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  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

L’objectif de ce protocole est de manipuler directement les récepteurs de la zone tegmentale ventrale pour étudier leur contribution à la libération subseconde de dopamine.

Résumé

La libération phasique de dopamine (DA) de la zone tegmentale ventrale (VTA) vers le noyau accumbens joue un rôle central dans le traitement de la récompense et l’apprentissage par renforcement. Comprendre comment les diverses entrées neuronales dans la libération phasique de DA de contrôle VTA peuvent fournir une meilleure image des circuits qui contrôlent le traitement des récompenses et l’apprentissage par renforcement. Nous décrivons ici une méthode qui combine des perfusions intra-VTA d’agonistes et d’antagonistes pharmacologiques avec une libération phasique de DA évoquée par stimulation (perfusion et stimulation combinées, ou CIS) mesurée par voltampérométrie cyclique à balayage rapide in vivo (FSCV). En utilisant CIS-FSCV chez des rats anesthésiés, une réponse DA phasique peut être évoquée en stimulant électriquement le VTA avec une électrode bipolaire équipée d’une canule tout en enregistrant dans le noyau accumbens. Les agonistes ou antagonistes pharmacologiques peuvent être perfusés directement au site de stimulation pour étudier les rôles spécifiques des récepteurs VTA dans la libération phasique de DA. Un avantage majeur de CIS-FSCV est que la fonction du récepteur VTA peut être étudiée in vivo, en s’appuyant sur des études in vitro.

Introduction

La libération phasique de dopamine (DA) de la zone tegmentale ventrale (VTA) vers le noyau accumbens (NAc) joue un rôle vital dans les comportements liés à la récompense. Les neurones VTA DA passent d’un tir de type tonique (3-8 Hz) à un tir de type rafale (>14 Hz)1, qui produit une libération phasique de DA dans le NAc. Le VTA exprime une variété de récepteurs somatodendritiques qui sont bien positionnés pour contrôler le passage du tonique au déclenchement en rafale2,3,4,5. L’identification de ceux de ces récepteurs, et de leurs entrées respectives, contrôle la libération phasique de DA approfondira notre compréhension de la façon dont les circuits liés à la récompense sont organisés. Le but de la méthodologie décrite ici, combinée à la perfusion et à la stimulation avec la voltampérométrie cyclique à balayage rapide (CIS-FSCV), est d’évaluer rapidement et de manière robuste la fonctionnalité des récepteurs VTA dans la conduite de la libération phasique de DA.

Le terme perfusion et stimulation combinées (CIS) fait référence à la manipulation pharmacologique des récepteurs sur un groupe de neurones (ici le VTA) et à la stimulation de ces neurones pour étudier la fonction du récepteur. Chez le rat anesthésié, nous stimulons électriquement le VTA pour évoquer un grand signal DA phasique (1-2 μM) dans le noyau NAc, tel que mesuré par voltampérométrie cyclique à balayage rapide (FSCV). Les perfusions de médicaments pharmacologiques (c.-à-d. agonistes/antagonistes des récepteurs) au site de stimulation peuvent être utilisées pour mesurer la fonction des récepteurs VTA en observant le changement subséquent dans la libération phasique évoquée de DA. FscV est une approche électrochimique qui bénéficie à la fois d’une résolution spatiale (50-100 μm) et temporelle (10 Hz) élevée, et est bien adaptée pour mesurer les événements DA phasiques liés à la récompense6,7. Cette résolution est plus fine que d’autres mesures neurochimiques in vivo, telles que la microdialyse. Ainsi, ensemble, CIS-FSCV est bien adapté pour évaluer la régulation des récepteurs VTA de la libération phasique de dopamine.

Une façon courante d’étudier la fonction du récepteur VTA consiste à utiliser une combinaison d’approches électrophysiologiques qui traitent de la façon dont ces récepteurs modifient la vitesse de tir des neurones1,8. Ces études sont très utiles pour comprendre quels récepteurs sont impliqués dans le déclenchement de DA lors de l’activation. Cependant, ces études ne peuvent que suggérer ce qui pourrait se produire en aval au terminal axonal (c.-à-d. libération d’un neurotransmetteur). CIS-FSCV s’appuie sur ces études électrophysiologiques en répondant à la façon dont la sortie du déclenchement en rafale de VTA, la libération phasique de DA, est régulée par des récepteurs situés sur les dendrites VTA et les corps cellulaires. Ainsi, CIS-FSCV est bien adapté pour s’appuyer sur ces études d’électrophysiologie. À titre d’exemple, l’activation des récepteurs nicotiniques peut induire un déclenchement en rafale dans le VTA9,et le CIS-FSCV chez le rat anesthésié a été utilisé pour montrer que l’activation du récepteur nicotinique de l’acétylcholine (nAChR) dans le VTA contrôle également la libération phasique de DA dans le NAc10,11.

