Livraison intrathécale d'Oligonucléotides antisens dans le système nerveux central de rat

Résumé

Ici, nous décrivons une méthode pour livrer des drogues au système nerveux central de rat en implantant un cathéter dans l'espace intrathécal lombaire de la colonne vertébrale. Nous nous concentrons sur la livraison des oligonucléotides d'antisens, bien que cette méthode soit appropriée pour la livraison d'autres modalités thérapeutiques aussi bien.

Résumé

La barrière hémato-encéphalique (BBB) est une défense importante contre l'entrée d'agents potentiellement toxiques ou pathogènes du sang dans le système nerveux central (SNC). Cependant, son existence réduit considérablement l'accessibilité des agents thérapeutiques administrés par le Système au SNC. Une méthode pour surmonter cela, est d'injecter ces agents directement dans le liquide céphalo-rachidien (CSF), contournant ainsi le BBB. Cela peut être fait par l'implantation d'un cathéter pour l'infusion continue à l'aide d'une pompe osmotique, ou pour la livraison de bolus unique. Dans cet article, nous décrivons un protocole chirurgical pour la livraison des oligonucléotides d'antisense ciblage de CNS (ASO) par l'intermédiaire d'un cathéter implanté directement dans l'espace d'equina de cauda de la colonne vertébrale adulte de rat. Comme résultats représentatifs, nous montrons l'efficacité d'une seule injection intrathécale bolus ASO (IT) par l'intermédiaire de ce système de cathétérique en faisant tomber l'ARN cible dans différentes régions du Rat CNS. La procédure est sûre, efficace et ne nécessite pas d'équipement coûteux ou d'outils chirurgicaux. La technique décrite ici peut être adaptée pour fournir des médicaments dans d'autres modalités ainsi.

Introduction

Le système vasculaire du système nerveux central (SNC) a évolué en tant que régulateur critique de l'homéostasie, contrôlant le trafic des molécules, fournissant des nutriments et se débarrassant des déchets. Ce système est également la première ligne de défense contre les attaques d'agents pathogènes externes, grâce à une distribution dense de jonctions serrées le long des parois des cellules endothéliales. Ces jonctions serrées constituent un aspect de la barrière hémato-encéphalique (BBB). Bien que le BBB permette le transport de molécules nécessaires pour répondre aux besoins en nutriments et en énergie (par exemple, ions, glucose), il limite également sélectivement le passage des agents pathogènes ainsi que des produits chimiques toxiques^1,2,3.

Ironiquement, la même fonction protectrice du BBB qui limite le passage des agents pathogènes et des produits chimiques toxiques est également le principal obstacle à notre capacité d'accéder facilement au SNC avec des traitements thérapeutiques après administration systémique à l'organisme^{2, 4,5}. Ce rôle de la BBB a incité le développement d'une pléthore de nouvelles technologies de distribution de médicaments et d'approches⁶.

Une façon de surmonter cet obstacle est d'injecter les médicaments directement dans le liquide céphalo-rachidien (CSF) qui perfuse continuellement à la fois le cerveau et la moelle épinière^7,8,9,10. Dans cet article, nous décrivons une méthode pour livrer avec succès des agents dans l'espace intrathécal lombaire en plaçant l'extrémité interne du cathéter complètement dans l'espace d'equina de cauda de la colonne vertébrale de rat. Une description de cette procédure a été précédemment publiée par Mazur et coll. elsewhere¹¹.

Le protocole est très efficace et produit un taux de réussite supérieur à 90 % de la livraison d'oligonucléotide antisens (ASO) au SNC lorsqu'il est évalué par l'analyse quantitative de la réaction en chaîne de polymérase (qPCR) du gène cible knockdown⁸. La procédure cause un inconfort minimal aux animaux, car 100% des rats survivent à la chirurgie et montrent un gonflement minimal autour de la plaie chirurgicale et aucun signe de détresse (par exemple, hyperactivité, déshydratation, encerclant, perte d'équilibre, diminution de l'apport alimentaire, et déshydratation) pendant l'observation postopératoire. Un autre avantage de la méthode décrite ici est qu'elle ne nécessite pas d'équipement coûteux, ni d'outils spéciaux.

