In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo Imaging of Cerebrospinal Fluid Transport through the Intact Mouse Skull using Fluorescence Macroscopy In Vivo

Résumé

L'imagerie optique transcrânienne permet l'imagerie à large champ du transport du liquide céphalo-rachidien dans le cortex des souris vivantes à travers un crâne intact.

Résumé

Le flux de fluide céphalo-rachidien (CSF) chez les rongeurs a été largement étudié à l'aide de la quantification ex vivo des traceurs. Des techniques telles que la microscopie à deux photons et l'imagerie par résonance magnétique (IRM) ont permis une quantification in vivo du flux de FSC, mais elles sont limitées par des volumes d'imagerie réduits et une faible résolution spatiale, respectivement. Des travaux récents ont constaté que CSF pénètre dans le parenchyme cérébral à travers un réseau d'espaces périvasculaires entourant les artères piales et pénétrantes du cortex des rongeurs. Cette entrée périvasculaire de CSF est un moteur primaire du système glymphatique, une voie impliquée dans le dégagement des solutés métaboliques toxiques (par exemple, amyloïde-MD). Ici, nous illustrons une nouvelle technique d'imagerie macroscopique qui permet l'imagerie en temps réel et mésoscopique des traceurs fluorescents de CSF par le crâne intact des souris vivantes. Cette méthode peu invasive facilite une multitude de conceptions expérimentales et permet des tests uniques ou répétés de la dynamique du FSC. Les macroscopes ont une résolution spatiale et temporelle élevée et leur grande distance de portique et de travail permet l'imagerie tout en effectuant des tâches sur des dispositifs comportementaux. Cette approche d'imagerie a été validée à l'aide de mesures d'imagerie à deux photons et de fluorescence obtenues à partir de cette technique fortement corrélées avec la fluorescence ex vivo et la quantification des traceurs radio-étiquetés. Dans ce protocole, nous décrivons comment l'imagerie macroscopique transcrânienne peut être utilisée pour évaluer le transport glymphatique chez les souris vivantes, offrant une alternative accessible aux modalités d'imagerie plus coûteuses.

Introduction

Le liquide céphalo-rachidien (CSF) baigne le cerveau et la moelle épinière et est impliqué dans le maintien de l'homéostasie, l'approvisionnement en nutriments, et la régulation de la pression intracrânienne¹. CSF dans l'espace subarachnoïde pénètre dans le cerveau à travers un réseau d'espaces périvasculaires (PVS) entourant les artères corticales piales, puis coule vers le bas le long des artérioles pénétrantes². Une fois dans le parenchyme, Le CSF échange avec le liquide interstitiel (ISF), transportant des métabolites nocifs tels que l'amyloïde et les agrégats de protéines tau hors du cerveau par des voies de matière blanche à faible résistance et des espaces pereux^2,3 . Cette voie dépend des canaux astroglial d'aquaporine-4 (AQP4) et a donc été appeléele système glil-lymphatique (glymphatique) 4. Les déchets du neuropil sont finalement éliminés du CSF-ISF par des vaisseaux lymphatiques près des nerfs crâniens et dans les méninges vers les ganglions lymphatiques cervicaux⁵. L'échec de ce système a été impliqué dans plusieurs maladies neurologiques telles que la maladie d'Alzheimer^6,7, traumatisme crânien³, et l'AVC ischémique et hémorragique⁸.