L’examen mécaniste de la régulation phasique de l’AD est également couramment étudié en utilisant des préparations de tranches parallèlement à l’application de médicaments au bain. Ces études se concentrent souvent sur la régulation présynaptique de la libération phasique de DA par les terminaux dopaminergiques, car les corps cellulaires sont souvent retirés de la tranche12. Ces préparations sont précieuses pour étudier les effets des récepteurs présynaptiques sur les terminaux dopaminergiques, tandis que cis-FSCV est mieux adapté pour étudier les effets des récepteurs somatodendritiques sur les neurones dopaminergiques, ainsi que les entrées présynaptiques à la VTA. Cette distinction est importante, car l’activation du récepteur somatodendritique dans l’ATV peut avoir un effet différent de celui de l’activation du récepteur présynaptique NAc. En effet, le blocage des nAChRs présynaptiques dopaminergiques dans le NAc peut élever la libération phasique de dopamine lors du tir en rafale13,alors que l’inverse est vrai chez VTA somatodendritc nAChRs10,11.

CIS-FSCV est une approche idéale pour étudier la capacité des récepteurs VTA à réguler la libération phasique de DA. Il est important de noter que cette approche peut être effectuée chez un rat intact, qu’il soit anesthésié ou en mouvement libre. Cette approche convient aux études aiguës, à l’étude de la fonction des récepteurs dans son état de base10,14 ainsi qu’aux études à long terme qui peuvent évaluer les changements fonctionnels dans un récepteur après une exposition à un médicament ou une manipulation comportementale11,15.

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Protocole

Toutes les expériences ont été menées conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health (NIH) et ont été approuvées par le Elizabethtown College et le Yale University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Ce protocole est spécifique à la préparation anesthésiée du rat à l’aide de CIS-FSCV.

1. Préparations préchirurgicales

  1. Préparation de la solution d’électrode
    1. Pour faire la solution de remblayage de l’électrode, préparer une solution d’acétate de potassium 4 M avec 140 mM de chlorure de potassium16.
  2. Préparation des électrodes
    1. À l’aide de l’aspiration sous vide, insérez une fibre de carbone T-650 (7 μm de diamètre) dans un capillaire en verre borosilicate (longueur = 100 mm, diamètre = 1,0 mm, diamètre intérieur = 0,5 mm).
    2. Une fois que la fibre de carbone a été placée à l’intérieur du capillaire en verre, placez le capillaire en verre dans un extracteur d’électrode vertical, avec l’élément chauffant à peu près au milieu du capillaire. Réglez le chauffage sur 55 avec l’aimant éteint.
    3. Une fois le capillaire tiré, soulevez soigneusement le support capillaire supérieur afin que l’extrémité de l’électrode ne soit pas entourée par l’élément chauffant.
    4. À l’aide de ciseaux tranchants, coupez la fibre de carbone qui relie encore les deux morceaux du capillaire. Il en résultera deux microélectrodes distinctes en fibre de carbone.
    5. Sous un microscope optique, coupez soigneusement la fibre de carbone exposée avec un scalpel pointu, de sorte que la fibre de carbone s’étende environ 75-100 μm au-delà de l’extrémité du verre.
    6. À l’aide d’un microscope optique, assurez-vous que l’électrode est exempte de fissures le long du capillaire. Assurez-vous également que le joint, où la fibre de carbone sort du capillaire, est difficile à remarquer et exempt de fissures.
      REMARQUE: Un bon joint aidera à réduire le bruit pendant les enregistrements. Voir les études publiées17,18,19 pour un protocole plus détaillé.
  3. Fabrication d’électrodes de référence
    1. Souder une épingle en or à un fil d’argent de 5 cm.
    2. Fixez l’anode à un trombone métallique ou à un autre conducteur, la cathode à une broche et appliquez une tension (~ 2 V) pendant que le trombone et le fil d’argent sont immergés dans 0,1 M HCl.
    3. Arrêtez la tension une fois qu’un revêtement blanc (AgCl) apparaît sur le fil d’argent.
  4. Préparation de l’électrode pour l’implantation
    1. Souder une broche en or à un mince fil isolé (~10 cm de longueur, <0,50 mm de diamètre).
    2. Retirez ~5 cm d’isolant du fil opposé à la broche en or.
    3. Remplissez l’électrode environ à mi-chemin avec une solution d’électrode.
    4. Insérez du fil isolé dans l’électrode.
      REMARQUE: Le fil doit entrer en contact avec la fibre de carbone à l’intérieur de l’électrode.

