère, réduisant les chances de signaux de faux-positifs.

La partie double-brin de la sonde strand-déplacement peut être une séquence et multiplexage est appliqué, la même séquence peut-être être utilisée avec les paires différentes fluorophore-extincteur. Avec cette architecture, urine contaminée par le virus, sérum ou moustique échantillons écrasés sur papier ont été introduits directement à l’essai sans préparation de l’échantillon. Afficheurs de fluorescence trois couleurs visibles à le œil humain ont été obtenues dans les 30-45 min, des signaux ont été visualisés par une boîte d’observation imprimés 3D qui utilise une LED bleue et un filtre orange. Lyophilisation les réactifs de RT-lampe a permis le déploiement de ce kit pour abaisser les paramètres des ressources sans besoin de réfrigération.

Protocole

Remarque : Les moustiques étaient les seuls animaux directement utilisées dans cette étude. Les procédures pour gérer les poulets, dont le sang a été utilisé pour nourrir les moustiques infectés, ont été approuvés comme IACUC protocole #201507682 par la propagation de l’Université de Floride Institutional Animal Care et utilisation Committee.Virus et études d’infection de moustiques ont été effectuées à l’installation de niveau de biosécurité 3 du laboratoire d’entomologie médicale en Floride à Vero Beach, FL. RT-lampe expériences ont été effectuées dans le laboratoire BSL-2 partagé par FfAME et Firebird Biomolecular Sciences LLC à Alachua, FL.

1. conception des amorces et Strand déplaçant des sondes

1. Extraire des séquences virales pour la Dengue 1 du Broad Institute de base de données²³; séquences de Zika et chikungunya du NIAID Virus pathogène de base de données et analyse ressources²⁴.
   1. Créer des alignements de séquences multiples (MSAs) pour les séquences d’intérêt en utilisant le logiciel MUSCLE v3.8.31²⁵. MSAs générés permet de rechercher des jeux d’amorces lampe dans une région conservée de la cible et d’éviter les cibles intentionnelles ou non pertinents, tels que les distinctions entre les sous-types d’une cible.
2. Suivez les règles de conception pour les amorces de lampe comme décrit en ligne (http://loopamp.eiken.co.jp/e/lamp/) et permettre l’utilisation des bases mixtes dans les amorces pour couvrir le virus divergence²⁶. Pour éviter les réactions croisées de paires d’amorces, comparer des amorces de lampe générés à la base de données de virus ARN NCBI utilisant NCBI BLAST²⁷. Comparez chaque set pour éliminer les amorces qui seraient dimériser lors d’un test multiplexé en utilisant NCBI BLAST ainsi.
3. La partie double-brin de la sonde strand-déplacement contre toute séquence du génome viral et la séquence génomique de moustique de l’écran. Modifier 5'-extrémités de liaison cible sonde avec fluorescéine amidite (FAM), colorant HEX et 5-carboxytetramethylrhodamine (TAMRA) colorant pour Zika, chikungunya et Dengue 1, respectivement.
   1. Inclure une amorce de contrôle positif pour les échantillons d’urine. Concevoir des amorces de lampe pour cibler l’ADN mitochondrial humain. Sonde du label strand-déplaçant avec TET sur l’extrémité 5'. Sondes de désactiveur d’étiquette qui sont partiellement complémentaires à chaque fluorescent étiqueté sonde avec extincteur (p. ex., Iowa noir-FQ) sur l’extrémité 3' (tableau 1).

2. virus isole et infecté des échantillons de moustiques

1. Utilisation des isolats de virus de Zika (souche de Puerto Rico), le virus Chikungunya (déformation de La Réunion ou les îles Vierges britanniques) et virus Dengue de sérotype 1 (souche de Key West). Déterminer des titres viraux à l’aide de plaque test²⁸ ou de RT-PCR quantitative²⁹. Extraire l’ARN viral en utilisant des kits d’extraction RNA commercialement disponibles.
   Remarque : Le tableau 2 représente les titres viraux de chaque isolat de virus utilisée dans cette étude.
2. Suivez l’article publié par Yaren et coll. pour un protocole détaillé sur l’infection des femelles Ae. aegypti avec Zika et chikungunya virus²⁰. Voir le tableau 2 pour le titre viral de l’échantillon de moustiques infecté par le virus Zika.