Le transport De CSF peut être visualisé en infusant des traceurs dans la magna de cisterna (CM)^9,10 et les études glymphatiques dans le passé ont principalement utilisé la microscopie de deux photons^{4,11,12, 13}, imagerie par résonance magnétique (IRM)^14,15,16,17, et ex vivo imagerie^{3,6,11, 18} pour évaluer la cinétique des traceurs. La microscopie à deux photons est une méthode appropriée pour l'imagerie détaillée des traceurs de CSF dans les PVS et le parenchyme en raison de sa haute résolution spatiale, cependant, il a un champ de vision étroit et nécessite une fenêtre crânienne envahissante ou l'amincissement du crâne. L'imagerie ex vivo, en combinaison avec l'immunohistochimie, permet des analyses à plusieurs niveaux allant des cellules individuelles jusqu'à l'ensemble du cerveau¹⁹. Cependant, le processus de perfusion-fixation qui est nécessaire pour observer le tissu post-mortem produit des changements profonds dans la direction de flux de CSF et s'effondre le PVS, modifiant considérablement la distribution et l'emplacement des traceurs¹². Enfin, tandis que MRI peut suivre le flux de CSF dans l'ensemble du cerveau murine et humain, il manque de résolution spatiale et temporelle du flux périvasculaire.

Une nouvelle technique, l'imagerie macroscopique transcrânienne, résout certaines de ces limitations en permettant l'imagerie à large champ du transport périvasculaire de CSF dans le cortex dorsal entier des souris vivantes. Ce type d'imagerie est fait avec un macroscope épifluorescent utilisant un cube de filtre multibande, source de lumière LED réglable, et caméra CMOS à haut rendement¹⁰. Ces configurations sont capables de résoudre pvS jusqu'à 1-2 mm sous la surface du crâne et peuvent détecter les fluorophores jusqu'à 5-6 mm sous la surface corticale tout en laissant le crâne entièrement intact¹⁰. Les filtres multibandes et les LED qui peuvent rapidement régler la longueur d'onde de l'excitation permettent l'utilisation de fluorophores multiples permettant à CSF d'être étiqueté avec des traceurs de différents poids moléculaires et propriétés chimiques dans la même expérience.

Cette procédure nécessite une chirurgie simple et mini-invasive pour exposer le crâne et placer une plaque de tête légère pour stabiliser la tête pendant la séance d'imagerie. Les traceurs peuvent être livrés dans le CM sans percer dans le crâne ou pénétrer le tissu cortical avec des pipettes ou des canules^9,20. Les canules CM et les plaques de tête restent stables pendant plusieurs jours à plusieurs semaines et facilitent des conceptions expérimentales plus complexes par rapport à la visualisation classique de point final. Ce protocole décrit comment la formation image macroscopique transcrânienne est employée pour étudier la fonction glymphatique de système suivant l'injection aigue ou chronique du traceur fluorescent de CSF dans le CM des souris anesthésiées/dormantes ou éveillées.

Protocole

Toutes les expériences ont été approuvées par le Comité universitaire sur les ressources animales (UCAR, Protocole no 2011-023) de l'Université de Rochester et réalisées selon le Guide des NIH pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation de la canule cisterna magna, plaque de tête et support de tête