2. Implantations d’électrodes

  1. Administrer aux rats Sprague Dawley adultes et mâles (250−450 g) une injection intrapéritonéale (1,5 g/kg ou 1 mL/kg de volume) de 0,5 g/mL d’uréthane dissous dans une solution saline stérile. Commencez par une dose initiale d’uréthane de 1,0−1,2 g/kg. Si l’animal réagit toujours au test de stimulation nocif (pincement de la queue) 20 minutes après l’administration d’uréthane, administrer une dose supplémentaire de 0,3 à 0,5 g/kg d’uréthane pour une dose totale de 1,5 g/kg.
    REMARQUE: Pour la préparation de la solution d’uréthane à 0,5 g / mL, ajouter 10 g d’uréthane à 10 g (~ 10 mL) de solution saline. L’uréthane est cancérigène et doit être manipulé avec précaution. L’uréthane est un anesthésique important, car il ne modifie pas les niveaux de dopamine, comme le font d’autres anesthésiques tels que la kétamine / xylazine et l’hydrate de chloral20,21.
  2. Une fois que l’animal est profondément anesthésié et qu’il ne réagit pas aux stimuli nocifs (p. ex., pincement des orteils), placez-le dans le cadre stéréotaxique. Appliquez un lubrifiant ophtalmique sur chaque œil du rat.
    REMARQUE: Il s’agit d’une chirurgie de non-survie, mais une bonne technique aseptique est encouragée.
  3. Nettoyez le cuir chevelu du rat à l’aide d’un gommage en deux étapes (c’est-à-dire un gommage à l’iodopovidone suivi d’un gommage à l’éthanol à 70%; effectuez avec une répétition en 3 cycles).
  4. Coupez le tissu du cuir chevelu à l’aide d’une pince à épiler à aiguille stérilisée et de ciseaux chirurgicaux. Retirez une quantité importante de tissu pour faire de la place pour les différentes implantations décrites ci-dessous.
  5. Nettoyez doucement la surface du crâne à l’aide d’applicateurs de pointe en coton stérilisé. Appliquez ensuite 2−3 gouttes de peroxyde d’hydrogène à 3% pour aider à identifier le lambda et le bregma.
  6. À l’aide d’une perceuse stéréotaxique ou manuelle (1,0 mm, ~20 000 tr/min), percez un trou de 1,5 mm de diamètre, 2,5 mm avant la bregma et latéral de 3,5 mm à la bregma. Implantez partiellement (environ à mi-chemin, jusqu’à ce qu’elle soit fermement en place) une vis (1,59 mm O.D., 3,2 mm de long) dans ce trou. Il est recommandé d’utiliser une solution saline stérile pour irriguer pendant le forage afin de prévenir les blessures thermiques.
  7. Pour l’électrode de référence, percer un trou de 1,0 mm de diamètre 1,5 mm avant et 3,5 mm latéral à la bregma, dans l’hémisphère gauche.
  8. À la main, insérez ~ 2 mm de fil de référence dans ce trou, tout en enroulant le fil de référence autour et sous la tête de la vis implantée.
  9. Implantez complètement la vis en épinglant l’électrode de référence en place.
  10. Dans l’hémisphère droit, percer un trou de 1,5 mm de diamètre 1,2 mm avant et 1,4 mm latéral à la bregma.
  11. Retirez doucement la dure-mère à l’aide d’une pince à épiler.
  12. Pour l’électrode stimulante, percer un trou carré (2 mm antérieur-postérieur, 5 mm médial-latéral) centré à 5,2 mm postérieur et 1,0 mm latéral à la bregma.
  13. À l’aide des barres de bras stéréotaxiques, abaissez l’électrode stimulante bipolaire / canule de guidage à 5 mm sous la dure-mère. En cas de saignement lors de l’implantation de l’électrode, utilisez des cotons-tiges stériles et de la gaze pour minimiser les saignements.
    REMARQUE: L’électrode stimulante bipolaire utilisée dans cette méthode est préinstallée avec une canule guide (Table des matériaux). La canule interne utilisée avec cet article doit être rincée avec les broches de l’électrode stimulante bipolaire lorsqu’elle est complètement insérée dans la canule guide. Cela permettra à la canule interne de s’asseoir directement entre les deux broches du stimulateur, qui se trouvent à environ 1 mm l’une de l’autre. Un protocole similaire est décrit ailleurs14.
  14. À l’aide des barres de bras stéréotaxiques, abaissez la microélectrode en fibre de carbone de 4 mm sous la dure-pierre. Cet emplacement se trouve dans la partie la plus dorsale du striatum.
  15. Connectez le fil de référence et la fibre de carbone à un potentiostat.
  16. Appliquer une forme d’onde triangulaire (-0,4−1,3 V, 400 V/s) pendant 15 min à 60 Hz, puis à nouveau pendant 10 min à 10 Hz.
    REMARQUE: En règle générale, lors de l’application de formes d’onde sur des microélectrodes en fibre de carbone dans le cerveau, des groupes d’oxyde sont ajoutés à la surface de la fibre de carbone. L’équilibre de cette réaction doit être atteint avant l’enregistrement; sinon, une dérive importante se produira19. Le cycle de l’électrode à des fréquences plus élevées (60 Hz) permet à la fibre de carbone d’atteindre l’équilibre plus rapidement.