Protocole

Toutes les procédures in vivo ont été effectuées dans le cadre des protocoles approuvés par le Biogen Institutional Animal Use and Care Committee (IACUC) qui suivent les lignes directrices énoncées par le guide des National Institutes of Health des États-Unis pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire.

1. Préparation du matériel et des instruments

1. Préparer les cannulas guide spécial.
   1. Utilisez un outil rotatif avec roue de coupure (ou scie pointue) pour couper les deux extrémités d'une aiguille de 19 G, ce qui donne une canule guide de 1,5 à 2 cm de long (figure 1Aiii). Utilisez la meule de l'outil rotatif pour lisser les deux extrémités.
      REMARQUE : Alternativement, les canules préfabriquées et stériles de guide peuvent être achetées d'un vendeur commercial (tableau des matériaux).
2. Préparer le cathéter/l'assemblage du fil.
   1. Couper un morceau de tuyaute PE-10 de 8 cm de long (tube en polyéthylène, diamètre 0,011 pouce) pour servir de cathéter intrathécal. Faire une marque de 2 cm d'une extrémité avec un stylo marqueur résistant à l'éthanol. Coupez un fil de stylet de 11 cm de long à partir d'un fil en acier inoxydable recouvert de polytétrafluoroéthylène. Insérer le fil stylet (Figure 1Aii) dans le lumen du cathéter PE-10 (Figure 1Ai).
      REMARQUE : Un ensemble d'ensemble cathéter/fil (figure 1Av) est nécessaire pour chaque animal. Alternativement, les cathéters et les fils de stylet peuvent être achetés auprès d'un vendeur commercial (Table of Materials).
3. Préparer l'assemblage du cathéter de livraison.
   1. Couper un morceau de cathéter PE-50 (5 à 10 cm, tube en polyéthylène, diamètre 0,023 pouce) (Figure 1Bi). À une extrémité du cathéter PE50 insérer un adaptateur de tubes 23 G (Figure 1Biv). Cette extrémité sera reliée à une seringue de 100 l(Tableau des Matériaux)pendant la chirurgie. Insérer une aiguille modifiée de 30 G avec moyeu coupé (Figure 1Biii) dans un morceau d'environ 0,5 cm de tube PE-10 (Figure 1Bii) et connecter le tube PE-10 à l'autre extrémité du cathéter.
   2. L'extrémité de l'aiguille de 30 G de l'assemblage du cathéter de livraison (Figure 1Bv) sera reliée à l'extrémité distale du cathéter PE-10 implanté dans le rat pendant la chirurgie.
      REMARQUE : Alternativement, l'assemblage du cathéter de livraison (figure 1Bv) peut être acheté auprès d'un vendeur commercial ( Tableaudes matériaux).
4. Préparer l'assemblage de la canule-aiguille guide (Figure 1Avi) en plaçant une canule guide (figure 1Aiii) à l'extrémité d'une aiguille de 23 G.
5. Stériliser tous les instruments chirurgicaux, y compris la canule guide et les ensembles de fils/cathéters à l'aide d'un stérilisateur à oxyde d'éthylène pendant 12 h.
   REMARQUE : Tous les instruments chirurgicaux excepté le cathéter peuvent être autoclaved ; cathéter fondra à haute température.

2. Préparation chirurgicale

REMARQUE : Cette procédure est régulièrement exécutée sur les rats mâles et femelles de Sprague Dawley avec des poids corporels entre 200 g et 400 g. Deux rats sont logés par cage sous un cycle de 12 h de lumière/obscurité avec un accès gratuit à la nourriture et à l'eau.