1. Stériliser tous les instruments chirurgicaux et les plaques de tête avant la chirurgie.
   REMARQUE : Les traceurs fluorescents sont livrés directement dans CSF par l'intermédiaire d'une cannulation de magna de cisterna. Pour des instructions détaillées sur cette procédure, veuillez consulter Xavier et coll.⁹.
2. En bref, à l'aide d'un conducteur d'aiguille, casser la pointe d'une aiguille de 30 G x 12,7 mm (1/2 po), 3/4 du chemin vers le bas, et placer l'extrémité émoussée de l'aiguille dans une extrémité du tube en polyéthylène 10 (PE10) (environ 45 cm de long). Assurez-vous que seul le bevel dépasse de la bordure de la tubulure PE10.
3. Casser 1/4 de l'extrémité bevée d'une autre aiguille 30G et placer l'extrémité émoussée de l'aiguille restante dans l'autre extrémité de la tubulure PE10, avec le plastique Luer-lock encore attaché.
4. Remplir une seringue en verre de 100 l avec du CSF stérile et artificiel (aCSF : 126 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 m NaH₂PO₄, 2 mM MgSO₄, 2 mM CaCl₂, 10 mM de glucose, et 26 mM NaHCO₃).
5. Fixez la seringue à l'extrémité de la ligne et remplissez-la d'un FSC jusqu'à ce qu'elle atteigne la pointe de l'aiguille bevée. Il est important que la seringue soit remblayée avec un ACSF et non de l'air, car une colonne d'air est plus sujette à des volumes d'infusion variables.
6. Pour les expériences chroniques, quittez la ligne remplie d'aCSF et sautez l'étape 1.7.
7. Pour les expériences aigues, placez la seringue sur une pompe à perfusion et retirez environ 5 mm d'air, ce qui empêchera le mélange. Ensuite, retirez le volume total de traceurs (s) qui est souhaité pour l'expérience (20% de plus est recommandé en raison de pertes d'espace morts).
   REMARQUE : Le tube PE10 doit être assez long pour que la bulle d'air n'entre pas dans le brassard en plastique de la seringue en verre lors du chargement du traceur. Pour une expérience typique, le protocole utilise 10 ll d'albumine de sérum bovin conjugué à Alexa Fluor 647 (BSA-647) dilué dans aCSF à 0,5%.
8. Confirmez que la plaque de tête s'insère dans le support de la tête et qu'elle est la bonne taille pour la souris utilisée. Marqueurs anatomiques pour s'assurer que c'est: la bordure supérieure de la fenêtre s'aligne avec la ligne interoculaire et la bordure postérieure tombe rostral à la crête occipitale.
   REMARQUE : Les plaques de tête en acier inoxydable peuvent être stérilisées et réutilisées. La plupart des mélanges de cyanoacrylate peuvent être enlevés avec une solution d'acétone.