3. RT-lampe couplé avec Thermolabile uracile DNA Glycosylase

1. 10 x préparation d’amorce mix.
   1. Préparer la solution mère de 100 µM de chaque amorce et de sonde (voir étape 1) par adjonction d’eau libre nucléase. Vortex bien et conserver à-20 ° C jusqu'à l’utilisation.
   2. Pour 10 mix X Primer pour chaque Zika, Dengue 1 ou cible d’ADN mitochondrial, mix 16 µL du PCIM, 16 µL BIP, 2 µL de F3, 2 µL de B3, 5 µL de LF, 2 µL de LB, 3 µL de LB-fluorescent étiquetés sonde, 4 µL de sonde d’extincteur et 50 µL d’eau exempte de nucléase, pour un total de 100 volumes µL.
   3. Pour 10 X Primer mix pour le Chikungunya, mixer 16 µL du PCIM, 16 µL BIP, 2 µL de F3, 2 µL de B3, 5 µL de LB, 2 µL de LF, 3 µL de LF-fluorescent étiquetés sonde, 4 µL de sonde de l’extincteur et 50 µL d’eau exempte de nucléase, pour un total de volume 100 µL.
      Remarque : La sonde concentration décrite ci-dessus utilise 300 nM de la sonde fluorescente et 400 nM de sonde de l’extincteur. Vous pouvez également utiliser 80 nM de sonde couplée et 200 nM de sa sonde d’extincteur pour l’analyse en temps réel.
2. Ajouter 5 µL de 10 X mélange primer (pour 3-plex, ajouter 5 µL de chaque 10 X mix amorce), 5 µL de la mémoire tampon de l’amplification isotherme 10 X (1 X tampon composition : 20 mM Tris-HCl tampon pH 8,8, 50 mM KCl, 10 mM (NH₄)₂SO₄, 8 mM MgSO₄ 0,1 % Tween-20, 1 millimètre DTT), 7 µL du mélange dNTP (10 mM de dATP, dCTP et dGTP ; 5 mM de dTTP et dUTP), 16 unités de l’ADN polymérase, 15 unités de Transcriptase inverse, 80 unités d’inhibiteur de la ribonucléase recombinante, 2 unités d’UDG thermolabile, 1-2 µL de quantités variables de vi RAL RNAs et eau pour porter le volume total jusqu'à 50 µL dans un PCR de 0,25 mL de tube (voir Table des matières).
3. Inclure des essais de contrôle négatif à ce stade en remplaçant le viral RNA volume avec de l’eau. Incuber les échantillons entre 65 et 68 ° C pendant 45 min à 1 h, puis analyser en exécutant 5 µL de chaque échantillon sur gel d’agarose de 2,5 % en 1 tampon de X TBE contenant du bromure d’éthidium (0,4 µg/mL). Utilisez un 25 bp ou échelle d’ADN de 50 PB comme marqueur sur le gel.
   Remarque : L’ajout d’un modèle spécifique de non-cible est facultative.
4. Pour détecter la présence d’ARN pathogène, tester chaque d’amorces et de son contrôle de non-modèle en faisant varier la concentration de température et/ou du magnésium, puisque chaque amorces RT-lampe a été conçu pour fonctionner à des températures différentes (65 ° C et 68 ° C) ou de magnésium concentrations (finale de 6 à 10 mM). Préparer les expériences à température ambiante.

