Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models Fluorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm Models Fluorescence Anorescence Angiography for Evaluation of Aneurysm Perfusion and Parent Artery Patency in Rat and Rabbit Aneurysm

Résumé

Nous présentons un protocole pour évaluer efficacement la perfusion d'anévrisme et la patency de navire de l'aneurysm latéral chez les rats et les lapins, utilisant l'angiographie vidéo fluorescence fluorécéine à base de fluorénémine (FVA). Avec une valeur prédictive positive de 92,6 %, il s'agit d'une méthode simple mais très efficace et économique, sans équipement spécial requis.

Résumé

Le traitement de l'anévrisme cérébral se concentre sur la réalisation de l'occlusion complète, ainsi que la préservation du flux sanguin dans l'artère parente. Fluorescein sodium et vert endocyanine sont utilisés pour permettre l'observation de la circulation sanguine et l'état de perfusion des vaisseaux, respectivement. L'objectif de cette étude est d'appliquer fVA pour vérifier le flux sanguin en temps réel, l'état de perfusion des vaisseaux et l'occlusion des anévrismes après l'induction d'anévrismes latéraux chez les lapins et les rats, ainsi que de valider la procédure chez ces espèces.

Vingt aneurysms de paroi latérale ont été créés dans 10 lapins en suçant une poche décellularisée de récipient artérielle sur l'artère carotide d'un lapin de distributeur. En outre, 48 aneurysms microchirurgicaux de paroi latérale ont été créés chez 48 rats. Pendant le suivi à un mois après la création, le complexe d'artère/aneurysm de parent a été disséqué et FVA a été exécuté utilisant une injection intraveineuse de fluorescein (10%, 1 ml) par l'intermédiaire d'un cathéterization de veine d'oreille chez des lapins et d'une cathérisation fémorale de veine chez les rats. Des aneurysms ont alors été moissonnés, et la patency a été évaluée macroscopiquement.

Macroscopiquement, 14 aneurysms sur 16 chez les lapins n'ont indiqué aucune perfusion résiduelle d'artère parente avec le luminae totalement occluded, cependant 11 (79%) ont été détectés par FVA. Quatre anévrismes ont été exclus en raison de problèmes techniques. Chez les rats, la perfusion résiduelle d'anévrisme a été macroscopiquement observée dans 25 des 48 cas. Des 23 preuves macroscopiques de perfusion, FVA a confirmé l'incidence de 22 aneurysms (96%). Il n'y avait aucun événement défavorable lié à FVA. La fluorescéine est facilement applicable et aucun équipement spécial n'est nécessaire. Il s'agit d'une méthode sûre et extrêmement efficace pour évaluer l'intégrité de l'artère parente et la patence de l'anévrisme / perfusion résiduelle dans un cadre expérimental avec des lapins et des rats. FVA utilisant la fluorescéine comme agent de contraste semble être efficace en contrôlant la patency des aneurysms et du vaisseau sous-jacent et peut même être adapté à la chirurgie de déviation.

Introduction

L'évidence de l'oblitération complète d'aneurysm et de l'intégrité d'artère de parent est de la plus haute importance dans la chirurgie d'aneurysm. Il y a plusieurs options pour confirmer la patency d'artère de parent et l'occlusion d'aneurysm, telle que l'échographie de Doppler, l'angiographie cérébrale conventionnelle (DSA), l'angiographie calculée de tomographie (CTA) ou l'angiographie de résonance magnétique (MRA) 1,^{, 2}. Cependant, il s'agit de méthodes coûteuses et longues qui ne sont souvent pas disponibles en laboratoire. En outre, ils peuvent avoir des effets secondaires pertinents tels que l'exposition aux radiations ou le besoin d'une sédation supplémentaire des animaux expérimentaux pour éviter l'artefact de mouvement.

Avec l'émergence d'un nombre croissant de nouveaux dispositifs endovasculaires, il y a un besoin consécutif d'essais précliniques de tels dispositifs. Cependant, ces études s'appuient souvent sur l'analyse post mortem (p. ex., macropathologie et histologie) et manquent d'information sur la perfusion dynamique. En outre, pour le chercheur, il peut être crucial d'obtenir des informations immédiates et fiables au cours d'une intervention chirurgicale expérimentale. L'angiographie fluorescence est une technique de visualisation rentable et facile à réaliser^1,3,4.

En tant que tel, l'angiographie vidéo en vert endocyanine (ICG) est souvent utilisée dans les procédures neurochirurgicales cliniques et a été largement étudiée^5,6. L'angiographie vidéo fluorescéine (FVA) est une technique alternative, avec l'avantage supplémentaire de créer un signal de fluorescence qui est dans la plage de longueur d'onde de la vision humaine, et peut donc être vu à l'œil nu sans une caméra infrarouge à spectre étendu ⁷. L'angiographie vidéo de fluorescein est moins souvent employée dans la chirurgie cérébrovasculaire clinique et les rapports sur FVA dans les arrangements expérimentaux sont rares^1,4.