2. Procédure chirurgicale

1. Peser et anesthésier la souris (p. ex. kétamine/xylazine; 100 mg/kg de kétamine, 10 mg/kg de xylazine; i.p.).
2. Une fois que la souris ne répond plus à une pincée d'orteil, humidifiez le cou et la tête avec de l'eau stérile et rasez à l'aide de tondeuses. Une fois la zone rasée, essuyez la zone à l'abri d'un écouvillon d'alcool pour enlever les poils résiduels.
   REMARQUE : L'humidifier la fourrure avant de couper réduit considérablement la quantité de cheveux dans la fenêtre d'imagerie après l'incision.
3. Placez la souris dans un cadre stéréotaxique sur un tampon à température contrôlée et appliquez un onduleur ophtalmique de pétrole sur les yeux de la souris pour s'assurer qu'elle ne se dessèche pas.
4. Nettoyer la peau exposée à l'eau de chlorhexidine. Après 2 min, retirer la chlorhexidine avec une lingette à alcool. Enfin, appliquez une solution d'iode qui peut être laissée sécher.
5. Injecter l'analgésie sous-cutanée (0,25% Bupivacaine HCl) au sommet du crâne et du cou.
6. En commençant par la partie du cou qui recouvre la crête occipitale, faire une coupure de ligne médiane dans la peau sus-jacente et continuer vers la ligne interorbitale. Inciser latéralement à la frontière où le muscle temporel s'insère dans le crâne. Enlever toute la peau de l'incision fusiforme pour exposer les os frontaux et pariétaux.
   CAUTION: Le sinus rétroorbital se trouve caudal aux yeux et de grandes branches de la veine faciale postérieure se trouvent rostral à la pinna. Soyez prudent lors de l'incision pour épargner ces structures. Si cela se produit, arrêter le saignement en maintenant l'hémostase avec un coton-tige stérile pendant plusieurs minutes et continuer.
7. Irriguer le crâne avec saline stérile et nettoyer la surface à l'aide d'écouvillons de coton afin qu'il soit exempt de débris et de cheveux car ceux-ci interfèrent avec la qualité de l'image. La transparence du crâne est mieux préservée en laissant intact le périosteume et le fascia sus-susant.
   REMARQUE : Si ces structures sont enlevées accidentellement, le crâne peut devenir sec et opaque au fil du temps. Re-humidifiez-vous avec l'aCSF ou utilisez un mélange d'huile de paraffine et de glycérol pour réduire la réflectoflanisation du crâne dans les expériences aigues²¹.
8. Procéder à l'insertion de la canule cisterna magna - pour les détails chirurgicaux de cette procédure, se référer à Xavier et al⁹.
9. Après l'insertion de la canule CM, appliquer un mélange de ciment dentaire avec de la colle cyanoacrylate sur le côté ventral de la plaque de tête autour de la bordure et le placer sur le crâne de sorte que la bordure antérieure de la plaque de tête s'aligne avec la pointe postérieure de l'os nasal et le po la bordure stérile s'aligne avec l'aspect antérieur de l'os interpariétal, en s'assurant que la suture sagittale (ligne médiane) est centrée et droite par rapport à la fenêtre (Figure 1B).
10. Fixer la position de la plaque de la tête à l'aide de quelques gouttes d'accélérateur de colle. Remplissez les lacunes restantes avec le mélange de ciment et guérissez-le avec un accélérateur.
    CAUTION: Assurez-vous que le cyanoacrylate n'entre pas en contact avec les yeux de la souris ou de bloquer la fenêtre d'imagerie.
11. Collez la canule CM à la plaque de tête pour s'assurer qu'elles ne se détachent pas pendant le transport ou lorsque la souris se réveille.
12. Pour les expériences aigues, passez à l'étape 2.16.
13. Pour les expériences chroniques, appliquez une fine couche de colle cyanoacrylate à séchage clair sur le crâne exposé, en prenant soin de ne pas créer de bulles car celles-ci interfèrent avec l'imagerie. La colle assure une protection pour le crâne et n'interfère pas avec l'imagerie. Assurez-vous que la colle couvre le crâne exposé tout le chemin à la peau à la bordure d'incision.
14. Utilisez une pince à hemostat pour tenir le tube PE10 rempli d'aCSF à 2-3 cm du CM et coupez la ligne avec une pointe de cautérisation à haute température. Une fois qu'il est séparé, aplatir le tube PE10 fondu pour sceller la canule.
    CAUTION: Assurez-vous de ne pas relâcher la pince jusqu'à ce que la canule a été scellée et confirmer qu'il n'y a pas de fuites dans le tube pour empêcher une fistule CSF.
15. Administrer le carprofène (5 mg/kg toutes les 24 h pendant 3 jours; i.p. ou s.c.) et remettre la souris dans une cage à un seul foyer à température contrôlée et lui permettre de récupérer pendant au moins 24 h avant l'imagerie. Ne laissez pas la souris sans surveillance jusqu'à ce qu'elle retrouve une conscience suffisante pour maintenir la charge sévère. Les fenêtres crâniennes intactes restent stables pendant plusieurs semaines.
    REMARQUE: L'expérience chronique peut être interrompue ici.
    CAUTION : Quelques complications postopératoires sont : céphalohematoma/hématomes subgaleal, fistule de CSF, et infection.
16. Pour les expériences aigues, placez la souris dans le support de tête en utilisant la plaque de tête de sorte que le crâne est dans une position fixe. Assurez-vous de vérifier le niveau d'anesthésie et de placer un coussin chauffant sous la souris. La souris est maintenant prête à être prise au macroscope.
    CAUTION: Transportez soigneusement la souris avec la pompe à perfusion sur un chariot. Si le cannulation de CM devient délogé, il causera une baisse de la pression intracrânienne et toutes les fuites de CSF modifieront les résultats expérimentaux.

3. Préparation de la souris pour l'imagerie

REMARQUE : Le protocole varie selon que l'expérience d'imagerie sera effectuée sur une souris anesthésiée (à partir de l'étape 3.1) ou éveillée (à l'étape 3.2).