4. RT-lampe à l’aide d’Urine de crampons ARN Viral

1. Tester les amorces RT-lampe en variant la concentration finale d’urine (0 %, 10 %, 20 % et 50 %) dans 50 µL de volume de réaction totale. Pour la concentration de 10 % d’urine finale, ajouter 1 µL d’ARN viral à 5 µL d’urine. Pour la concentration de 20 % d’urine finale, ajouter 1 µL d’ARN viral à 10 µL d’urine. Pour la concentration de 50 % d’urine finale, ajouter 1 µL d’ARN viral à 25 µL d’urine.
2. Pour la surveillance en temps réel de RT-lampe dans 10 % des urines, utiliser un appareil de PCR en temps réel (voir Table des matières) avec un fluorophore différents filtres.
   1. Pour lire les signaux de fluorescence amplicons marqué FAM pour Zika, utiliser un filtre allant de 483 à 533 nm ; pour les amplicons marqué HEX pour le chikungunya, utiliser un filtre allant de 523 à 568 nm ; pour les amplicons TAMRA marqués pour la Dengue 1, utilisez un filtre allant de 558 à 610 nm ; et pour les amplicons TET marqués pour l’ADN mitochondrial, utiliser un filtre allant de 523 à 568 nm.
      NOTE : FAM a maxima d’excitation et d’émission de 495 nm et 520 nm, respectivement. HEX a maxima d’excitation et d’émission de 538 nm et 555 nm, respectivement. TAMRA a maxima d’excitation et d’émission de 559 nm et 583 nm, respectivement. TET a maxima d’excitation et d’émission de 522 nm et 539 nm, respectivement.
3. 96 utilisation plats et joint de la plaque avec une feuille en plastique transparent, puis incuber les échantillons à 65-68 ° C pendant 60 à 90 min et enregistrent la fluorescence toutes les 30 s en utilisant la lumière cycleur. Au départ utiliser 80 nM de sondes fluorescent étiquetés, puis test les 300 nM de sondes fluorescent étiquetés.
   1. Déterminer la limite de détection pour chaque cible en ajoutant en série dilué l’ARN viral en concentration urine finale de 10 %.
      Remarque : Utiliser en temps réel RT-lampe pour déterminer la température optimale, concentration en magnésium, sonde couplée à concentration et temps de réaction.
4. Pour visualiser la fluorescence générée par sondes déplaçable brin par oeil, utilisez une source de lumière LED bleue d’un cycleur léger avec excitation à 470 nm (n’importe quelle boîte de l’électrophorèse sur gel avec une source lumineuse intégrée bleue va travailler, voir table des matières) et d’enregistrer l’image avec une caméra de téléphone portable dans l’obscurité à température ambiante.
   Remarque : Utilisation de 300 nM de sondes fluorescent étiquetés, lorsque la visualisation de tous les trois couleurs par le œil à l’aide de LED bleue est nécessaire.

5. RT-lampe sur détection de moustiques infectés par Zika en utilisant la technologie Q-papier

1. Préparer du Quaternaire d’ammonium-modification filtre papier (Q-), selon des méthodes publiées antérieurement avec de légères modifications³⁰.
   1. Plongez 1 g de cercles de papier filtre de cellulose (voir Table des matières), avec un diamètre de 3,5 cm dans 50 mL de 1,8 % de solution aqueuse de NaOH pendant 15 min pour l’activation.
   2. Recueillir des cercles de papier activés par filtration sous vide et puis immergez-les dans 40 mL de solution aqueuse de chlorure (0,28 g) (2, 3-époxypropylénique) du jour au lendemain à la température ambiante.
      NOTE : Conserver le rapport de masse de chlorure de triméthylammonium (2, 3-époxypropylénique) de papier-filtre à 0,28 à 1.
   3. Recueillir le papier cationique qui en résulte par filtration sous vide et neutraliser avec 50 mL de 1 % d’acide acétique.
   4. Laver le livre trois fois avec de l’éthanol et sécher à l’air sous une hotte à flux d’air constant.
2. Couper les feuilles de la Q-papier en petits rectangles (3 x 4 mm) à l’aide d’un perforateur à papier ou des ciseaux. Écraser les moustiques femelles Ae. aegypti potentiellement infectés par Zika sur chaque papier avec un pilon de micro.
3. Ajouter à chaque papier 20 µL de solution d’ammoniaque aqueuse de 1 M (pH ≈ 12) et attendre 5 min. Puis laver chaque papier une fois avec 20 µL de 50 % EtOH et une fois avec 20 µL d’eau exempte de nucléase. Sécher le papier dans la prévention des risques biotechnologiques BSL-2 armoire pendant environ 1 h.
   Remarque : À ce stade, échantillons peuvent être conservés à-20 ° C durant la nuit jusqu'à l’utilisation.
4. À l’aide de pinces à épiler, placez chaque papier dans 100 µL du mélange réactionnel RT-lampe et incuber à 65-68 ° C pendant 45 min. Assurez-vous de submerger complètement le papier dans la solution ; il ne devrait pas être variable. Lire et noter la fluorescence dus aux virus Zika à l’aide de la source de lumière LED bleue et orange ou jaune filtre.

