JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Целью этого протокола является непосредственное манипулирование рецепторами вентральной тегментальной области для изучения их вклада в субсекундное высвобождение дофамина.

Аннотация

Высвобождение фазового дофамина (DA) из вентральной тегментальной области (VTA) в прилежащее ядро играет ключевую роль в обработке вознаграждения и обучении с подкреплением. Понимание того, как разнообразные нейронные входы в VTA контролируют фазовое высвобождение DA, может обеспечить лучшую картину схемы, которая контролирует обработку вознаграждения и обучение с подкреплением. Здесь мы описываем метод, который сочетает внутри-VTA канюли инфузии фармакологических агонистов и антагонистов со стимулирующим фазовым высвобождением DA (комбинированная инфузия и стимуляция, или CIS), измеренным с помощью циклической вольтамметрии in vivo с быстрым сканированием (FSCV). Используя CIS-FSCV у анестезируемых крыс, фазовый ответ DA может быть вызван электрическим стимулированием VTA биполярным электродом, оснащенным канюлей, при записи в ядре прилежащего ядра. Фармакологические агонисты или антагонисты могут вводиться непосредственно в место стимуляции для исследования роли специфических рецепторов VTA в стимулировании фазового высвобождения DA. Основным преимуществом CIS-FSCV является то, что функция рецептора VTA может быть изучена in vivo, основываясь на исследованиях in vitro.

Введение

Высвобождение фазового дофамина (DA) из вентральной тегментальной области (VTA) в прилежащее ядро (NAc) играет жизненно важную роль в поведении, связанном с вознаграждением. Нейроны VTA DA переключаются с тонического возбуждения (3-8 Гц) на взрывоподобное возбуждение (>14Гц) 1,которое производит фазовое высвобождение DA в NAc. VTA экспрессирует различные соматодендритические рецепторы, которые хорошо расположены для управления переключением с тоника на разрывную стрельбу2,3,4,5. Определение того, какие из этих рецепторов и их соответствующие входы контролируют фазовое высвобождение DA, углубит наше понимание того, как организована схема, связанная с вознаграждением. Целью методики, описанной здесь, комбинированной инфузии и стимуляции с циклической вольтамметрией быстрого сканирования (CIS-FSCV), является быстрая и надежная оценка функциональности рецепторов VTA в управлении фазовым высвобождением DA.

Термин комбинированная инфузия и стимуляция (CIS) относится к фармакологическому манипулированию рецепторами на группе нейронов (здесь VTA) и стимулированию этих нейронов к изучению функции рецептора. У анестезированной крысы мы электрически стимулируем VTA вызывать большой фазовый сигнал DA (1-2 мкМ) в ядре NAc, измеренный с помощью циклической вольтамметрии быстрого сканирования (FSCV). Инфузии фармакологических препаратов (т.е. агонистов/антагонистов рецепторов) в месте стимуляции могут быть использованы для измерения функции рецепторов VTA путем наблюдения за последующим изменением вызванного фазового высвобождения DA. FSCV - это электрохимический подход, который имеет как высокое пространственное (50-100 мкм), так и временное (10 Гц) разрешение и хорошо подходит для измерения связанных с вознаграждением фазовых событий DA6,7. Это разрешение лучше, чем другие нейрохимические измерения in vivo, такие как микродиализ. Таким образом, в совокупности CIS-FSCV хорошо подходит для оценки регуляции рецепторов VTA фазового высвобождения дофамина.

Одним из распространенных способов исследования функции рецептора VTA является использование комбинации электрофизиологических подходов, которые решают, как эти рецепторы изменяют скорость срабатывания нейронов1,8. Эти исследования очень ценны для понимания того, какие рецепторы участвуют в управлении DA при активации. Тем не менее, эти исследования могут только предположить, что может произойти вниз по течению на терминале аксона (то есть высвобождение нейротрансмиттера). CIS-FSCV основывается на этих электрофизиологических исследованиях, отвечая, как выход VTA-выстрела, фазового высвобождения DA, регулируется рецепторами, расположенными на дендритах VTA и клеточных телах. Таким образом, CIS-FSCV хорошо подходит для развития этих электрофизиологических исследований. В качестве примера, активация никотиновых рецепторов может индуцировать всплеск-возбуждение в VTA9,а CIS-FSCV у анестезированной крысы был использован, чтобы показать, что активация никотинового ацетилхолинового рецептора (nAChR) в VTA также контролирует фазовое высвобождение DA в NAc10,11.

