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  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
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Résumé

Nous avons montré que la gravure de nano-architecture dans des dispositifs intracortical de microélectrode peut réduire la réponse inflammatoire et a le potentiel d'améliorer des enregistrements électrophysiologiques. Les méthodes décrites ci-contre décrivent une approche pour équerler les nano-architectures à la surface des microélectrodes intracorticales non fonctionnelles et fonctionnelles de silicium à tige unique.

Résumé

Grâce aux progrès de l'électronique et de la technologie de fabrication, les microélectrodes intracorticales ont subi des améliorations substantielles permettant la production de microélectrodes sophistiquées avec une plus grande résolution et des capacités accrues. Les progrès de la technologie de fabrication ont soutenu le développement d'électrodes biomimétiques, qui visent à s'intégrer de façon transparente dans le parenchyme cérébral, à réduire la réponse neuroinflammatoire observée après l'insertion d'électrodes et à améliorer la qualité et longévité des enregistrements électrophysiologiques. Ici, nous décrivons un protocole pour employer une approche biomimétique récemment classée comme nano-architecture. L'utilisation de la lithographie focalisée de faisceau d'ions (FIB) a été employée dans ce protocole pour définir des dispositifs spécifiques de nano-architecture dans la surface des microélectrodes intracorticales non fonctionnelles et fonctionnelles de tige simple. L'enchautreisation des nano-architectures dans la surface de l'électrode a indiqué des améliorations possibles de la biocompatibilité et de la fonctionnalité du dispositif implanté. Un des avantages de l'utilisation de fib est la capacité à émousser sur les dispositifs manufacturés, par opposition à lors de la fabrication de l'appareil, facilitant les possibilités illimitées de modifier de nombreux dispositifs médicaux après la fabrication. Le protocole présenté ci-contre peut être optimisé pour divers types de matériaux, caractéristiques nano-architecture et types d'appareils. L'augmentation de la surface des dispositifs médicaux implantés peut améliorer les performances et l'intégration de l'appareil dans le tissu.

Introduction

Les microélectrodes intracorticales (IME) sont des électrodes invasives qui fournissent un moyen d'interfaçage direct entre les dispositifs externes et les populations neuronales à l'intérieur du cortex cérébral1,2. Cette technologie est un outil inestimable pour enregistrer les potentiels d'action neuronale afin d'améliorer la capacité des scientifiques à explorer la fonction neuronale, à faire progresser la compréhension des maladies neurologiques et à développer des thérapies potentielles. La microélectrode intracorticale, utilisée dans le cadre des systèmes d'interface de machine cérébrale (IMC), permet l'enregistrement des potentiels d'action d'un individu ou de petits groupes de neurones pour détecter les intentions motrices qui peuvent être utilisées pour produire des sorties fonctionnelles3. En fait, les systèmes d'IMC ont été utilisés avec succès à des fins prothétiques et thérapeutiques, telles que le contrôle sensoriel acquis du rythme pour faire fonctionner un curseur informatique chez les patients atteints de sclérose latérale amyotrophique (SLA)4 et les lésions de la moelle épinière5 et la restauration du mouvement chez les personnes souffrant de tétraplégie chronique6.

Malheureusement, les IME ne parviennent souvent pas à enregistrer uniformément au fil du temps en raison de plusieurs modes de défaillance qui comprennent des facteurs mécaniques, biologiques et matériels7,8. La réponse neuroinflammatoire se produisant après l'implantation d'électrode est pensée pour être un défi considérable contribuant à l'échec d'électrode9,10,11,12,13,14. La réponse neuroinflammatoire est initiée lors de l'insertion initiale de l'IME qui coupe la barrière hémato-encéphalique, endommage le parenchyme cérébral local et perturbe les réseaux glial et neuronal15,16. Cette réponse aigue est caractérisée par l'activation des cellules gliales (microglia/macrophages et astrocytes), qui libèrent des molécules pro-inflammatoires et neurotoxiques autour du site de l'implant17,18,19,20. L'activation chronique des cellules gliales a comme conséquence une réaction de corps étrangère caractérisée par la formation d'une cicatrice gliale isolant l'électrode du tissu sain de cerveau7,9,12,13,17,21,22. En fin de compte, entravant la capacité de l'électrode à enregistrer les potentiels d'action neuronale, en raison de la barrière physique entre l'électrode et les neurones et la dégénérescence et la mort des neurones23,24,25.

L'échec précoce des microélectrodes intracorticales a entraîné des recherches considérables dans le développement des électrodes de prochaine génération, en mettant l'accent sur les stratégies biomimétiques26,27,28,29,30. D'intérêt particulier pour le protocole décrit ici, est l'utilisation de la nano-architecture comme une classe d'altérations de surface biomimétique pour les IME31. Il a été établi que les surfaces imitant l'architecture de l'environnement naturel in vivo ont une réponse biocompatible améliorée32,33,34,35,36. Ainsi, l'hypothèse qui oblige ce protocole est que la discontinuité entre l'architecture rugueuse du tissu cérébral et l'architecture lisse des microélectrodes intracorticales peut contribuer à la réponse neuro-inflammatoire et chronique du corps étranger aux IME implantés (pour un examen complet de Kim et al.,31). Nous avons déjà montré que l'utilisation de caractéristiques nano-architecture similaires à l'architecture de matrice extracellulaire du cerveau réduit les marqueurs inflammatoires des astrocytes à partir de cellules cultivées sur des substrats nano-architectured, par rapport aux surfaces de contrôle plat dans les modèles in vitro et ex vivo de neuroinflammation37,38. En outre, nous avons montré l'application de la lithographie focalisée de faisceau d'ions (FIB) pour équerler les nano-architectures directement sur les sondes de silicium a eu comme conséquence la viabilité neuronale sensiblement accrue et l'expression inférieure des gènes pro-inflammatoires des animaux implantés avec les sondes de nano-architecture comparées au groupe de contrôle lisse26. Par conséquent, le but du protocole présenté ici est de décrire l'utilisation de la lithographie FIB pour équeter les nano-architectures sur les dispositifs intracortical de microélectrode manufacturés. Ce protocole a été conçu pour réduire les caractéristiques de la taille d'une nano-architecture dans les surfaces de silicium des jarrets de microélectrodes intracorticales en utilisant des processus automatisés et manuels. Ces méthodes sont simples, reproductibles, et peuvent certainement être optimisées pour divers matériaux d'appareil et tailles d'entitédésirée désirées.