1. Souris anesthésiées
   1. Placez le support de tête sur la scène du macroscope, en s'assurant qu'il n'y a pas de plis dans la ligne de la pompe à seringue à la canule CM et qu'il n'est pas tendu car cela pourrait affecter l'infusion traceur.
   2. Observez la fréquence respiratoire et la coloration rose des muqueuses, ce qui indique une bonne oxygénation. Injecter saline sous-cutanée pour sécuriser le niveau d'hydratation si nécessaire. Vérifiez que l'animal est suffisamment anesthésié et re-dose si nécessaire.
   3. Allumez la caméra macroscope et leLED et démarrez le mode LIVE.
   4. Confirmer le grossissement du champ d'imagerie de sorte que la suture nasofrontal au sommet du champ et la suture lambdoid au fond peut clairement être visualisée, avec la suture sagittale parallèle et centrée au milieu de l'image (Figure 1C). Une fois en place, fixer le support de tête à l'étape du macroscope avec du ruban adhésif.
   5. Concentrez le macroscope sur le crâne exposé. Malgré une profondeur de champ relativement importante, la courbure du crâne de la souris ne permet qu'une zone spécifique d'être mise au point. Les meilleurs résultats sont obtenus lorsque le plan focal est situé sur les côtés latéraux des os pariétals postérieurs aux sutures coronales.
      REMARQUE: C'est l'emplacement des artères cérébrales moyennes (MCA), où la plupart des flux de FSC se produit (Figure 1D,E)¹⁰.
2. Souris éveillées
   1. Avant la séance d'imagerie, laissez les animaux récupérer pendant au moins 24 h de la chirurgie de la plaque de la tête. Des périodes de récupération plus longues (5-7 jours) sont également recommandées. Pendant ce temps, entraînez la souris à être la tête fixée sur la scène dans le tube de retenue pendant 0,5-1 h par jour pendant la durée de la période de récupération.
      REMARQUE : L'habitude permet à la souris d'être attachée au support de tête sans anesthésie et réduit le stress et l'anxiété pendant l'expérience réelle. Si cela n'est pas faisable et que l'anesthésie n'interfère pas avec l'expérience, une dose d'induction d'un anesthésique inhalé (p. ex., isoflurane 2 % à 1-2 L/min O₂ taux d'écoulement) peut être utilisée pour attacher rapidement la souris au stade de la tête.
   2. Une fois que la souris est fixée au support de la tête et dans le tube de retenue, suivre les étapes 3.1.1-3.1.5.

4. Infusion de traceurs CSF fluorescents

1. CM Cannulation aigu
   1. Étant donné que le traceur était déjà chargé dans la canule avant d'être placé dans la cisterna magna à l'étape 1.6, placer la pompe à perfusion à la vitesse et au volume désirés. Les paradigmes de perfusion couramment utilisés sont de 5 à 10 L à 1-2 l/min, mais ces paramètres peuvent être ajustés en fonction de l'expérience particulière, ou de la taille et de l'âge de l'animal.
2. Cm Chronique Cannulation
   1. Avant de commencer la séance d'imagerie, suivez les étapes 1.2-1.7 pour des expériences aigues pour préparer la ligne d'infusion pour délivrer les traceurs.
   2. Une fois la ligne préparée, à l'aide d'une pince à hemostat, couper l'extrémité scellée de la canule CM chronique. Prenez l'aiguille de la ligne préparée à l'étape 4.2.1 et insérez-la délicatement dans la canule. Relâchez la pince et utilisez la pompe à seringues, avancez le traceur CSF au taux d'infusion souhaité (p. ex., 2 l/min) pour l'expérience jusqu'à ce que le traceur atteigne l'aiguille implantée dans le CM.
      CAUTION: Si l'aiguille perce à travers le tube lors de la connexion de la ligne, retirez l'aiguille, couper le segment percé et répéter cette étape. Toute déchirure dans le tube PE10 provoquera une fuite et affectera les résultats de l'expérience.

