Consegna intratecala di Oligonucleotidi Antisense nel Rat Central Nervous System

Riepilogo

Qui, descriviamo un metodo per fornire farmaci al sistema nervoso centrale del ratto impiantando un catetere nello spazio lombare intrateco della colonna vertebrale. Ci concentriamo sulla consegna di oligonucleotidi antisenso, anche se questo metodo è adatto per la consegna di altre modalità terapeutiche pure.

Abstract

La barriera ematoencefalica (BBB) è un'importante difesa contro l'ingresso di agenti potenzialmente tossici o patogeni dal sangue al sistema nervoso centrale (SNC). Tuttavia, la sua esistenza riduce drasticamente anche l'accessibilità di agenti terapeutici amministrati sistemicamente al SNC. Un metodo per superare questo, è quello di iniettare tali agenti direttamente nel liquido cerebrospinale (CSF), bypassando così il BBB. Questo può essere fatto tramite l'impianto di un catetere per l'infusione continua utilizzando una pompa osmotica, o per la consegna di un singolo bolus. In questo articolo, descriviamo un protocollo chirurgico per la consegna di oligonucleotidi antisenso (AsO) mirati al SNC tramite un catetere impiantato direttamente nello spazio cauda equina della colonna vertebrale del ratto adulto. Come risultati rappresentativi, mostriamo l'efficacia di una singola iniezione intratecala (IT) di bolus attraverso questo sistema di cateterizzazione nell'abbattere l'RNA bersaglio in diverse regioni del ratto CNS. La procedura è sicura, efficace e non richiede attrezzature costose o strumenti chirurgici. La tecnica qui descritta può essere adattata per fornire farmaci anche in altre modalità.

Introduzione

Il sistema vascolare del sistema nervoso centrale (SNC) si è evoluto come regolatore critico dell'omeostasi, controllando il traffico di molecole, fornendo nutrienti e eliminando i rifiuti. Questo sistema è anche la prima linea di difesa dagli attacchi di agenti patogeni esterni, grazie ad una distribuzione densa di giunzioni strette lungo le pareti delle cellule endoteliali. Queste giunzioni strette costituiscono un aspetto della barriera ematoencefalica (BBB). Mentre il BBB consente il trasporto di molecole necessarie per soddisfare la domanda di nutrienti ed energia (ad esempio, ioni, glucosio), limita anche selettivamente il passaggio di agenti patogeni e sostanze chimiche tossiche^1,2,3.

Ironia della sorte, la stessa funzione protettiva della BBB che limita il passaggio di patogeni e sostanze chimiche tossiche è anche il principale ostacolo alla nostra capacità di accedere facilmente al SNC con trattamenti terapeutici dopo la somministrazione sistemica all'organismo^{2, 4,5}. Questo ruolo della BBB ha stimolato lo sviluppo di una pletora di nuove tecnologie di distribuzione di farmaci e si avvicina a⁶.

Un modo per superare questo ostacolo è quello di iniettare i farmaci direttamente nel liquido cerebrospinale (CSF) che continuamente perfonde sia il cervello che il midollo spinale^7,8,9,10. In questo articolo, descriviamo un metodo per consegnare con successo gli agenti nello spazio lombare intrathecal posizionando l'estremità interna del catetere completamente nello spazio cauda equina della colonna vertebrale del ratto. Una descrizione di questa procedura è stata precedentemente pubblicata da Mazur et al.

Il protocollo è molto efficace e produce un tasso di successo superiore al 90% della consegna di oligonucleotidi antisenso (ASO) al SNC quando valutato dall'analisi quantitativa della reazione a catena della polimerasi (qPCR) del knockdown del gene bersaglio⁸. La procedura provoca un disagio minimo per gli animali, poiché il 100% dei ratti sopravvive all'intervento e mostra un minimo gonfiore intorno alla ferita chirurgica e nessun segno di disagio (ad esempio, iperattività, disidratazione, circolare, perdita di equilibrio, diminuzione dell'assunzione di cibo e disidratazione) durante l'osservazione post-operatoria. Un altro vantaggio del metodo qui descritto è che non richiede attrezzature costose, né strumenti speciali.