1. Poids d'un rat et placez-le dans une chambre isoflurane pour induire l'anesthésie (1 à 5% isoflurane en O₂, titré à effet).
   REMARQUE: Le rat est alors continuellement anesthésié avec l'isoflurane pour maintenir l'anesthésie profonde par l'intermédiaire d'un cône de nez tout au long de la procédure. Une autre méthode d'anesthésie (p. ex., administration de la kétamine 100 mg/kg et de la xylazine 10 mg/kg) peut être utilisée comme approuvé par l'IACUC.
2. Lorsque le rat ne répond pas à une pincée d'orteil, raser son dos de la queue à la colonne thoracique caudale et placer le rat rasé sur une feuille stérile posée sur un coussin chauffant.
3. Placez un tube conique de centrifugeuse de 50 ml sous l'abdomen du rat pour fléchir la colonne vertébrale dans la région lombaire (figure 2A) et appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux.
4. Injecter de la buprénorphine à libération soutenue (1,0 mg/kg; Tableau des matériaux) sous-cutanée dans le rat. Nettoyez la peau exposée avec des gommages alternés de povidone et d'alcool et répétez-le trois fois.
   REMARQUE : Un autre soulagement de la douleur peut être utilisé tel qu'approuvé par le protocole de l'IACUC.
5. Drapez l'animal avec un drapé transparent stérile qui a été fenestrated au-dessus du site chirurgical.