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Protocole

REMARQUE : Faites les étapes suivantes tout en portant l'équipement de protection individuelle approprié, comme une blouse de laboratoire et des gants.

1. Montage de sonde de silicium non fonctionnelle pour la lithographie focalisée de faisceau d'ion (FIB)

REMARQUE : Pour la procédure complète décrivant la fabrication de la plaquette SOI avec les 1 000 sondes, veuillez consulter Ereifej et al.,39.

  1. Isolez une bande de 2-3 sondes de silicium du silicium sur l'isolant (SOI) plaquette contenant 1000 sondes. Ne fabriquez pas de bandes contenant plus de trois sondes de silicium. Cela peut augmenter les chances de montage lâche et peut causer un désalignement résultant en la FIB à la gravée incorrecte.
    REMARQUE : Les bandes/sondes qui ne sont pas fermement assises sur le talon d'aluminium peuvent causer deux complications : 1) lorsque l'étape se déplace pour travailler sur la section suivante, qu'il y aura des vibrations et que le fraisage ne sera pas précis tant que la sonde ne s'installera pas et 2) elle peut causer une variation élevée et être hors du plan de mise au point.
    1. Tout en portant des gants, utilisez des forceps fins pour faire pression autour des sondes pour briser une petite section contenant deux à trois sondes.
  2. Nettoyez soigneusement la sonde de silicium de toute la poussière et les débris avant la gravure FIB. Préparer une plaque de polystyrène de 6 puits en taper 3 ml/puits d'éthanol à 95 % dans trois puits.
    1. Prenez soigneusement la bande coupée des sondes de silicium à l'aide de pointefine ou de forceps sous vide et placez-la dans une passoire cellulaire. Placez une seule bande de sondes de silicium par passoire pour éviter de briser les sondes. Placez la passoire contenant la bande de sondes de silicium dans le premier puits contenant 95% d'éthanol pour le nettoyage. Garder la passoire dans le premier puits pendant 5 min.
    2. Déplacez la passoire contenant les sondes de silicium du premier puits et placez-la dans le deuxième puits contenant 95 % d'éthanol pendant 5 min. Répétez une fois de plus dans le troisième puits.
    3. Placez la passoire contenant les sondes de silicium nettoyées sur une plaque de polytetrafluoroéthylène pour sécher à l'air. Faites cette étape dans une hotte stérile pour éviter la contamination par la poussière.
  3. Placez la bande séchée à l'air des sondes de silicium dans un récipient scellé pour le transport vers le SEM-FIB. Enveloppez la passoire contenant les échantillons séchés à l'air d'une pellicule de papier d'aluminium ou de plastique pour le transport et/ou l'entreposage afin de maintenir le nettoyage.
  4. Utilisez des pointes fines ou des forceps à vide pour ramasser soigneusement la bande propre des sondes de silicium et les placer sur un talon d'aluminium propre (utilisé pour l'imagerie SEM-FIB / gravure) pour se préparer pour le montage.
  5. Utilisez un cure-dent (ou un autre instrument à pointe fine comme un fil électrique mince), pour placer une petite goutte (10 l) de peinture argentée sur le bord du substrat de silicium entourant les sondes. Fixez la bande vers le bas en répandant la peinture argentée autour des côtés du substrat de silicium entourant la sonde. Laisser sécher complètement la peinture argentée avant de placer le talon d'aluminium dans le SEM-FIB.
    REMARQUE: Veillez à ne pas obtenir de peinture argentée sur la tige de l'électrode parce que c'est la partie qui sera gravée. Si la bande de sondes n'est pas solidement ancrée dans le talon d'aluminium, la bande peut se déplacer pendant le traitement ou avoir un plan focal différent, ce qui entraîne un broyage incorrect par la FIB. Plusieurs bandes de sondes de silicium peuvent être montées sur le même talon d'aluminium, en s'assurant qu'il y a suffisamment d'espace entre les bandes pour permettre l'enlèvement du talon après la gravure. Cela permettra une gravure plus efficace de plusieurs sondes à l'aide de la fonctionnalité automatisée décrite ci-dessous.