5. Mise en place de la session d'imagerie

1. En fonction de l'infusement du traceur fluorescent, déterminez la longueur d'onde de l'excitation et le temps d'exposition de chaque canal. Choisissez le temps d'exposition le plus court nécessaire pour visualiser le traceur afin de maximiser la résolution temporelle de l'imagerie time-lapse. Ce temps d'exposition sera utilisé pour toutes les expériences ultérieures visant à comparer le transport De FSC entre différents animaux.
   REMARQUE : Une astuce consiste à utiliser le traceur de la ligne CM pour ajuster le temps d'exposition. Bien qu'il s'agisse d'une première approche utile, elle devrait être optimisée au fil du temps.
2. Choisissez la durée de l'expérience et les intervalles auxquels les images seront acquises. Les expériences durent normalement entre 30 et 60 min selon la phase de transport glymphatique qui intéresse. Les taux de trame de 1 cadre/min et plus rapides sont suffisants pour la plupart des expériences.
3. Définir le nom du fichier et l'annuaire d'enregistrement.
4. Si l'imagerie est recueillie en plus de l'acquisition simultanée d'autres variables (par exemple, électrocardiogramme, tension artérielle, électrophysiologie), le macroscope et la pompe peuvent être programmés pour être déclenchés avec le logiciel d'acquisition de données. Vérifiez que la fonction de déclenchement sur le macroscope est correcte avant de passer à l'étape suivante.

6. Expérience d'imagerie optique transcrânienne

1. Démarrer l'infusion de traceur et l'imagerie en même temps.
2. Vérifiez régulièrement la canule CM et le tube PE10 pour tout signe de fuite. S'il y a une fuite de traceur au CM, les résultats de cette expérience doivent être exclus.
   REMARQUE : Si le traceur commence à s'accumuler dans le cervelet et ne voyage pas la voie glymphatique du MCA, il est probable que la canule de CM ait été injectée dans le cervelet. Ces données ne doivent pas être incluses.
3. Pour les expériences aigues, après l'achèvement de l'expérience, retirez la souris du microscope et vérifiez qu'elle est encore correctement anesthésiée. Décapiter rapidement la souris et récolter le tissu cérébral. Fixez le cerveau dans 4% de paraformaldéhyde (PFA) pendant la nuit à 4 oC.
   1. Pour les expériences chroniques, une fois l'imagerie terminée, retirez la ligne CM de la canule, rincer avec un aCSF stérile et refermer la canule CM avec une pointe de cautérisation à haute température. Retirez la souris du support de la tête et retournez-la dans sa cage. Répétez ce processus jusqu'à ce qu'une imagerie plus poussée ne soit pas nécessaire, puis suivez l'étape 6.3.

7. Analyse des données

REMARQUE : Les analyses basées sur Matlab, telles que le suivi frontal du FSC, peuvent extraire de grandes quantités de données quantitatives à partir des fronts du traceur dans ces ensembles de données d'imagerie^10,22. Cependant, ces types de fichiers peuvent également être facilement importés et analysés dans des logiciels d'analyse d'images open-source comme Fidji²³.