6. la lyophilisation des réactifs de RT-lampe pour 100 µL de Volume réactionnel

1. Préparer 10 X lampe apprêt mélange conformément à l’article 3.1 et préparer le mélange dNTP contenant dUTP conformément au point 3.2. Magasin ABC mélange et dNTPs à-20 ° C jusqu'à l’utilisation.
2. Préparer 10 mL de tampon de dialyse enzyme pour retirer le glycérol, en mélangeant 100 µL de 1 M Tris-HCl pH 7.5, 500 µL de KCl, 2 µL de 0,5 M EDTA, 100 µL de 10 % 1 M X-100 Triton, 100 µL de 0,1 M DTT et 9,198 mL d’eau exempte de nucléase. Stocker le tampon de dialyse à 4 ° C.
   Remarque : Veillez à filtrer (filtre à 0,2 microns) toutes les solutions de réactif tampon avant de les utiliser et les stocker à 4 ° C.
   1. Utiliser une membrane d’ultrafiltration avec 10 kDa seuil limite (voir Table des matières). Placez 350 µL de tampon de dialyse, 4 µL de 32 unités de l’ADN polymérase, 2 µL de 30 unités de la Transcriptase inverse et 2 µL de 80 unités d’inhibiteur de RNase dans la membrane d’ultrafiltration et centrifuger à 14 000 x g pendant 5 min à 4 ° C.
   2. Ajouter un autre 350 µL de tampon de la dialyse à la membrane d’ultrafiltration et centrifuger (14 000 x g) pendant un autre 5 min vide le tube de prélèvement et répétez cette étape, puis centrifuger (14 000 x g) pendant 3 min.
   3. Pour l’élution, inverser la membrane et le placer dans un nouveau tube de prélèvement. Tournant à 1 000 x g pendant 2 min. mesure le volume d’élution ; Si moins de 8 µL, porter le volume jusqu'à 8 µL par adjonction de tampon de dialyse. Stocker l’élution à 4 ° C et de procéder immédiatement à l’étape suivante.
      Remarque : Ce protocole est pour la lyophilisation de tube unique, mais Préparez au moins 10 tubes de réaction à la fois en utilisant la même membrane d’ultrafiltration et utilisent la même quantité de mémoire tampon de dialyse.
3. Mélanger 10 µL d’apprêt de lampe X 10 si singleplex (pour 3-plex, ajouter 10 µL de chaque 10 X mix amorce), 14 µL du mélange dNTP, 8 µL du mélange enzymatique dialysée, 2 µL de 2 unités d’UDG thermolabile et 66 µL de nucléase libre de l’eau (pour 3-plex Utilisez 46 µL) dans un tube à microcentrifugation 0,5 mL et laisser le couvercle ouvert. Au lieu de cela, ajoutez un autre couvercle percé avec une aiguille pour permettre à la vapeur de s’échapper.
4. Immédiatement geler les tubes à-80 ° C pendant 2 h et lyophiliser le tube pendant 4 h. couvercle de la chambre de lyophilisation avec papier d’aluminium pour la protection contre la lumière. Lorsque les réactifs sont séchées, enlever les couvercles perforés, fermer le couvercle original et entreposer les tubes avec des réactifs lyophilisés à 4 ° C à l’obscurité.
   NOTE : Les réactifs peuvent être lyophilisées du jour au lendemain, si nécessaire.

7. test lyophilisé RT-lampe réactifs sur l’Urine et des échantillons de moustiques contenant Zika