2. Alignement de la FIB sur les sondes de silicium

  1. Cliquez sur le bouton d'évent dans l'onglet de commande du faisceau pour évacuer la chambre. Appuyez sur Shift-F3 pour effectuer la scène à domicile. Confirmez la sélection en sélectionnant le bouton Home Stage dans la fenêtre popup.
    REMARQUE : L'exécution de l'opération de scène à la maison est une étape préventive pour s'assurer que l'axe de scène sont lus correctement par le logiciel et le microscope est en bon état.
  2. Une fois la scène d'accueil terminée, déplacez la scène pour coordonner X 70 mm, Y , 70 mm, Z et 0 mm, T et 0, R et 0. Une fois que la chambre est ventilée, mettez des gants nitriles propres et ouvrez la porte de la chambre.
    REMARQUE : Selon l'application de l'utilisateur précédent, il peut être nécessaire de changer l'adaptateur de scène. Les adaptateurs de scène standard (p. ex., style FEI) peuvent être enlevés en dévissant le boulon central dans le sens inverse des aiguilles d'une montre et installés en baisant dans le sens des aiguilles d'une montre dans la plaque de rotation de la scène.
  3. Insérez le talon d'aluminium tenant les sondes dans le haut de l'adaptateur de scène. Fixez le talon d'aluminium en resserrant la vis de jeu sur le côté de l'adaptateur de scène. Utilisez la clé hexagonale de 1,5 mm pour cette tâche.
  4. Ajustez la hauteur de l'adaptateur de scène en tournant l'adaptateur dans le sens des aiguilles d'une montre pour l'abaisser ou dans le sens inverse des aiguilles d'une montre pour le soulever. Fixez l'adaptateur de scène à la plaque de rotation en tournant le cône de verrouillage dans le sens des aiguilles d'une montre jusqu'à ce que l'écrou soit bien fixe contre la plaque de rotation de l'étape. Maintenez l'adaptateur de scène avec l'autre main pour empêcher la rotation de l'adaptateur et des échantillons tout en resserrant l'écrou de cône de verrouillage.
    REMARQUE : Utilisez la jauge de hauteur fournie pour déterminer la hauteur appropriée. Le dessus du talon d'aluminium doit être de la même hauteur que la ligne maximale indiquée sur la jauge de hauteur. Le serrage excessif de l'écrou de cône peut causer des dommages à la scène et à l'adaptateur. Utilisez seulement assez de force pour sécuriser les échantillons.
  5. Acquérir une image de caméra de navigation. Faites basculer soigneusement le bras de la caméra de navigation jusqu'à ce qu'il s'arrête. L'étape du microscope se déplacera automatiquement vers une position sous la caméra. Regardez l'image en direct montrée dans Quadrant 3 de l'interface utilisateur du microscope (Interface utilisateur).
    1. Une fois que l'auto de niveau de luminosité s'ajuste à un niveau approprié, acquérir l'image en appuyant sur le bouton vers le bas sur le support de la caméra. Assurez-vous d'attendre que l'acquisition d'image entière se termine, ce qui est indiqué par un symbole de pause apparaissant dans Quadrant 3 et l'éclairage de la caméra s'ébutant. Cela prend environ 10 s. Swing le bras de la caméra de retour à la position fermée. La scène sera de retour à la position d'origine.
  6. Fermez soigneusement la porte de la chambre de microscope. Regardez l'image de la caméra CCD dans Quadrant 4 tout en fermant la porte. Assurez-vous que les échantillons et le stade sont à une distance sécuritaire de tout composant critique dans la chambre de microscope.
  7. Sélectionnez la flèche vers le bas à côté du bouton De la pompe dans l'onglet de contrôle du faisceau. Sélectionnez pompe avec bouton de nettoyage d'échantillon dans le logiciel d'interface à vide pour démarrer la pompe à vide de chambre et construit dans le nettoyeur de plasma. Assurez-vous que la porte est scellée en poussant doucement sur la face de la porte pendant que la pompe est en marche. Attendez environ 8 min pour le temps de pompage et le cycle de nettoyage du plasma pour la chambre de microscope à compléter.
    REMARQUE : Un joint sous vide peut être confirmé en tirant doucement sur la porte de la chambre, qui doit rester fermée si le système est sous vide.
  8. Une fois que l'icône dans le coin inférieur droit de l'interface uI devient verte, appuyez sur le bouton Wake-Up dans l'onglet de contrôle du faisceau qui allume les faisceaux d'électrons et d'ions. Sélectionnez quadrant 1 et définir le signal de faisceau au faisceau d'électrons (si ce n'est déjà réglé), définir quadrant 2 à faisceau ionique (si ce n'est déjà réglé).
    1. Définir la tension SEM à 5 kV, définir le faisceau SEM courant à 0,20 nA, définir le détecteur SEM à ETD, définir le mode détecteur à L'électron secondaire. Définir la tension FIB à 30 kV, définir le faisceau FIB courant à 24 pA, définir le détecteur FIB au détecteur ICE, définir le mode détecteur à l'électron secondaire.
  9. Double clic sur la sonde de silicium dans l'image de la caméra de navigation, quadrant 3 pour déplacer la scène à l'emplacement approximatif de la sonde. Cliquez sur le quadrant 1 pour le sélectionner comme quadrant actif et appuyez sur le bouton pause pour démarrer la numérisation SEM. Définir le temps d'assistance d'analyse à 300 ns et désactiver l'entrelacement de balayage, l'intégrationde ligne , et la moyenne du cadre. Réglez la rotation d'analyse à 0 dans l'onglet de commande du faisceau et cliquez à droite sur l'ajusteur 2d de décalage de faisceau et sélectionnez zéro.