Protocollo

Tutte le procedure in vivo sono state eseguite nell'ambito di protocolli approvati da Biogen Institutional Animal Use and Care Committee (IACUC) che seguono le linee guida stabilite dalla Guida dei National Institutes of Health degli Stati Uniti per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.

1. Preparazione di materiali e strumenti

1. Preparare le cannule guida speciale.
   1. Utilizzare un utensile rotante con ruota di taglio (o una sega affilata) per tagliare le due estremità di un ago da 19 G, risultando in una cannula guida lunga 1,5 cm (Figura 1Aiii). Utilizzare la ruota di macinazione dello strumento rotativo per lisciare le due estremità.
      NOTA: In alternativa, le cannule guida pre-made e sterili possono essere acquistate presso un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
2. Preparare l'assieme catetere/filo.
   1. Tagliare un pezzo lungo 8 cm di tubi PE-10 (tubi in polietilene, diametro 0.011 pollici) per fungere da catetere intratecale. Fai un segno di 2 cm da un'estremità con una pennarello resistente all'etanolo. Tagliare un filo di stile lungo 11 cm da filo in acciaio inossidabile rivestito in politetrafluoretilene. Inserire il filo stylet (Figura 1Aii) nel lume del catetere PE-10 (Figura 1Ai).
      NOTA: per ogni animale è necessario un set di assiemi catetere/filo (Figura 1Av). In alternativa, cateteri e fili stylet possono essere acquistati da un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
3. Preparare l'assemblaggio del catetere di consegna.
   1. Tagliare un pezzo di catetere PE-50 (5,10 cm, tubi in polietilene, diametro 0,023 pollici) (Figura 1Bi). A un'estremità del catetere PE50 inserire un adattatore per tubi 23 G (Figura 1Biv). Questo fine sarà collegato a una siringa da 100(Tabella dei Materiali)durante l'intervento chirurgico. Inserire un ago modificato da 30 G con hub tagliato (Figura 1Biii) in un pezzo di tubo PE-10 di circa 0,5 cm (Figura 1Bii) e collegare il tubo PE-10 all'altra estremità del catetere.
   2. L'estremità dell'ago da 30 G dell'assemblaggio del catetere di consegna (Figura 1Bv) sarà collegata all'estremità distale del catetere PE-10 impiantato nel ratto durante l'intervento chirurgico.
      NOTA: in alternativa, l'assemblaggio del catetere di consegna (Figura 1Bv) può essere acquistato da un fornitore commerciale (Tabella dei materiali).
4. Preparare l'assemblaggio della guida cannula-ago (Figura 1Avi) posizionando una cannula guida (Figura 1Aiii) alla fine di un ago da 23 G.
5. Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici, tra cui la cannula guida e i set filo /catetere utilizzando uno sterilizzatore di ossido di etilene per 12 h.
   NOTA: Tutti gli strumenti chirurgici ad eccezione del catetere possono essere autoclavi; catetere si scioglierà ad alta temperatura.

2. Preparazione chirurgia

NOTA: Questa procedura viene eseguita regolarmente su ratti Sprague Dawley maschili e femminili con pesi corporei compresi tra 200 g e 400 g. Due ratti sono alloggiati per gabbia sotto un ciclo di 12 h di luce / buio con libero accesso al cibo e all'acqua.