L'objectif de ce rapport est de démontrer la faisabilité et la portée des applications de l'AVA dans la recherche cérébrovasculaire préclinique de rat et de lapin.

Protocole

Les rongeurs ont été logés dans un établissement de soins aux animaux et des expériences ont été examinées et approuvées par le Comité pour le bien-être des animaux de l'Université de Berne, en Suisse (BE 108/16) et (BE65/16). Tous les animaux ont été maintenus sur un régime standard de laboratoire avec l'accès libre à la nourriture et à l'eau. Toutes les expériences sur les animaux ont été menées dans le cadre d'un examen minutieux des 3R (remplacement, réduction et raffinement). Dix femelles néo-zélandaises lapins blancs et 48 rats mâles Wistar ont été inclus. Les directives de l'ARRIVE ont été suivies strictement⁸.

REMARQUE : Vingt aneurysms de parois latérales ont été créés dans 10 lapins en suçant une poche décellularisée de récipient d'artère sur l'artère carotide d'un lapin de distributeur. En outre, 48 aneurysms microchirurgicaux de paroi latérale ont été créés dans 48 rats comme décrit avant^4,9. La procédure de formation image et l'analyse macroscopique a été exécutée 4 semaines après la création d'aneurysm.

1. Préparation du matériel nécessaire à l'angiographie vidéo à la fluorescéine

1. Modifier la lampe de poche en tapant sur un filtre bandpass bleu (voir la Table des Matériaux), qui fonctionnera comme un filtre d'excitation. La torche ne doit alors émettre que de la lumière bleue. Utilisez du ruban adhésif noir pour éviter toute fuite de lumière non filtrée.
2. Équipez la caméra (p. ex., attachée au microscope) d'un filtre vert de passage de bande (voir le tableau des matériaux),qui fonctionnera comme filtre de lumière d'émission. Seul le feu vert devrait maintenant pouvoir passer à travers.

2. Préparation du lieu de travail et du matériel

1. Désinfecter l'espace de travail avec solution désinfectante.
2. Couvrir la table de rideaux stériles pour éviter la contamination.
3. Utilisez des instruments stériles pour la chirurgie.

3. Préparation des animaux pour la chirurgie

1. Pesez les animaux.
2. Induire l'anesthésie et ajuster la dose en fonction du poids.
   1. Pour les lapins,commencer l'anesthésie équilibrée. Protégez leurs yeux d'une main pendant l'injection pour réduire leur réaction d'effroi. Couvrir la cage d'une feuille pour aider à calmer les animaux.
   2. Anesthésiez les rats dans une chambre à gaz avec 4% d'isoflurane et 96% d'oxygène avant l'injection.
3. Surveillez la profondeur de l'anesthésie. Pincez entre leurs orteils pour s'assurer que les animaux dorment.
   1. Repositionnez les lapins sur leur dos. Ils ne devraient pas réagir.
   2. Pour lesrats, pincez leur queue et assurez-vous qu'aucune réaction n'est observée.
4. Appliquer de la pommade sur les yeux des rongeurs pour prévenir la sécheresse. Sortez les langues des rats pour éviter toute chance d'avaler.
5. Commencez par la préservation de l'anesthésie.
   1. Pour les lapins,cathéterize (22 G protégé cathéter IV avec port d'injection, voir la Table des Matériaux) la veine de l'oreille. Maintenir une anesthésie équilibrée. Utilisez un stopcock à trois voies pour permettre plusieurs injections simultanées.
   2. Pour les rats, injectez 50 mg/kg d'hydrochlorure de kétamine et 0,5 mg/kg d'hydrochlorure de médetomidine intrapéritoyonne. Surveiller l'anesthésie avec une pincée d'orteil nocif pendant la chirurgie. Dans le cas d'une réaction, administrer un anesthésique supplémentaire.
6. Enregistrez les animaux sur la planche en position de supine et raassez de près l'emplacement de l'incision. Désinfecter la zone avec Betaseptic.
   1. Pour les lapins,désinfecter le cou, en particulier autour du muscle sternocleidomastoid.
   2. Pour lesrats, désinfecter la zone de la vessie à transversal du côlon.
7. Administrer l'oxygène à travers un masque tout au long de la chirurgie et maintenir la température du corps avec un coussin chauffant.