3. Optimiser la fibre de carbone et stimuler l’emplacement des canules d’électrode/guide

  1. Réglez le stimulateur pour produire une forme d’onde électrique bipolaire, avec une fréquence de 60 Hz, 24 impulsions, un courant de 300 μA et une largeur d’impulsion de 2 ms / phase.
  2. Abaissez doucement le stimulateur par incréments de 0,2 mm de 5 mm à 7,8 mm sous la dure-mère. À chaque incrément, stimulez le VTA.
    REMARQUE: À des profondeurs plus dorsales (5−6 mm), la stimulation du cerveau provoquera généralement (~ 80% du temps) des contractions des moustaches du rat. À d’autres profondeurs, les moustaches cesseront de se contracter, ce qui se produit entre 7,5 et 8,2 mm sous la dure-mère. Lorsque les moustaches cessent de se contracter, l’électrode stimulante sera près ou au niveau du VTA. Cela ne se produira pas chez tous les rats, et l’absence de contractions de moustaches ne doit pas être considérée comme un signe que l’électrode stimulant bipolaire / canule de perfusion est déplacée. Les contractions des moustaches peuvent ne pas se produire pour tous les anesthésiques (p. ex. isoflurane).
  3. Continuer à abaisser l’électrode stimulante bipolaire / canule guide jusqu’à ce qu’une stimulation produise une libération phasique de DA au niveau de la microélectrode en fibre de carbone (actuellement dans le striatum dorsal).
    REMARQUE: La libération de DA dans le striatum dorsal ne se produira pas toujours si l’électrode bipolaire est implantée dans le VTA, mais l’observation de la libération de DA dans le striatum dorsal lors de la stimulation VTA est généralement un bon signe qu’un bon signal sera observé dans le noyau NAc.
  4. Abaissez la microélectrode en fibre de carbone jusqu’à ce qu’elle se trouve à au moins 6,0 mm sous la dure-pierre. C’est la partie la plus dorsale du noyau NAc.
  5. Stimulez le VTA et enregistrez l’amplitude maximale du pic DA.
  6. Abaissez ou soulevez la microélectrode de fibre de carbone sur le site qui produit la plus grande libération de DA.
  7. Assurez-vous que le pic de la réponse DA est un pic d’oxydation clair à 0,6 V et un pic de réduction à -0,2 V. Ces pics sont révélateurs de DA.

4. Combinaison de perfusion et de stimulation enregistrement FSCV

REMARQUE : La figure 1 montre la chronologie de l’enregistrement avant et après la microinfusion VTA.