1. Pesare un ratto e metterlo in una camera isoflurane per indurre l'anestesia (1-5% di isoflurane in O₂, titolato per effetto).
   NOTA: Il ratto viene quindi continuamente anetizzato con isoflurane per mantenere l'anestesia profonda attraverso un cono naso durante tutta la procedura. Un metodo alternativo di anestesia (ad esempio, la somministrazione di ketamina 100 mg/kg e xilazina 10 mg/kg) può essere utilizzato come approvato dalla IACUC.
2. Quando il ratto non risponde a un pizzico di punta, radersi la schiena dalla coda alla colonna vertebrale toracica caudale e posizionare il ratto rasato su un foglio sterile posto sulla parte superiore di una piastra di riscaldamento.
3. Posizionare un tubo centrifuga conico da 50 ml sotto l'addome del ratto per flettere la colonna vertebrale nella regione lombare (Figura 2A) e applicare unguento oftalmico agli occhi.
4. Iniettare buprenorphina di rilascio prolungato (1,0 mg/kg; Tabella dei materiali) sottocutaneamente nel ratto. Pulire la pelle esposta con povidone alternato e scrub alcolici e ripetere questo tre volte.
   NOTA: Un sollievo dal dolore alternativo può essere utilizzato come approvato dal protocollo IACUC.
5. Drappo l'animale con un drappo sterile trasparente che è stato fenestrated sul sito chirurgico.