3. Chirurgie

1. Avec le rat soutenu par le tube conique de 50 ml, identifiez les deux fosses naturelles entre les muscles au-dessus du bassin (flèches dans la figure 2A). D'une main tenant ces fosses, utilisez l'autre main pour presser doucement et sentir la colonne vertébrale de la direction caudale à rostrale et de trouver la première indentation majeure entre les vertèbres et c'est l'espace intervertébral entre les vertèbres S1 et L6(Figure 2B ).
2. Déplacez-vous légèrement vers le roséement pour identifier la prochaine indentation, l'espace intervertébral entre les vertèbres L5 et L6 et le site d'injection (à la figure 2A). Utilisez un scalpel pour faire une incision d'au plus 2 cm de long dans la peau le long de la ligne médiane de rostral à caudal de sorte que le site d'injection est au centre de l'incision (ligne pointillée dans la figure 2A).
3. Utilisez des ciseaux de dissection pour disséquer le tissu conjonctif afin de visualiser la couche musculaire. Ensuite, faire une incision de 1 cm dans la capsule musculaire immédiatement latérale au processus spinal dorsal de la vertèbre lombaire L6.
   REMARQUE : Les os de la vertèbre lombaire L6 pourraient être visualisés à ce stade.
4. Placez l'assemblage de canules-aiguilles du guide près de l'aspect antérieur de la 6e vertèbre lombaire et poussez-le dans l'espace intervertébral le long de l'aspect antérieur de la 6e vertèbre afin que l'extrémité de l'aiguille pénètre dans le canal rachidien. Poussez la canule guide en place le long de l'aiguille et retirez l'aiguille de 23 G en ne laissant que la canule du guide en place.
   REMARQUE : Il est utile d'utiliser des forceps émoussés pour localiser le processus dorsal de la vertèbre lombaire L6 avant d'insérer l'aiguille. En général, on peut voir du liquide CSF entrer dans le moyeu de l'aiguille (ce liquide peut être teinté d'un soupçon de sang, mais cela n'indique pas que des dommages ont été causés ou que l'aiguille n'est pas placée correctement). Les auteurs n'ont pas vu une grande quantité de sang ou des saignements graves au cours de cette procédure. En cas de l'un ou l'autre, il faut communiquer avec un vétérinaire pour déterminer le traitement approprié et déterminer si les animaux doivent être euthanasiés.
5. Insérez l'assemblage cathéter-fil dans la canule du guide. Inclinez l'assemblage du cathéter-fil à environ 45 degrés d'angle par rapport au canal rachidien et forcez l'extrémité à environ 0,3 cm dans le canal rachidien.
6. Retirez la canule guide, en laissant le cathéter avec le fil de stylet en place. Retirez le fil de style à environ 2,5 cm de l'extrémité intrathécale du cathéter et avancez le cathéter dans le canal rachidien jusqu'à ce que la marque de 2 cm soit à l'entrée du canal (juste visible sous le muscle) comme le montre la figure 1Bvi.
   REMARQUE : Le cathéter inséré devrait s'étendre rostralement dans l'espace subarachnoïde. Le placement réussi devrait permettre la libre circulation du cathéter dans cet espace.
7. Retirez complètement le fil de stylet, et CSF peut être vu entrer dans le cathéter implanté.
8. Connectez l'assemblage du cathéter de livraison à l'extrémité distale du cathéter implanté via l'extrémité de l'aiguille de 30 G (Figure 1Bv,vi).
9. Chargez 60 l de salin stérile dans une seringue de 100 l (seringue de chasse d'eau). Chargez un bolus de 30 oL du composé d'essai (p. ex., solution ASO) dans une deuxième seringue (seringue d'injection).
10. Connectez la seringue de chasse d'eau (chargée de saline) à l'extrémité de l'adaptateur de tubes de l'assemblage du cathéter de livraison (Figure 1Bv). Injecter 20 ll de salin stérile dans l'espace intrathécal (chasse d'eau avant l'injection).
11. Connectez la seringue d'injection (chargée de composé d'essai) à l'extrémité de l'adaptateur de tubes de l'assemblage du cathéter de livraison (Figure 1Bv). Injecter 30 ll de composé d'essai dans l'espace intrathécal sur 30 s.
    REMARQUE : Le volume d'injection de routine d'ASO est de 30 L pour obtenir un bon knockdown dans la moelle épinière et dans le cortex. Il a été rapporté que les volumes d'injection peuvent avoir un impact sur la distribution composée¹², bien que différents volumes d'injection n'aient pas été testés. Si d'autres composés ou volume sont utilisés, l'innocuité et l'efficacité doivent être déterminées empiriquement.
12. Répétez l'étape 3.10 et rincer le cathéter avec un autre 40 L de salin stérile (rinçage post-injection). Puis détacher l'assemblage du cathéter de livraison du cathéter implanté.
    REMARQUE : On pense que la chasse d'eau avant et après l'injection réduit la séquestration locale des composés et améliore leur distribution aux structures rostrales¹².
13. Couper et chauffer aseptiquement sceller le cathéter implanté : Placez une paire de forceps de dissection stériles dans un stérilisateur de perles jusqu'à ce qu'ils soient très chauds, puis serrez vers le bas sur le tube avec l'extrémité chaude des forceps.
    REMARQUE: Cette action fait fondre le cathéter. Ainsi, le trou dans le tube est effondré et tous les côtés collent les uns aux autres, scellant le tube d'une manière aseptique et puis il est placé dans l'espace sous-cutané.
14. Utilisez des sutures absorbables de monofilament pour fixer le cathéter chauffant restant au tissu conjonctif. Ensuite, utilisez des sutures monofilament non absorbables pour fermer la peau au-dessus du cathéter scellé à la chaleur.
    REMARQUE : Les clips de blessure peuvent également être utilisés comme approuvé par le protocole de l'IACUC. La technique est compatible avec les injections répétées bien qu'elle n'ait été utilisée que pour des injections ponctuelles dans nos mains. La faisabilité des injections répétées devrait être évaluée empiriquement avec l'approbation de l'IACUC.
15. Utilisez de la gaze et de la saline pour laver le sang de la peau et permettre à l'animal de se remettre de l'anesthésie dans un incubateur chauffé jusqu'à ce que mobile, à quel point il est retourné à sa cage d'origine (deux rats par cage).
    REMARQUE : Lors de l'exécution de chirurgies sur plusieurs rats le même jour, nettoyez les outils à l'aide d'eau pour enlever le sang et re-stériliser à l'aide d'un stérilisateur de perles sèches chauffées (pour au moins 20 s, avec le temps de refroidir) entre les animaux. Un nouvel ensemble d'instruments est utilisé tous les 5 animaux.
16. Surveillez les animaux tous les jours pendant au moins 3 jours après la chirurgie et continuez à surveiller les animaux chaque semaine après avoir récupéré de la chirurgie selon le protocole de l'IACUC.
    REMARQUE : En cas de complications (rétention d'urine, infections par incision, troubles neurologiques comme la convulsion ou la paralysie), un vétérinaire doit être contacté pour déterminer le traitement approprié et si les animaux doivent être euthanasiés. Si la buprénorphine de libération soutenue n'est pas employée, le soulagement de douleur devrait être donné quotidiennement après chirurgie selon le protocole d'IACUC.