  1. Une fois que la fibre de carbone et l’emplacement de la canule de stimulation de l’électrode / du guide ont été optimisés, stimulez pendant environ 20 à 30 minutes.
    REMARQUE: Sous les paramètres de stimulation actuels, ne pas stimuler plus d’une fois toutes les 3 minutes, pour permettre le rechargementvésiculeux 22.
  2. Après avoir atteint une base de référence stable (variation de <20% sur cinq stimulations), abaissez doucement la canule interne à la main dans la canule guide qui est préinstallée dans le stimulateur bipolaire.
  3. Prenez 2−3 enregistrements de base supplémentaires pour vous assurer que l’insertion de la canule elle-même n’a pas provoqué de changement dans le signal évoqué. Dans certains cas, l’insertion et le retrait de la canule interne peuvent endommager le VTA. Si le signal change radicalement au cours de cette période de référence (>20 %), prenez 3 à 4 enregistrements supplémentaires jusqu’à ce que la ligne de base se restabilise.
  4. À l’aide d’une pompe à seringue et d’une microsyringe, infuser 0,5 μL de solution (p. ex. solution saline à 0,9 %, N-méthyl-D-aspartate [NMDA], acide (2R)-amino-5-phosphonovalérique [AP5]) dans le VTA sur une période de 2 minutes.
  5. Après la perfusion, laissez la canule interne pendant au moins 1 min avant le retrait.
    REMARQUE: Certains médicaments peuvent nécessiter de quitter la canule interne pendant une période plus longue en fonction de la cinétique du médicament, et le retrait de la canule interne peut faire remonter le médicament à travers la canule interne. En cas de préoccupation, on pourrait laisser la canule interne dans la canule de guidage pendant toute la durée de l’enregistrement. Sinon, l’enregistrement peut commencer après cet intervalle de 1 min.
  6. Continuez à enregistrer toutes les 3 minutes pour mesurer les effets post-infusion.
    REMARQUE: Si vous infusez une solution témoin et qu’aucun effet n’est observé, il est possible d’infuser une deuxième fois10. S’il y a une libération altérée de DA causée par l’insertion de la canule interne ou de la perfusion saline, le signal se rétablit généralement à la ligne de base dans les 30 minutes.

5. Vérification histologique du placement des électrodes

  1. À la fin de l’expérience, créez une petite lésion sur le site d’enregistrement à l’aide de la microélectrode en fibre de carbone.
    1. Si l’électrode doit être conservée pour l’étalonnage post-expérience, utilisez un fil de tungstène placé dans un capillaire en verre dépassant d’environ 100 μm au-delà de la pointe capillaire. Dans ce cas, soulevez l’électrode du cerveau, remplacez l’électrode d’enregistrement par l’électrode en tungstène et abaissez-la à la même coordonnée dorsoventrale.
      REMARQUE: La fibre de carbone peut également être utilisée pour lésionr le cerveau et fournira une représentation plus précise de l’emplacement du site d’enregistrement; cependant, l’expérimentateur perdra la capacité de calibrer ces électrodes.
  2. Pour lésionr le site d’enregistrement, appliquez une tension à l’aide d’une alimentation. Commencez à 1 V et augmentez de 1 V toutes les 10 s jusqu’à ce que 10 V soient atteints.
  3. Euthanasier l’animal à l’aide d’une injection intrapéritonéale létale de pentobarbital (150 mg/kg).
  4. Perfuser le rat à l’aide d’une solution de formol à 4%.
  5. Retirez la tête du rat à l’aide d’une guillotine aiguisée.
  6. À l’aide de rongeurs, retirez le tissu conjonctif et le crâne entourant le cerveau et délogez doucement le cerveau de tout tissu restant.
  7. Stockez le cerveau dans 4% de formol pendant 1 jour, puis transférez-le à 30% de saccharose.
    REMARQUE: La perfusion avec 4% de formol n’est pas nécessaire pour voir le site de la lésion, bien qu’en tant que meilleure pratique, elle améliorera la reconstruction du site de la lésion.
  8. Créez des tranches de 30 μm du cerveau à l’aide d’un cryostat.
  9. Montez les tranches sur des diapositives et couvrez-les avec un bordereau de couverture.
  10. Indiquez l’emplacement de la lésion de microélectrode en fibre de carbone et l’emplacement de la canule bipolaire du stimulateur / perfusion à l’aide d’un microscope optique.