3. Chirurgia

1. Con il ratto supportato dal tubo conico da 50 mL, identificare le due fosse naturali tra i muscoli sopra il bacino (frecce nella figura 2A). Con una mano che tiene quelle fosse, utilizzare l'altra mano per premere delicatamente e sentire la colonna vertebrale dalla direzione caudale alla direzione rostrale e trovare la prima rientranza maggiore tra le vertebre e questo è lo spazio intervertebrale tra S1 e L6 vertebra (Figura 2B ).
2. Muoversi leggermente verso il rotolo per identificare la rientranza successiva, lo spazio intervertebrale tra le vertebre L5 e L6 e il sito di iniezione (in Figura 2A). Utilizzare un bisturi per fare un'incisione non più di 2 cm di lunghezza nella pelle lungo la linea mediana da rostral a caudal in modo che il sito di iniezione è al centro dell'incisione (linea tratteggiata in Figura 2A).
3. Utilizzare forbici di scissa per sezionare il tessuto connettivo al fine di visualizzare lo strato muscolare. Quindi fare un'incisione di 1 cm nella capsula muscolare immediatamente laterale al processo spinale dorsale della vertebra lombare L6.
   NOTA: A questo punto è possibile visualizzare le ossa della vertebra lombare L6.
4. Posizionare l'assemblaggio dell'ago cannula vicino all'aspetto anteriore della sesta vertebra lombare e spingerlo nello spazio intervertebrale lungo l'aspetto anteriore della sesta vertebra in modo che l'estremità dell'ago penetri nel canale spinale. Spingere la cannula guida in posizione lungo l'ago e rimuovere l'ago 23 G lasciando solo la cannula guida in posizione.
   NOTA: È utile utilizzare pinze smussate per individuare il processo dorsale della vertebra lombare L6 prima di inserire l'ago. Generalmente, il liquido CSF può essere visto entrare nel mozzo dell'ago (questo fluido può essere tinto con un accenno di sangue, ma questo non indica che il danno è stato fatto o che l'ago non è posizionato correttamente). Gli autori non hanno visto grandi quantità di sangue o sanguinamento grave durante questa procedura. In caso di entrambi i casi, un veterinario deve essere contattato per determinare il trattamento appropriato e se gli animali devono essere eutanasia.
5. Inserire l'assieme catetere-filo nella cannula guida. Angolare lungo l'assemblaggio catetere-filo ad un angolo di circa 45 gradi rispetto al canale spinale e forzare la fine di circa 0,3 cm nel canale spinale.
6. Rimuovere la cannula guida, lasciando il catetere con il filo stylet in posizione. Rimuovere il filo stylet di circa 2,5 cm dalla punta intratecala del catetere e far avanzare il catetere nel canale spinale fino a quando il segno di 2 cm è all'ingresso del canale (appena visibile sotto il muscolo) come mostrato nella Figura 1Bvi.
   NOTA: il catetere inserito deve estendersi scomneificato nello spazio subaracnoideo. Il posizionamento di successo dovrebbe consentire la libera circolazione del catetere in quello spazio.
7. Ritirare completamente il filo stylet e il CSF può essere visto entrare nel catetere impiantato.
8. Collegare l'assieme del catetere di consegna all'estremità dissalare del catetere impiantato tramite l'estremità dell'ago 30 G (Figura 1Bv,vi).
9. Caricare 60 -L di salina sterile in una siringa da 100 luna (siringa di lavaggio). Caricare un bolo di 30 gradi del composto di prova (ad esempio, soluzione ASO) in una seconda siringa (siringa di iniezione).
10. Collegare la siringa di lavaggio (caricata con salina) all'estremità dell'adattatore di tubazione dell'assieme del catetere di consegna (Figura 1Bv). Iniettare 20 - L di salina sterile nello spazio intratecale (lavaggio pre-iniezione).
11. Collegare la siringa di iniezione (caricata con composto di prova) all'estremità dell'adattatore del tubo dell'assieme del catetere di consegna (Figura 1Bv). Iniettare 30 l di composto di prova nello spazio intratecale superiore a 30 s.
    NOTA: Il volume di iniezione di routine di ASO è di 30 -L per ottenere un buon knockdown nel midollo spinale e nella corteccia. È stato riferito che i volumi di iniezione possono influenzare la distribuzione composta¹², anche se diversi volumi di iniezione non sono stati testati. Se si utilizzano altri composti o volumi, la sicurezza e l'efficacia devono essere determinate empiricamente.
12. Ripetere il passaggio 3.10 e lavare il catetere con altri 40 gradi di salina sterile (lavaggio post-iniezione). Quindi staccare l'assemblaggio del catetere di consegna dal catetere impiantato.
    NOTA: Lo sciacquone pre e post-iniezione è pensato per ridurre il sequestro locale dei composti e migliorare la loro distribuzione alle strutture rostrali¹².
13. Tagliati e sigillano a punto a partire dal catetere impiantato: Mettere un paio di sterili dissezione forzano in uno sterilizzatore di perline fino a quando non sono molto calde, quindi bloccare il tubo con l'estremità calda delle pinze.
    NOTA: questa azione scioglie il catetere. Così, il foro nel tubo è collassato e tutti i lati si attaccano l'uno all'altro, sigillando il tubo in modo asttico e quindi viene posto nello spazio sottocutaneo.
14. Utilizzare suture monofilamento assorbibili per fissare il restante catetere sigillato termicamente al tessuto connettivo. Quindi utilizzare suture monofilamento non assorbibili per chiudere la pelle sopra il catetere sigillato a caldo protetto.
    NOTA: le clip della ferita possono essere utilizzate anche come approvato dal protocollo IACUC. La tecnica è compatibile con iniezioni ripetute anche se è stato utilizzato solo per iniezioni una tantora nelle nostre mani. La fattibilità delle iniezioni ripetute dovrebbe essere valutata empiricamente con l'approvazione dell'IACUC.
15. Utilizzare la garza e la salina per lavare il sangue dalla pelle e consentire all'animale di recuperare dall'anestesia in un'incubatrice riscaldata fino a quando non viene mobile, a quel punto viene restituito alla sua gabbia di casa (due ratti per gabbia).
    NOTA: Quando si eseguono interventi chirurgici su più ratti nello stesso giorno, pulire gli utensili che utilizzano l'acqua per rimuovere il sangue e ri-sterilizzare utilizzando uno sterilizzatore a perline asciutto riscaldato (per almeno 20 s, con il tempo di raffreddarsi) tra gli animali. Ogni 5 animali viene utilizzato un nuovo set di strumenti.
16. Monitorare gli animali ogni giorno per almeno 3 giorni dopo l'intervento chirurgico e continuare a monitorare gli animali settimanalmente dopo il recupero dall'intervento chirurgico secondo il protocollo IACUC.
    NOTA: Se si verificano complicazioni (ritenzione urinaria, infezioni da incisione, disturbo neurologico come convulsioni o paralisi), un veterinario deve essere contattato per determinare il trattamento appropriato e se gli animali devono essere eutanasia. Se non viene utilizzato il rilascio prolungato buprenorphine, il sollievo dal dolore deve essere somministrato ogni giorno dopo l'intervento chirurgico secondo il protocollo IACUC.