  10. Ajustez le grossissement à la valeur minimale en tournant le bouton de grossissement dans le sens inverse des aiguilles d'une montre sur le panneau MUI. Ajustez la luminosité et le contraste de l'image à l'aide des boutons du panneau MUI ou de l'icône de la barre d'outils Auto Contrast Brightness.
  11. Déplacez la scène soit en cliquant deux fois à gauche sur une fonctionnalité pour la centrer, soit en appuyant sur la roue de la souris et en activant le mode souris joystick. Déplacez la sonde de silicium désirée pour être modelée dans le centre de l'image SEM.
  12. Localisez un bord ou d'autres caractéristiques telles qu'une particule de poussière ou une égratignure. Augmenter le grossissement à 2 000x en tournant le bouton de grossissement dans le sens des aiguilles d'une montre. Ajustez la mise au point de la SEM en tournant les boutons grossiers et fins de mise au point sur le MUI jusqu'à ce que l'image soit au point. Une fois que l'image est au point, sélectionnez l'échantillon de lien Z au bouton de distance de travail dans la barre d'outils.
  13. Confirmer que l'opération a été complétée en regardant la coordonnées de l'axe Z dans l'onglet de navigation. La valeur doit être d'environ 11 mm. Type en 4,0 mm dans la position de l'axe Z et appuyez sur le bouton Go To avec la souris ou appuyez sur la touche d'entrée sur le clavier et la scène se déplacera à 4 mm de distance de travail.
  14. Déplacez la scène en X et Y pour localiser l'épaule de la sonde de silicium. Placez-le le plus près possible du centre du SEM. Changez l'inclinaison de l'étape à 52 degrés en tapant dans «52» dans la coordonnées T et en frappant entrer. Observez si l'épaule de la sonde semble se déplacer vers le haut ou vers le bas dans l'image. Utilisez le curseur Stage Z pour ramener l'épaule de la sonde au centre de l'image SEM. N'ajustez que la position Z, ne bougez pas l'axe X, Y, T ou R.
  15. Exécutez la commande «xT Align Feature» intégrée dans le menu de descente de scène. Utilisez la souris pour cliquer sur deux points parallèles au bord de la sonde. Assurez-vous que le bouton radio horizontal est sélectionné dans la fenêtre popup et cliquez sur la finition. La scène tournera pour aligner la sonde avec l'axe X de la scène. Ajuster la scène dans X,Y en utilisant la souris pour mettre l'épaule inférieure de la sonde au centre de l'image SEM à nouveau.
    REMARQUE : Le premier point doit être vers l'adhérence de la sonde et le deuxième point doit être vers le point de la sonde.
  16. Sélectionnez le FIB dans le quadrant 2 et assurez-vous que le courant du faisceau est toujours 24 pA. Définir le grossissement à 5000x et le temps d'arrêt à 100 ns. Tapez Ctrl-F sur le clavier pour définir la mise au point FIB à 13,0 mm. Dans l'onglet de contrôle du faisceau, cliquez à droite dans l'ajusteur 2d et sélectionnez zéro et, aussi, cliquez à droite dans l'ajusteur Beam Shift 2d et sélectionnez zéro. Définir la rotation d'analyse à 0 degrés et appuyer sur le bouton de luminosité de contraste automatique dans la barre d'outils.
  17. Recherchez une image de l'épaule de la sonde dans le quadrant 2. Utilisez l'outil instantané pour acquérir une image avec la FIB. Confirmer l'épaule de la sonde est au centre de l'image FIB, sinon, double clic sur l'épaule de la sonde pour le déplacer au centre. Déplacez la scène vers la gauche en poussant la touche de flèche gauche sur le clavier environ 10-15 fois. Prenez un autre instantané et observez si le côté de la sonde est toujours au centre de la FIB.
    REMARQUE : Si ce n'est pas le cas, la rotation de l'étape doit être ajustée légèrement. Si la sonde est au-dessus du centre d'image, la scène doit être tournée dans la direction négative. Si la sonde est au-dessous du centre, la scène doit être tournée dans le sens des aiguilles d'une montre. Entrez une rotation compucentrique relative de 0,01 à 0,2 degré selon la manière nécessaire pour aligner la sonde.
  18. Répétez les étapes 2.16 à 2.17 autant de fois que nécessaire jusqu'à ce que le bord de l'épaule de la sonde soit parfaitement aligné avec l'axe X de la scène, (le bord reste au centre de la FIB tout en se déplaçant à gauche).
  19. À l'aide de la FIB, déplacez la scène vers l'épaule inférieure de la sonde. Enregistrez la position de l'étape dans la liste de position en cliquant sur le bouton Ajouter. Changer le courant de faisceau FIB à 2,5 nA et assurez-vous que le grossissement de la FIB est encore 5000x. Exécutez la fonction de contraste de luminosité automatique et fixez le temps d'arrêt FIB à 100 ns.
  20. Appuyez sur le bouton pause pour commencer la numérisation. Ajustez la mise au point FIB et l'astigmatisme, aussi rapidement et précisément que possible, en utilisant les boutons de mise au point grossier et fine, et les boutons de stigmatisation X et Y sur le panneau MUI. Appuyez sur le bouton pause pour arrêter la numérisation FIB.