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Résultats

CIS-FSCV a été utilisé pour étudier la fonction des récepteurs VTA N-méthyl-D-aspartate (NMDAR), des récepteurs nicotiniques de l’acétylcholine (nAChR) et des récepteurs muscariniques de l’acétylcholine (mAChR) dans la conduite de la libération phasique de DA dans le noyau NAc. La figure 2 montre des données représentatives pour un témoin négatif, perfusion d’une solution saline à 0,9 %, avant (valeur initiale) et 9 min après l’infusi...

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Discussion

CIS-FSCV offre une occasion unique d’étudier les mécanismes des récepteurs VTA sous-jacents à la libération phasique de DA. Il y a deux étapes critiques afin d’assurer un enregistrement correct. Tout d’abord, un enregistrement de base stable doit être réalisé, avec peu de dérive dans le signal DA évoqué. Un moyen important d’augmenter la probabilité d’établir un enregistrement stable est de s’assurer que l’électrode a eu suffisamment de temps pour tourner à la fois à 60 Hz et 10 Hz (génér...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les travaux ont été soutenus par Elizabethtown College (R.J.W, M.L. et L.M.), par une bourse d’études supérieures de la NSF (R.J.W.) et par la Yale School of Medicine (N.A.).

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Electrode Filling Solution/Supplies
MicropipetteWorld Precision InstrumentsMF286-5 (28 gauge)
Potassium AcetateSigma236497-100G
Potassium ChlorideSigmaP3911-25G
Electrode Supplies
Carbon fiberThornelT650
Electrode pullerNarishige InternationalPE-22Note: horizontal pullers can be used as well
Glass capillaryA-M systems626000
Insulated wires for electrodesWeico Wire and Cable IncorporatedUL 1423Length; 10 cm; diameter,0.4mm; must get custom made; insulated material should cover 5 cm of the wire
Light Microscope (for viewing and cutting electrode)Fischer ScientificM3700
PinPhoenix EnterprisesHWS1646To be soldered onto the insuled electrode wire and reference electrode; connects to headstage
PuttyAlcolin23922-1003Used to place electrode on while cutting the carbon fiber
Scalpal BladeWorld Precision Instruments500239For cutting carbon fiber to the apprpriate length
Silver WireSigma327026-4G
FSCV Hardware/Software
Faraday CageU-LineH-3618 (36" x 24" x 42")
PotentiostatUniv. of N. Carolina, Electronics Facility
Stimulating electrodePlasticsOneMS303/2-A/SPCwhen ordering, request a 22 mm cut below pedestal
TarHeel HDCV SoftwareUniversity of North Carolina-Chapel Hill-https://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
UEI breakout boxUniv. of N. Carolina, Electronics Facilityhttps://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
UEI power supplyUniv. of N. Carolina, Electronics Facilityhttps://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
Stimulator Hardware
Neurolog stimulus isolatorDigitimer Ltd.DS4Neurolog 800A
Infusion/Stimulation Supplies
Infusion PumpNew Era Syringe PumpNE-300
Internal CannulaPlasticsOneC315I/SPC INTERNAL 33GA
Microliter SyringeHamilton80308
TubingPlasticsOneC313CT/ PKG TUBING 023 X 050 PE50
Surgical Supplies
Cannula HolderKopf Instruments1776 P-1
Cotton Tip ApplicatorsVitality Medical806
Electrode HolderKopf Instruments1770
Heating PadKent ScientificRT-0501
Povidone IodineVitality Medical29906-004
ScrewsStoeltingBone Anchor Screws/Pkg.of 1001.59 mm O.D., 3.2 mm long
Silver wire reference with AgClInVivo MetricE255A
Square GauzeVitality Medical441408
StereotaxKopf InstrumentsModel 902 (Dual Arm Bar)
Histological Supplies
FormulinSigma1004960700
Power supplyBK Precision9110
SucroseSigma80497
Tungsten microelectrodeMicroProbesWE30030.5A3
Drugs for infusions
((2R)-amino-5-phosphonovaleric acidSigma AldrichA5282
N-methyl-D-aspartateSigma AldrichM3262
Mecamylamine hydrochloride (M9020-5mg)Sigma AldrichM9020
Scopolamine hydrobromide (S0929-1g)Sigma AldrichS0929

Références

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