4. Évaluation du renversement spécifique de tissu après injection de TI

1. Deux semaines après l'injection d'OSA par l'IT bolus, recueillir différentes régions du cerveau (c.-à-d. cortex cérébral, striatum et cervelet) ainsi que différents segments de la moelle épinière (c.-à-d. cervical, thoracique et lombaire). Extraire l'ARN total de tissu utilisant un kit commercial d'extraction d'ARN et effectuer la réaction de synthèse de cDNA comme décrit précédemment¹³.
   REMARQUE : Des réactifs standard ont été utilisés pour qPCR avec les essais suivants : rat Malat1 et rat GAPDH. Les niveaux relatifs de transcription ont été calculés à l'aide de la méthode de 2^-CT (CT et cycle de seuil).

Résultats

En utilisant la méthode décrite ici, nous avons injecté deux groupes de rats femelles adultes (250 à 300 g; n - 10/groupe) avec soit un seul bolus de PBS salin tamponné par le phosphate ou 300 g d'ASO ciblant le long non-codage (linc) ARN Malat1; dans notre laboratoire, nous utilisons régulièrement l'ASO Malat1 comme un composé d'outils, parce que Malat1 est exprimé de façon omniprésente et à des niveaux élevés dans tous les tissus¹⁴, y compris le cer...

Discussion

Le présent article montre une méthode puissante pour livrer des agents thérapeutiques directement dans le Rat CNS. En théorie, une technique similaire peut également être effectuée chez la souris, mais en raison de la plus petite taille, la méthode peut être plus difficile. Par conséquent, notre groupe effectue des injections intracerebroventricular (ICV) chez les souris pour l'administration de médicaments cNS, qui atteignent les mêmes objectifs par une voie d'administration différente. Cette méthode a ét...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture	3M		1020
70% ethanol	Decon Laboratories, Inc		8416-160Z
Alcohol swab sticks	Dynarex		NO 1204
BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip	BD	1ml TB Luer-Lok tip	BD 302830
BD Intramedic PE Tubing	BD	Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in	BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P)
BD Intramedic PE Tubing	BD	Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in	BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B)
BD Intramedic PE Tubing Adapters	BD	23 gauge intramedic luer stub adaper	BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E
BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G	BD		BD 305128
Buprenorphine Sustained Release-lab	ZooPharm	Prescription required
Ethylene oxide sterilizer	Andersen Sterilizer INC.	AN 74i, gas sterilizer	AN 74i
Guide cannula	BD	19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle	BD 305186
Hamilton syringe 100ul	Hamilton company	Hamilton syringe 100ul
Hot bead Sterilizer	Fine Science Tools		STERILIZER MODELNO FST 250
Ophthalmic ointment	Dechra veterranery product		17033-211-38
Pocket Pro Pet Trimmer	Braintree Scientific		CLP-9931 B
Povidone scrub	PDI		S48050
Saline	Baxter	Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml	FE1306G
Scalpel	Feather	disposable scalpel	No. 10
Small animal heating pad	K&H Manufacturing		Model # 1060
Stylet Wire	McMaster-Carr	1749T14	LH-36233780
Surgery Towel drape	Dynarex		4410
Surgical scissors and forceps	FST and Fisher Scientific
Sutures	Ethicon		4-0 or 5-0
Tool to make the Guide cannular	Grainger	Rotary tool (Dremel)	14H446 (Mfr: EZ456)
		EZ lock cut off Wheel	1PKX5 (Mfr: 3000-1/24)
		Grinding Wheel, Aluminum Oxide	38EY44 (Mfr: EZ541GR)
		EZ lock Mandrel	1PKX8 (Mfr: EZ402-01)
		Diamond wheel floor Tile	3DRN4 (Mfr: EZ545)
Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure
Dosing catheter system	SAI Infusion Systems		RIDC-01
Guide cannula	SAI Infusion Systems		RIDC-GCA
Internal Catheters	SAI Infusion Systems		RIDC-INC
Stylet Wire	SAI Infusion Systems		RIDC-STY