Механистическое исследование фазовой регуляции DA также обычно изучается с использованием срезовых препаратов наряду с применением лекарств в ванне. Эти исследования часто фокусируются на пресинаптической регуляции фазового высвобождения DA из дофаминовых терминалей, поскольку клеточные тела часто удаляются из среза12. Эти препараты ценны для изучения влияния пресинаптических рецепторов на дофаминовые терминали, тогда как CIS-FSCV лучше подходит для изучения влияния соматодендритических рецепторов на дофаминовые нейроны, а также пресинаптических входов в VTA. Это различие важно, потому что активация соматодендритных рецепторов в VTA может иметь другой эффект, чем активация пресинаптического рецептора NAc. Действительно, блокирование дофаминергических пресинаптических nAChRs в NAc может повысить высвобождение фазового дофамина во время выстрела13,тогда как обратное верно при VTA somatodendritc nAChRs10,11.

CIS-FSCV является идеальным подходом для изучения способности рецепторов VTA регулировать фазовое высвобождение DA. Важно отметить, что этот подход может быть выполнен на неповрежденной крысе, либо обезболенной, либо свободно движущейся. Этот подход подходит для острых исследований, для изучения функции рецептора в его исходном состоянии10,14, а также для долгосрочных исследований, которые могут оценить функциональные изменения в рецепторе после воздействия препарата или поведенческих манипуляций11,15.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все эксперименты были проведены в соответствии с Руководством Национального института здравоохранения (NIH) по уходу и использованию лабораторных животных и были одобрены как Элизабеттаунским колледжем, так и Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию Йельского университета (IACUC). Этот протокол специфичен для анестезируемой подготовки крыс с использованием CIS-FSCV.

1. Предоперационные препараты

  1. Приготовление раствора электрода
    1. Для приготовления раствора для засыпки электрода готовят раствор из 4 М ацетата калия со 140мМ калия 16.
  2. Подготовка электродов
    1. Используя вакуумное всасывание, вставьте углеродное волокно Т-650 (диаметром 7 мкм) в боросиликатный стеклянный капилляр (длина = 100 мм, диаметр = 1,0 мм, внутренний диаметр = 0,5 мм).
    2. После того, как углеродное волокно было помещено внутрь стеклянного капилляра, поместите стеклянный капилляр в вертикальный электродный съемник, с тепловым элементом примерно в середине капилляра. Установите нагреватель на 55 с выключенным магнитом.
    3. После того, как капилляр натянут, осторожно поднимите верхний капиллярный держатель, чтобы кончик электрода не был окружен нагревательным элементом.
    4. Используя острые ножницы, отрежьте углеродное волокно, которое все еще соединяет два куска капилляра. Это приведет к двум отдельным микроэлектродам из углеродного волокна.
    5. Под световым микроскопом аккуратно вырежьте открытое углеродное волокно острым скальпелем, чтобы углеродное волокно простиралось примерно на 75-100 мкм за пределы конца стекла.
    6. Используя световой микроскоп, убедитесь, что электрод свободен от трещин вдоль капилляра. Также убедитесь, что уплотнение, где углеродное волокно выходит из капилляра, трудно заметить и свободно от трещин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хорошее уплотнение поможет уменьшить шум во время записи. Смотрите опубликованные исследования17,18,19 для более подробного протокола.
  3. Изготовление эталонных электродов
    1. Припаяйте золотую булавку к 5 см серебряной проволоке.
    2. Прикрепите анод к металлической скрепке или другому проводнику, катод к штифту и подайте напряжение (~2 В), в то время как скрепка и серебряная проволока погружены в 0,1 М HCl.
    3. Прекратите напряжение, как только на серебряной проволоке появится белое покрытие (AgCl).
  4. Подготовка электрода к имплантации
    1. Припаяйте золотую штифту к тонкому изолированному проводу (~10 см в длину, диаметр <0,50 мм).
    2. Снимите ~5 см изоляции с провода, противоположного золотому штифту.
    3. Заполните электрод примерно наполовину раствором электрода.
    4. Вставьте изолированный провод в электрод.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Проволока должна контактировать с углеродным волокном внутри электрода.