3. Rédaction d'un processus automatisé pour l'étanchéité

  1. Démarrez le logiciel en le situant dans le menu de démarrage Windows (c.-à-d., Start-Programs-FEI Company-Applications-Nanobuilder). Placez la fenêtre logicielle sur le moniteur latéral afin que l'interface du jour ne soit pas recouverte. Ouvrez le fichier pour le modelage des sondes de silicium en cliquant sur le fichier, puis ouvrez. Dirigez le navigateur Windows vers l'emplacement du script logiciel(Fichier supplémentaire 1 - le nom du fichier est "Case_Western_2000_micron_Final_11H47M_runtime.jbj").
  2. Dans le logiciel, sélectionnez le menu de décalence de microscope et sélectionnez l'origine de l'étape Set. Dans le logiciel, sélectionnez le menu de décrochage microscope, puis sélectionnez Détecteurs de calibre.
  3. Sur l'interface du microscope, cliquez sur Quad 1 une fois avec la souris pour sélectionner Quad 1. Ignorer les autres instructions indiquées dans la fenêtre popup, ils ne sont pas nécessaires pour ce projet. Cliquez OK pour commencer l'étalonnage. Le processus prendra environ 5 min. Assurez-vous que les détecteurs ETD et ICE calibrent. Il est ok si d'autres détecteurs ont des défaillances d'étalonnage.
  4. Dans le logiciel, sélectionnez le menu de décaissement du microscope et choisissez Execute pour démarrer la séquence de modelage. Lorsque le modèle est terminé, fermez le logiciel.
    REMARQUE : Le logiciel prendra en charge les quads 3 et 4 pour les fonctions de modelage et d'alignement. Le script prendra environ 12 h pour fonctionner. Pendant que le script est en cours d'exécution, ne modifiez aucun paramètre sur le microscope.
  5. Frappez "Vent" dans l'onglet de commande du faisceau d'interface à faisceau d'interface uI du microscope pour arrêter les faisceaux de microscope et démarrer le cycle d'évent. Pendant que la chambre s'évacue, déplacez la scène pour coordonner X 70 mm, Y , 70 mm, Z et 0 mm, T, 0, R et 0. Une fois que la chambre est ventilée, mettez des gants nitriles propres et ouvrez la porte de la chambre.
  6. Relâchez la vis de l'ensemble sur l'adaptateur de talon à l'aide de la clé hexagonale de 1,5 mm. Retirez le talon d'aluminium contenant la sonde à motifs de la chambre. Fermez soigneusement la porte de la chambre de microscope. Regardez l'image de la caméra CCD dans Quadrant 4 tout en fermant la porte. Assurez-vous que l'adaptateur de scène est à une distance sécuritaire de tout composant critique dans la chambre de microscope.
  7. Sélectionnez la flèche vers le bas à côté du bouton De la pompe dans l'onglet de commande du faisceau. Sélectionnez le bouton Pompe pour démarrer la pompe à vide de chambre. Assurez-vous que la porte est scellée en poussant doucement sur la face de la porte pendant que la pompe est en marche.
    REMARQUE : Un joint sous vide peut être confirmé en tirant doucement sur la porte de la chambre, qui doit rester fermée si le système est sous vide. Le temps de pompage sera d'environ 5 min. Un seul côté de la sonde peut être gravé au cours d'une seule course.
  8. Si le côté avant et arrière de la sonde nécessite une gravure, retirez soigneusement la bande gravée des sondes de silicium après avoir vérifié la gravure finale et l'imagerie de la face avant (si des images sont nécessaires). Dissoudre la peinture argentée avec de l'acétone, en tamponnant prudemment/ brossant l'acétone sur la peinture argentée. Tournez soigneusement la bande vers l'arrière, re-monter, aligner et la betterave en suivant les étapes décrites ci-dessus.

4. Vérification de l'etch final et de l'imagerie

  1. Une fois le fraisage terminé, vérifiez l'uniformité des différentes sections à l'aide de l'imagerie SEM à un grossissement plus élevé.
    REMARQUE : L'imagerie à l'angle incliné permet une meilleure évaluation de la variation de la profondeur de fraisage. Une attention particulière devrait être accordée aux régions de transition entre les lieux de fraisage.
  2. Imagez à nouveau les échantillons après le mouture à l'effime avec un microscope optique.
    REMARQUE : Les lignes périodiques moulues donnent un effet de réfraction donnant lieu à différentes couleurs en fonction de l'angle d'imagerie. Si la couleur n'est pas continue avec la sonde qui est une indication claire de la perturbation dans les lignes moulues.

5. Montage d'une sonde de silicium fonctionnelle pour l'étrage FIB

  1. Retirez délicatement l'électrode de silicium fonctionnelle de son emballage. Utilisez des forceps pour soulever soigneusement l'onglet de protection en plastique qui recouvre l'étage de la tête. Commencez à soulever un coin de l'onglet à partir de la colle collante le tenant en place et continuez à soulever jusqu'à ce que l'électrode entière soit enlevée.
  2. Serrez soigneusement l'électrode avec des hemostats pour se préparer au montage dans le cadre stéréotaxique. Tout en tenant l'onglet couvert avec les forceps, placez délicatement les hemostats courbés autour de l'arbre vert au-dessus de la tige de silicium, avec la partie courbée des hemostats orientéevers vers le haut vers l'onglet. Verrouillez les hemostats en place pour s'assurer que l'électrode ne tombera pas de les hemostats.
  3. Retirez délicatement l'onglet de protection en plastique qui recouvre l'étage de la tête. Tout en tenant l'électrode avec les hemostats, coupez soigneusement l'électrode dans le cadre stéréotaxique pour le nettoyage.
  4. Remplir 3 plats Petri avec 95 % d'éthanol (10 ml par plat de pétri). Placez le plat Petri sous l'électrode qui est montée dans le cadre stéréotaxique pour le nettoyage. Baissez lentement l'électrode en retournant le micromanipulateur vers le bas (100 m/s) de sorte que la tige soit immergée dans l'éthanol à 95 %.
    REMARQUE : Veillez à ne pas tourner le micromanipulateur trop vite ou trop profond, ce qui peut provoquer la rupture de l'électrode (c.-à-d., l'électrode ne doit pas toucher le plat Petri).
  5. Laissez la tige d'électrode dans l'éthanol à 95 % pendant 5 min, puis soulevez lentement l'électrode de l'éthanol de 95 % en tournant le micromanipulateur vers le haut (100 m/s). Répétez cette étape deux fois de plus, pour un total de trois lavages. Laisser sécher l'électrode pendant cinq minutes.
  6. Utilisez la même technique pour monter l'électrode dans le cadre stéréotaxique, pour enlever l'électrode du cadre stéréotaxique. Placez soigneusement les hemostats autour de l'arbre de l'électrode. Une fois que les hemostats sont serrés, relâchez l'électrode du cadre stéréotaxique, retournez l'onglet de protection en plastique couvrant l'étage de tête, et remettez l'électrode nettoyée dans son emballage.