4. Préparation de l'artère

1. Pour de meilleurs résultats, disséquer complètement le vaisseau choisi du tissu environnant^9,10.
   1. Pour les rats, identifier la veine de la queue (moins invasive, de préférence utilisée pour les animaux survivants) ou disséquer une veine fémorale pour l'injection de fluorescéine^4,11.
      REMARQUE: Pour les lapins,aucune dissection supplémentaire des vaisseaux n'est nécessaire pour l'injection de fluorescéine que la veine de l'oreille est déjà utilisé pour l'anesthésie.
2. Placez un tampon blanc sous le récipient choisi pour augmenter le contraste avec le tissu environnant.
3. Concentrez la caméra montée sur le microscope sur l'artère disséquée.

5. Angiographie vidéo de fluorescein

1. Couvrir la seringue de 5 ml remplie de fluorescéine de sodium (100 mg/mL, voir le tableau des matériaux) de papier d'aluminium pour se protéger de l'exposition de la lumière. Éteignez les lumières (autant que possible) et injectez de la fluorescéine de sodium par voie intraveineuse. Injecter dans l'obscurité pour éviter le photoblanchiment.
   1. Pour les lapins,injectez 0,3 mL/kg de fluorescéine de sodium par le triple-stopcock dans la veine cathéterisée de l'oreille.
   2. Pour les rats, injecter 0,4 mL/kg de fluorescéine de sodium dans la veine fémorale par l'intermédiaire d'un cathéter ou d'une aiguille de 25 G.
2. Rincer l'aiguille ou le cathéter avec une solution saline de 0,5 ml pour s'assurer que tout le colorant est injecté.
3. Illuminez le champ chirurgical avec la lampe de poche modifiée.
4. Commencez le tournage avec la caméra modifiée. Le flux sanguin devrait être visible quelques secondes après l'injection (Figure 1).
   REMARQUE : Ici, nous avons utilisé la fréquence d'image de 50 images/s, la longueur focale de 70 mm et le F3.4.

6. Analyse macroscopique

1. Reséquez les anévrismes et le complexe de l'artère parente, et évaluez la patency macroscopiquement en ouvrant l'artère parente avec des micro-ciseaux et évaluez le lumen de l'artère parente et de l'orifice de l'anérisme (voir Figure 1, 2)⁹. Mesurer la taille des anévrismes. Le complexe anévrisme-parent-artère peut alors être stocké pour une analyse plus approfondie (par exemple, histologie).

Résultats

La fréquence cardiaque et la tension artérielle ont été surveillées pendant la chirurgie. La fréquence cardiaque moyenne était de 193/min chez les lapins et de 196/min chez les rats. Le poids corporel des lapins variait de 3,05 à 4,18 kg, et les rats pesaient de 335 à 690 g.

Nous avons été en mesure d'effectuer FVA dans huit lapins sur dix (Figure 1). Quatre examens d'anévrisme chez deux lapins n'ont pas été enregistrés avec la caméra en raison de ...

Discussion

FVA est une méthode prometteuse et simple pour examiner les navires chez les rongeurs et peut être effectuée avec des dispositifs commerciaux et de l'équipement sur le marché. FVA peut être mis en œuvre au cours de toute chirurgie où l'évaluation peropératoire de l'intégrité des navires est nécessaire que les vaisseaux ont besoin d'une dissection appropriée d'abord.

Les auteurs ont préféré l'injection veineuse à l'injection artérielle due au plus faible risque d'événements...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
For rabbits
Aluminium foil
Animal shaver
Black tape
Blue filter	Thorlabs MF475-35
Body warm plate
Camera	Sony NEX-5R
Catheter	22G Vasofix Safety
Disinfictant
Fluorescein sodium	Fluorescein Faure 10%
Glas plate
Green filter	Thorlabs MF539-43
Incontinence pad
Infusion pump	Perfusor Secura
Ketamine hydrochloride			any generic products
Needle	25G
Oxygen
Ringer's Solution
Sterile sheets
Surgical instruments			micro forceps, micro scissor, blunt surgical scissor
Surgical microscope	OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
Syringe 2ml, 5ml, 50ml
Tape
Three-way-stopcock
Torch light
Xylazin			any generic products
For rats
Aluminium foil
Animal shaver
Black tape
Blue filter	Thorlabs MF475-35
Body warm plate
Camera	Sony NEX-5R
Disinfictant
Fluorescein sodium	Fluorescein Faure 10%
Green filter	Thorlabs MF539-43
Incontinence pad
Isoflurane
Ketamine hydrochloride			any generic products
Medetomidine hydrochloride			any generic products
Needle	25G
Oxygen
Plate
Ringer's Solution
Sterile sheets
Surgical instruments			micro forceps, micro scissor, blunt surgical scissor
Surgical microscope	OPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Germany
Syringe 2ml, 5ml
Tape
Torch light