1. Importer les piles d'images dans les îles Fidji à l'aide de l'outil d'importation Bio-Formats. Cette fonction préservera les métadonnées de fichiers qui incluent le temps et la résolution des pixels. Enregistrer la pile d'image comme un fichier .tiff.
2. Dessinez manuellement une région d'intérêt (ROI) autour du crâne ou de la zone d'intérêt à l'aide de l'outil de sélection du polygone. Par exemple, dans la figure 1G, un roi-roi a été établi séparément pour l'ipsilatéral et pour l'hémisphère contralatéral après une lésion cérébrale traumatique. Assurez-vous d'ajouter le roi-roi dans le gestionnaire de roi-roi (Analyze -gt;Tools 'gt;ROI Manager) et enregistrez-le.
   REMARQUE : Le transport Du FSC peut être quantifié de deux façons principales : 1) l'intensité moyenne de fluorescence au fil du temps ou 2) la zone d'afflux exprimée en pourcentage du retour sur investissement ou de la superficie totale (mm²) après avoir appliqué un seuil. Cette dernière méthode (figure 1H) sera décrite dans les étapes suivantes.
3. Fixez le seuil sur le cadre avec la fluorescence maximale (Select Image 'gt;Adjust'gt;Threshold...). Les méthodes de seuil automatisées telles que Otsu sont normalement bonnes pour détecter le traceur de CSF. Appliquer le seuil.
4. Avant d'aller de l'avant, assurez-vous que dans Analyze -gt;Set Measurements, les options Zone et Zone Fraction sont sélectionnés. Ensuite, dans le gestionnaire de retour sur investissement , sélectionnez Plus -gt;Multi Measure.
5. Convertir la valeur %Area en mm² en utilisant la valeur zone du retour sur investissement à partir de la sortie. Les valeurs de la zone %reflètent le pourcentage de la surface corticale dorsal avec le traceur DeF.
6. Terrain CSF traceur afflux en mm² en fonction du temps.

Résultats

L'afflux de CSF est représenté sur un macroscope épifluorescent (Figure 1A), qui permet l'imagerie mésoscopique du transport de traceurs CSF dans le cortex murine. La plaque de tête du crâne entier permet la visualisation des os nasaux rostral, les os frontaux et pariétaux au centre, et la partie rostrale de l'os interpariétal caudally (Figure 1B). Pendant l'imagerie, les sutures nasofrontales, sagittales, coronales et lambdoid peuvent être facilement i...

Discussion

Nous avons décrit un protocole détaillé pour exécuter la formation image transcrânienne de CSF dans les souris vivantes utilisant les macroscopes et les traceurs fluorescents commercialement disponibles. Cette technique est simple et peu invasive, mais quantitative. L'imagerie in vivo est bien corrélée avec des méthodes sensibles telles que le comptage de la scintillation liquide des traceurs étiquetés par radio, y compris ³H-dextran et ¹⁴C-inuline après la livraison de CM, et avec la qua...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.25% Bupivacaine HCl			University of Rochester Vivarium
100 µL Gastight Syringe Model 1710 TLL, PTFE Luer Lock	Hamilton Company	81020
A-M Systems Dental Cement Powder	Fisher Scientific	NC9991371
Carprofen			University of Rochester Vivarium
Chlorhexidine	Prevantics	B10800
CMOS Camera	Hammamatsu	ORCA Flash 4.0
Head Plate	University of Rochester	No catalog #	Custom made at the machine shop at the University of Rochester
High-Temperature Cautery	Bovie Medical Corporation	AA01
Insta-set Accelerator	Bob Smith Industries	BSI-151
Isoflurane - Fluriso	Vet One	502017	University of Rochester Vivarium
Ketamine			Strong Memorial Hospital Pharmacy
Krazy Glue	Elmer's Products, Inc	No catalog #, see link in comments	https://www.amazon.com/Krazy-Glue-KG48348MR-Advance-Multicolor/dp/B000BKO6DG
Micropore Surgical tape	Fisher Scientific	19-027-761
Paraformaldehyde	Sigma-aldrich	P6148
PE10 - Polyethylene .011" x .024" per ft., 100 ft. continuous	Braintree Scientific	PE10 100 FT
Pump 11 Elite Infusion Only Dual Syringe	Harvard Apparatus	70-4501
PURALUBE VET OINTMENT	Dechra
Puritan PurSwab Cotton Tipped Cleaning Sticks	Fisher Scientific	22-029-553
Research Macro Zoom Microscope	Olympus	MVX10
Simple Head Holder Plate (for mice)	Narishige International USA Inc	MAG-1
Single-use Needles, BD Medical	VWR	BD305106
Sterile Alcohol Prep Pads	Fisher Scientific	22-363-750
Tunable LED	PRIOR Lumen 1600-LED
Xylazine			University of Rochester Vivarium