6. Gravure sonde de silicium fonctionnelle à l'aide de FIB

  1. Montez l'électrode de silicium fonctionnelle nettoyée sur un support en aluminium. Prenez soigneusement l'électrode de silicium fonctionnelle nettoyée à l'aide de forceps et retirez l'onglet protecteur de la scène. Placez la tige d'électrode sur le talon d'aluminium afin qu'elle ne pende pas sur n'importe quel bord, puis en utilisant un petit morceau de ruban adhésif Cu ou de ruban conducteur de carbone, épinglez la tête solidement au talon d'aluminium.
    REMARQUE : Alternativement, un support de clip à profil bas peut être utilisé pour maintenir l'électrode vers le bas. Veillez à ne pas toucher la tige d'électrode.
  2. Suivant les étapes décrites ci-dessus (section 2), placez l'électrode à la hauteur eucentrique et assurez-vous que l'électrode est au point de coïncidence des faisceaux SEM et FIB. Alignez la tige avec la direction "X" de la scène.
  3. Définir la FIB au courant optimal pour moudre la nano-architecture requise et assurez-vous que la mise au point et la stigmatisation sont correctement corrigées. Préparer un éventail de lignes avec l'espacement et la longueur désirés pour couvrir le champ de vision de la tige (sections de 500 m). Ajustez les longueurs de ligne lorsque la gravure descend la tige jusqu'aux sections plus minces.
    REMARQUE : Lors de la gravure de l'électrode fonctionnelle, il n'est pas possible d'ajouter des marques fiduciales pour automatiser le processus. Par conséquent, le déplacement entre les sous-sections (500 m) se fait manuellement.
  4. Une fois le fraisage de la première section terminé, assurez-vous de vérifier la qualité du fraisage avant de passer à la section suivante. Répétez l'étape 6.3 pour équerquer la section suivante de la tige. Alignez les lignes moulues de la section précédente aux modèles utilisés pour la section suivante afin d'éviter de grands écarts entre les pistes.

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Résultats

FIB Etched Nano-architecture sur les surfaces des sondes intracorticales Single Shank
Utilisant les méthodes décrites ici, les sondes intracorticales ont été gravées avec des nano-architectures spécifiques suivant les protocoles établis39. Les dimensions et la forme de la conception nano-architecture décrite dans ces méthodes ont été mises en œuvre à partir de résultats in vitro précédents représentant une diminution de la réactivité des cellules gliales lors...

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Discussion

Le protocole de fabrication décrit ici utilise la lithographie focalisée de faisceau d'ions pour effectivement et reproductiblement éduquer des nano-architectures dans la surface des microélectrodes de silicium de tige simple non fonctionnelles et fonctionnelles. La lithographie focalisée du faisceau d'ions (FIB) permet l'ablation sélective de la surface du substrat à l'aide d'un faisceau d'ions finement focalisé50,51. FIB est une technique d'écriture di...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Cette étude a été soutenue par les prix du Département des anciens combattants des États-Unis pour la recherche et le développement en réadaptation : #RX001664-01A1 (CDA-1, Ereifej) et #RX002628-01A1 (CDA-2, Ereifej). Le contenu ne représente pas les vues du ministère des Anciens Combattants des États-Unis ou du gouvernement des États-Unis. Les auteurs tient à remercier FEI Co. (maintenant partie de Thermofisher Scientific) pour l'aide du personnel et l'utilisation de l'instrumentation, qui a aidé à développer les scripts utilisés dans cette recherche.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
16-Channel ZIF-Clip HeadstageTucker Davis TechnologiesZC16The headstage and headstage holder may need to be changed, depending on the electrode used. https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html
1-meter cable, ALL spring wrappedThomas Scientific1213F04Any non treated petri dish will suffice. https://www.thomassci.com/Laboratory-Supplies/Cell-Culture-Dishes/_/Non-Treated-Petri-Dishes?q=petri%20dish%20cell%20culture
32-Channel ZIF-Clip Headstage HolderTucker Davis TechnologiesZ-ROD32The headstage and headstage holder may need to be changed, depending on the electrode used. https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html
Acetone, Thinner/Extender/Cleaner, 30mlTed Pella16023https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062
Baby-Mixter HemostatFine Science Tools13013-14Any curved hemostat will suffice. https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Hemostats/Baby-Mixter-Hemostat
Carbon Conductive Tape, Double CoatedTed Pella16084-7The protocol suggested three options for mounting the functional electrode to the aluminum stub (copper or carbon conductive tape or a low profile clip. We utilized the carbon conductive tape in our study. https://www.tedpella.com/semmisc_html/semadhes.htm
Corning Costar Not Treated Multiple Well Plates - 6 wellSigma AldrichCLS3736-100EAAny non-treated 6 well plate will suffice. https://www.sigmaaldrich.com/catalog/substance/
Dumont #5 Fine ForcepsFine Science Tools11251-30Either this fine forceps or the vacuum pump will suffice. https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Dumont-Forceps/Dumont-5-Forceps/11251-30
Ethanol, 190 proof (95%), USP, Decon LabsFisher Scientific22-032-600Any 95% ethanol will suffice. https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-190-proof-95-usp-decon-labs-10/22032600
Falcon Cell StrainerFisher Scientific08-771-1https://www.fishersci.com/shop/products/falcon-cell-strainers-4/087711
FEI, Tescan, Zeiss (also for Philips, Leo, Cambridge, Leica, CamScan), aluminum, grooved edge, Ø32mmTed Pella16148Depending on the SEM machine used, you may need a different size stub. https://www.tedpella.com/SEM_html/SEMpinmount.htm#_16180
Fisherbrand Aluminum Foil, Standard-gauge rollFisher Scientific01-213-101Any aluminum foil will suffice. https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-aluminum-foil-7/p-306250
Fisherbrand Low- and Tall-Form PTFE Evaporating DishesFisher Scientific02-617-149Any Teflon plate will suffice, this is used to dry the probes after washing on a surface they will not stick onto. https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-low-tall-form-ptfe-evaporating-dishes-12/p-88552
Michigan-style silicon functional electrodeNeuroNexusA1x16-3mm-100-177http://neuronexus.com/electrode-array/a1x16-3mm-100-177/
Model 1772 Universal holderKOPFModel 1772Other stereotaxic frames and accessories will suffice. http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/
Model 900-U Small Animal Stereotaxic InstrumentKOPFModel 900-UOther stereotaxic frames and accessories will suffice. http://kopfinstruments.com/product/model-900-small-animal-stereotaxic-instrument1/
Model 960 Electrode Manipulator with AP Slide AssemblyKOPFModel 960Other stereotaxic frames and accessories will suffice. http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/
Parafilm M 10cm x 76.2m (4" x 250')Ted Pella807-5https://www.tedpella.com/grids_html/807-2.htm
PELCO Vacuum Pick-Up System, 220VTed Pella520-1-220Either this vacuum pump or the fine forceps will suffice. http://www.tedpella.com/grids_html/Vacuum-Pick-Up-Systems.htm#anchor-520
PELCO Conductive Silver PaintTed Pella16062https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062
SEM FIB FEI Helios 650 NanolabThermo Fisher ScientificHelios G2 650This is the specific focused ion beam and scanning electron microscope used in the protocol. The Nanobuilder software is what it comes with. If a different FIB instrument is used, it may not be completely compatible with the protocol, specifically the steps requiring the Nanobuilder software. https://www.fei.com/products/dualbeam/helios-nanolab/