1. Utilisez les éléments suivants du kit (voir la Table des matières) pour Zika : une boîte d’observation 3D-imprimé avec orange (filtre longue passe, coupe-sur ~ 540 nm), 2 piles AAA pour l’observation de boîte, lyophilisé réactionnels étiquetés ZV pour détection de Zika, et 1.1 X réhydratation tampon à couvercle à vis 1,5 mL tubes.
2. Préparer 50 mL de 1,1 X tampon de réhydratation en mélangeant 5,5 mL de 10 X tampon d’amplification isotherme qui vient avec l’ADN polymérase (voir la Table des matières), 3,3 mL de 100 mM MgSO₄, 110 µL de 0,5 M DTT et 41,09 mL d’eau exempte de nucléase. Bien mélanger, aliquote 1 mL de cette solution pour tubes de 1,5 mL couvercle à vis et conserver à 4 ° C jusqu'à l’utilisation.
3. Ajouter 90 µL de tampon de réhydratation 1,1 X dans chaque tube de réaction (0,5 mL). Veiller à ce que le liquide remplit le fond du tube contenant les réactifs lyophilisés (dissoudre les avec le mélange en brassant, puis brièvement tournent vers le bas (1 000 x g)). Ajouter 10 µL de l’échantillon d’urine additionné de l’ARN viral dans les tubes de réaction (voir la section 4.1 pour plus de détails).
   1. Si les tests de moustiques, ajouter un rectangle de papier Q tenant des carcasses de moustique (tel qu’établi dans les étapes décrites dans sections 5.2 et 5.3), ainsi que de 10 µL purifié l’eau plutôt que des échantillons d’urine.
      NOTE : Également ajouter 10µl d’échantillons de salive ou de sérum au lieu de l’urine. Si les échantillons sont extraits de l’ADN ou d’ARN, ajouter 2 à 5 µL de l’échantillon dans le mélange réhydraté et remplissez avec de l’eau exempte de nucléase à 10 µL de volume de l’échantillon final.
4. Fermer le couvercle des réactionnels. Placez-les dans un bloc/bain de chaleur (ou incubateur) réglé à 65-68 ° C. Incuber pendant 30-45 min, mais pas plus de 1 h. Après incubation, retirer le tube du feu. Pour prévenir la contamination des analyses futures, veiller à ce que ces tubes restent fermés.
5. Placer les tubes de réaction dans la zone d’observation ; la température baissera à la température ambiante (préférence 25 ° C). Allumez l’interrupteur à l’arrière de la zone d’observation. Observer l’échantillon à travers le filtre orange et capturer l’image d’une caméra de téléphone portable qui est maintenue à une distance où l’image remplit 80 % du champ de vision.
   NOTE : La meilleure visualisation sera assurée dans les environnements de basse lumière.
6. Après que visualisation est terminée, éteignez l’interrupteur. Stocker les tubes scellés dans l’obscurité, de préférence avec réfrigération, si visualisation ultérieure est nécessaire.

Résultats

Au départ, les performances de chaque amorce RT-lampe (tableau 1) avec son substrat correspondante d’ARN viral, mais aussi les témoins négatifs ont été évalués par électrophorèse sur gel. Amorces RT-lampe visaient à cible NS5 région (l’ARN polymérase ARN-dépendante) de Zika et Dengue 1 et nsP2 région (P2 de protéines non structurelles) de Chikungunya. Les modèles étaient des ARN total extrait de stocks viraux cultivées dans les cellules rénales (Ver...

Discussion

Virus transmises par les moustiques, y compris Zika, chikungunya et dengue menacent la santé publique et la surbrillance de flambées récente Zika la nécessité des alternatives de détection de point-of-care de faible coût pour le diagnostic de patients, ainsi que pour la surveillance des moustiques. L’amplification isotherme méthodes ont été développées comme solutions de rechange abordables aux systèmes basées sur la PCR. En particulier, RT-lampe-plates-formes ont été appliquées pour détecter un large...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
SafeBlue Illuminator/ Electrophoresis System, MBE-150-PLUS	Major Science	MBE-150	Gel electrophoresis
G:BOX F3	Syngene	G:BOX F3	Gel imaging
LightCycler 480 Instrument II, 96-well	Roche Applied Science	05 015 278 001	Real-time PCR
Amicon Ultra-0.5 Centrifugal Filter Unit with Ultracel-10 membrane	Millipore Sigma	UFC501096	ultrafiltraton membrane for dialysis
Eppendorf 5417C Centrifuge	Marshall Scientific	EP-5417C	centrifuge
Myblock Mini Drybath	Benchmark Scientific	BSH200	drybath
FreeZone Plus 6 Liter Cascade Console Freeze Dry System	Labconco	7934020	lyophilizer
all priers and probes	IDT	custom	RT-LAMP primers and probes
dNTP set	Bioline	BIO-39049
Deoxyuridine Triphosphate (dUTP)	Promega	U1191
Bst 2.0 WarmStart DNA Polymerase	New England Biolabs	M0538L	enzyme
WarmStart RTx Reverse Transcriptase	New England Biolabs	M0380L	enzyme
RNase Inhibitor, Murine	New England Biolabs	M0314L	enzyme
Antarctic Thermolabile UDG	New England Biolabs	M0372L	enzyme
50bp DNA Step Ladder	Promega	G4521	marker
LightCycler 480 Multiwell Plate 96, white	Roche Applied Science	4729692001	real-time RT-LAMP analysis