4. Valutazione del knockdown specifico del tessuto dopo l'iniezione di IT

1. Due settimane dopo l'iniezione di aSO di bolus IT, raccogliere diverse regioni del cervello (ad esempio, corteccia cerebrale, striato e cervelletto) così come diversi segmenti del midollo spinale (cioè, cervicale, toracico e lombare). Estrarre l'RNA totale del tessuto utilizzando un kit di estrazione dell'RNA commerciale ed eseguire la reazione di sintesi cDNA come descritto in precedenza¹³.
   NOTA: i reagenti standard sono stati utilizzati per qPCR con i seguenti assays: ratto Malat1 e ratto GAPDH. I livelli relativi di trascrizione sono stati calcolati utilizzando il metodo^{2 -z CT} (CT - ciclo di soglia).

Risultati

Usando il metodo descritto qui, abbiamo iniettato due gruppi di ratti femmine adulti (250-300 g; n - 10/gruppo) con un singolo bolfo di PBS salina bufferizzato di fosfato o 300 g di ASO che prendono di mira il lungo RNA Malat1 non codificante (linc); nel nostro laboratorio usiamo abitualmente il Malat1 ASO come composto di utensili, perché Malat1 è espresso onnipresente e ad alti livelli in tutti i tessuti¹⁴, compresi cervello e midollo spinale. L'ASO Malat1 funz...

Discussione

Il presente articolo mostra un potente metodo per fornire agenti terapeutici direttamente nel ratto CNS. In teoria, una tecnica simile può essere eseguita anche nei topi, anche se a causa delle dimensioni più piccole, il metodo può essere più impegnativo. Pertanto, il nostro gruppo esegue iniezioni intracerebroventricoculari (ICV) nei topi per la somministrazione di farmaci CNS, che raggiungono gli stessi obiettivi attraverso una diversa via di somministrazione. Tale metodo è stato descritto in un altro studio

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture	3M		1020
70% ethanol	Decon Laboratories, Inc		8416-160Z
Alcohol swab sticks	Dynarex		NO 1204
BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip	BD	1ml TB Luer-Lok tip	BD 302830
BD Intramedic PE Tubing	BD	Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in	BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P)
BD Intramedic PE Tubing	BD	Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in	BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B)
BD Intramedic PE Tubing Adapters	BD	23 gauge intramedic luer stub adaper	BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E
BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G	BD		BD 305128
Buprenorphine Sustained Release-lab	ZooPharm	Prescription required
Ethylene oxide sterilizer	Andersen Sterilizer INC.	AN 74i, gas sterilizer	AN 74i
Guide cannula	BD	19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle	BD 305186
Hamilton syringe 100ul	Hamilton company	Hamilton syringe 100ul
Hot bead Sterilizer	Fine Science Tools		STERILIZER MODELNO FST 250
Ophthalmic ointment	Dechra veterranery product		17033-211-38
Pocket Pro Pet Trimmer	Braintree Scientific		CLP-9931 B
Povidone scrub	PDI		S48050
Saline	Baxter	Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml	FE1306G
Scalpel	Feather	disposable scalpel	No. 10
Small animal heating pad	K&H Manufacturing		Model # 1060
Stylet Wire	McMaster-Carr	1749T14	LH-36233780
Surgery Towel drape	Dynarex		4410
Surgical scissors and forceps	FST and Fisher Scientific
Sutures	Ethicon		4-0 or 5-0
Tool to make the Guide cannular	Grainger	Rotary tool (Dremel)	14H446 (Mfr: EZ456)
		EZ lock cut off Wheel	1PKX5 (Mfr: 3000-1/24)
		Grinding Wheel, Aluminum Oxide	38EY44 (Mfr: EZ541GR)
		EZ lock Mandrel	1PKX8 (Mfr: EZ402-01)
		Diamond wheel floor Tile	3DRN4 (Mfr: EZ545)
Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure
Dosing catheter system	SAI Infusion Systems		RIDC-01
Guide cannula	SAI Infusion Systems		RIDC-GCA
Internal Catheters	SAI Infusion Systems		RIDC-INC
Stylet Wire	SAI Infusion Systems		RIDC-STY