Références

  1. Salcman, M., Bak, M. J. A new chronic recording intracortical microelectrode. Medical and Biological Engineering. 14 (1), 42-50 (1976).
  2. Im, C., Seo, J. -M. A review of electrodes for the electrical brain signal recording. Biomedical Engineering Letters. 6 (3), 104-112 (2016).
  3. Donoghue, J. Bridging the Brain to the World: A Perspective on Neural Interface Systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  4. Gilja, V., et al. Clinical translation of a high-performance neural prosthesis. Nature medicine. 21 (10), 1142-1145 (2015).
  5. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  6. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping in a person with tetraplegia through brain-controlled muscle stimulation: a proof-of-concept demonstration. Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  7. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  8. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. Journal of Neural Engineering. 10 (6), 066014(2013).
  9. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  10. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  11. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  12. Kozai, T. D., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neurosciences. 6 (1), 48-67 (2015).
  13. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  14. Michelson, N. J., et al. Multi-scale, multi-modal analysis uncovers complex relationship at the brain tissue-implant neural interface: new emphasis on the biological interface. Journal of Neural Engineering. 15 (3), 033001(2018).
  15. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  16. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  17. Ravikumar, M., et al. The Roles of Blood-derived Macrophages and Resident Microglia in the Neuroinflammatory Response to Implanted Intracortical Microelectrodes. Biomaterials. 0142 (35), 8049-8064 (2014).
  18. Hermann, J., Capadona, J. Understanding the Role of Innate Immunity in the Response to Intracortical Microelectrodes. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 46 (4), 341-367 (2018).
  19. Ereifej, E. S., et al. Implantation of Intracortical Microelectrodes Elicits Oxidative Stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , https://doi.org/10.3389/fbioe.2018.00009 (2018).
  20. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. S. Microglia-mediated neurotoxicity: uncovering the molecular mechanisms. Nature Reviews Neuroscience. 8 (1), 57-69 (2007).
  21. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  22. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nature Biomedical Engineering. 1 (11), 862(2017).
  23. Block, M. L., Zecca, L., Hong, J. -S. Microglia-mediated neurotoxicity: uncovering the molecular mechanisms. Nature Reviews Neuroscience. 8 (1), 57-69 (2007).
  24. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  25. Liu, X., et al. Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes. IEEE Transactions on Rehabilitation Engineering. 7 (3), 315-326 (1999).
  26. Ereifej, E. S., et al. The Neuroinflammatory Response to Nanopatterning Parallel Grooves into the Surface Structure of Intracortical Microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  27. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11 (5), 056014(2014).
  28. Wei, X., et al. Nanofabricated Ultraflexible Electrode Arrays for High-Density Intracortical Recording. Advanced Science. , 1700625(2018).
  29. Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002(2016).
  30. Chen, R., Canales, A., Anikeeva, P. Neural recording and modulation technologies. Nature Reviews Materials. 2 (2), 16093(2017).
  31. Kim, Y., et al. Nano-Architectural Approaches for Improved Intracortical Interface Technologies. Frontiers in Neuroscience. 12, (2018).
  32. Millet, L. J., Bora, A., Sweedler, J. V., Gillette, M. U. Direct cellular peptidomics of supraoptic magnocellular and hippocampal neurons in low-density co-cultures. ACS Chemical Neurosciences. 1 (1), 36-48 (2010).
  33. Ding, H., Millet, L. J., Gillette, M. U., Popescu, G. Actin-driven cell dynamics probed by Fourier transform light scattering. Biomedical Optical Express. 1 (1), 260-267 (2010).
  34. Kotov, N. A., et al. Nanomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 21 (40), 3970-4004 (2009).
  35. Curtis, A. S., et al. Cells react to nanoscale order and symmetry in their surroundings. IEEE Trans Nanobioscience. 3 (1), 61-65 (2004).
  36. Zervantonakis, I. K., Kothapalli, C. R., Chung, S., Sudo, R., Kamm, R. D. Microfluidic devices for studying heterotypic cell-cell interactions and tissue specimen cultures under controlled microenvironments. Biomicrofluidics. 5 (1), 13406(2011).
  37. Ereifej, E. S., et al. Nanopatterning effects on astrocyte reactivity. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101 (6), 1743-1757 (2013).
  38. Ereifej, E. S., Cheng, M. M. -C., Mao, G., VandeVord, P. J. Examining the inflammatory response to nanopatterned polydimethylsiloxane using organotypic brain slice methods. Journal of Neuroscience Methods. 217 (1-2), 17-25 (2013).
  39. Ereifej, E. S., et al. The Neuroinflammatory Response to Nanopatterning Parallel Grooves into the Surface Structure of Intracortical Microelectrodes. Advanced Functional Materials. 28 (12), 1704420(2018).
  40. Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).
  41. Mullen, R. J., Buck, C. R., Smith, A. M. NeuN, a neuronal specific nuclear protein in vertebrates. Development. 116 (1), 201-211 (1992).
  42. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  43. Sladek, Z., Rysanek, D. Expression of macrophage CD14 receptor in the course of experimental inflammatory responses induced by lipopolysaccharide and muramyl dipeptide. Veterinarni Medicina. 53 (7), 347-357 (2008).
  44. Janova, H., et al. CD14 is a key organizer of microglial responses to CNS infection and injury. Glia. , (2015).
  45. Ziegler-Heitbrock, H. W. L., Ulevitch, R. J. CD14: Cell surface receptor and differentiation marker. Immunology Today. 14 (3), 121-125 (1993).
  46. Lowenstein, C. J., Padalko, E. iNOS (NOS2) at a glance. Journal of Cell Science. 117 (14), 2865-2867 (2004).
  47. Aktan, F. iNOS-mediated nitric oxide production and its regulation. Life Sciences. 75 (6), 639-653 (2004).
  48. Kozai, T. D., et al. Comprehensive chronic laminar single-unit, multi-unit, and local field potential recording performance with planar single shank electrode arrays. Journal of Neurosciences Methods. 242, 15-40 (2015).
  49. Kozai, T. D., et al. Mechanical failure modes of chronically implanted planar silicon-based neural probes for laminar recording. Biomaterials. 37, 25-39 (2015).
  50. Raffa, V., Vittorio, O., Pensabene, V., Menciassi, A., Dario, P. FIB-nanostructured surfaces and investigation of bio/nonbio interactions at the nanoscale. IEEE Transactions on Nanobioscience. 7 (1), 1-10 (2008).
  51. Lehrer, C., Frey, L., Petersen, S., Ryssel, H. Limitations of focused ion beam nanomachining. Journal of Vacuum Science & Technology B: Microelectronics and Nanometer Structures Processing, Measurement, and Phenomena. 19 (6), 2533-2538 (2001).
  52. Watkins, R., Rockett, P., Thoms, S., Clampitt, R., Syms, R. Focused ion beam milling. Vacuum. 36 (11-12), 961-967 (1986).
  53. Veerman, J., Otter, A., Kuipers, L., Van Hulst, N. High definition aperture probes for near-field optical microscopy fabricated by focused ion beam milling. Applied Physics Letters. 72 (24), 3115-3117 (1998).
  54. Lanyon, Y. H., Arrigan, D. W. Recessed nanoband electrodes fabricated by focused ion beam milling. Sensors and Actuators B: Chemical. 121 (1), 341-347 (2007).
  55. Menard, L. D., Ramsey, J. M. Fabrication of sub-5 nm nanochannels in insulating substrates using focused ion beam milling. Nano Letters. 11 (2), 512-517 (2010).
  56. Ziberi, B., Cornejo, M., Frost, F., Rauschenbach, B. Highly ordered nanopatterns on Ge and Si surfaces by ion beam sputtering. Journal of Physics: Condensed Matter. 21 (22), 224003(2009).
  57. Reyntjens, S., Puers, R. A review of focused ion beam applications in microsystem technology. Journal of Micromechanics and Microengineering. 11 (4), 287(2001).
  58. Heyderman, L., David, C., Kläui, M., Vaz, C., Bland, J. Nanoscale ferromagnetic rings fabricated by electron-beam lithography. Journal of Applied Physics. 93 (12), 10011-10013 (2003).
  59. Baquedano, E., Martinez, R. V., Llorens, J. M., Postigo, P. A. Fabrication of Silicon Nanobelts and Nanopillars by Soft Lithography for Hydrophobic and Hydrophilic Photonic Surfaces. Nanomaterials. 7 (5), 109(2017).
  60. Eom, H., et al. Nanotextured polymer substrate for flexible and mechanically robust metal electrodes by nanoimprint lithography. ACS Applied Materials & Interfaces. 7 (45), 25171-25179 (2015).
  61. Li, K., Morton, K., Veres, T., Cui, B. 5.11 Nanoimprint Lithography and Its Application in Tissue Engineering and Biosensing. Comprehensive Biotechnology. , 125-139 (2011).
  62. Dong, B., Zhong, D., Chi, L., Fuchs, H. Patterning of conducting polymers based on a random copolymer strategy: Toward the facile fabrication of nanosensors exclusively based on polymers. Advanced Materials. 17 (22), 2736-2741 (2005).
  63. Dalby, M. J., Gadegaard, N., Wilkinson, C. D. The response of fibroblasts to hexagonal nanotopography fabricated by electron beam lithography. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 84 (4), 973-979 (2008).
  64. Tseng, A. A., Chen, K., Chen, C. D., Ma, K. J. Electron beam lithography in nanoscale fabrication: recent development. IEEE Transactions on Electronics Packaging Manufacturing. 26 (2), 141-149 (2003).
  65. Yang, Y., Leong, K. W. Nanoscale surfacing for regenerative medicine. Wiley Interdisciplinary Reviews: Nanomedicine and Nanobiotechnology. 2 (5), 478-495 (2010).
  66. Vermeij, T., Plancher, E., Tasan, C. Preventing damage and redeposition during focused ion beam milling: The "umbrella" method. Ultramicroscopy. 186, 35-41 (2018).

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