2. Имплантация электродов

  1. Дайте взрослым, самцам, крысам Sprague Dawley (250−450 г) внутрибрюшинную инъекцию (1,5 г/кг или объем 1 мл/кг) 0,5 г/мл уретана, растворенного в стерильном физиологическом растворе. Начните с начальной дозы уретана 1,0−1,2 г/кг. Если животное все еще реагирует на тест на вредный стимул (защемление хвоста) через 20 мин после введения уретана, введите дополнительно 0,3-0,5 г / кг уретана для общей дозы 1,5 г / кг.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для приготовления 0,5 г/мл раствора уретана добавьте 10 г уретана к 10 г (~10 мл) физиологического раствора. Уретан является канцерогеном и должен обрабатываться с осторожностью. Уретан является важным анестетиком, так как он не изменяет уровни дофамина, как и другие анестетики, такие как кетамин / ксилазин и хлоралгидрат20,21.
  2. Как только животное будет глубоко обезболено и не будет реагировать на вредные раздражители (например, защемление пальца ноги), поместите его в стереотаксическую рамку. Нанесите офтальмологическую смазку на каждый глаз крысы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это операция, не связанная с выживанием, но рекомендуется хорошая асептическая техника.
  3. Очистите кожу головы крысы с помощью двухэтапного скраба (т. Е. Скраб с йодоповидоном, за которым следует скраб с 70% этанолом; выполните с повторением 3 цикла).
  4. Отрежьте ткань кожи головы с помощью стерилизованных игольчатых пинцетов и хирургических ножниц. Удалите значительное количество ткани, чтобы освободить место для различных имплантаций, описанных ниже.
  5. Аккуратно очистите поверхность черепа с помощью стерилизованных хлопковых аппликаторов. Затем нанесите 2−3 капли 3% перекиси водорода, чтобы помочь выявить лямбду и брегму.
  6. Используя стереотаксическое или ручное сверло (1,0 мм, ~ 20 000 об/мин), просверлите отверстие диаметром 1,5 мм 2,5 мм перед брегмой и 3,5 мм сбоку от брегмы. Частично (примерно на полпути, пока он не будет твердо на месте) имплантировать винт (1,59 мм O.D., 3,2 мм длиной) в это отверстие. Рекомендуется использовать стерильный физиологический раствор для орошения во время бурения, чтобы предотвратить термическую травму.
  7. Для эталонного электрода просверлите отверстие диаметром 1,0 мм 1,5 мм спереди и 3,5 мм сбоку к брегме в левом полушарии.
  8. Вручную вставьте ~ 2 мм эталонной проволоки в это отверстие, при этом обернув опорную проволоку вокруг и под головку имплантированного винта.
  9. Полностью имплантируйте винт, закрепив опорный электрод на месте.
  10. В правом полушарии просверлите отверстие диаметром 1,5 мм, переднее и 1,4 мм боковое к брегме.
  11. Аккуратно удалите твердое тело с помощью пинцета.
  12. Для стимулирующего электрода просверлите квадратное отверстие (2 мм передне-заднее, 5 мм медиально-латеральное), центрированное на 5,2 мм сзади и 1,0 мм сбоку к брегме.
  13. Используя стереотаксические стержни руки, опустите биполярный стимулирующий электрод/направляющую канюлю на 5 мм ниже твердой мозговой оболочки. В случае кровотечения во время имплантации электрода используйте стерильные ватные тампоны и марлю для минимизации кровотечения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Биполярный стимулирующий электрод, используемый в этом методе, предварительно оснащен направляющей канюлей(Таблица материалов). Внутренняя канюля, используемая с этим предметом, должна быть промыта зубцами на биполярном стимулирующем электроде при полном введении в направляющую канюлю. Это позволит внутренней канюле находиться непосредственно между двумя зубцами стимулятора, которые находятся на расстоянии около 1 мм друг от друга. Аналогичный протокол описан в другом месте14.
  14. Используя стереотаксические стержни руки, опустите микроэлектрод углеродного волокна на 4 мм ниже твердой мозговой оболочки. Это место находится в самой дорсальной части полосатого тела.
  15. Подключите эталонный провод и углеродное волокно к потенциостату.
  16. Применяют треугольную форму волны (-0,4−1,3 В, 400 В/с) в течение 15 мин при 60 Гц, и снова в течение 10 мин при 10 Гц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, при нанесении осциллограмм на микроэлектроды углеродного волокна в головном мозге оксидные группы добавляются к поверхности углеродного волокна. Равновесие этой реакции должно быть достигнуто до регистрации; в противном случае произойдет значительный дрейф19. Цикличность электрода на более высоких частотах (60 Гц) позволяет углеродному волокну быстрее достигать равновесия.

3. Оптимизация углеродного волокна и стимуляция расположения электродов / направляющих канюль

  1. Установите стимулятор для получения биполярной формы электрического сигнала с частотой 60 Гц, 24 импульса, током 300 мкА и шириной импульса 2 мс / фаза.
  2. Осторожно опустите стимулятор с шагом 0,2 мм от 5 мм до 7,8 мм ниже твердой мозговой оболочки. При каждом приращении стимулируйте VTA.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На большей дорсальной глубине (5−6 мм) стимуляция мозга обычно (~ 80% времени) вызывает подергивание усов крысы. На дальнейших глубинах усы перестанут дергаться, что происходит между 7,5−8,2 мм ниже твердой мозговой оболочки. Когда усы перестанут дергаться, стимулирующий электрод будет находиться рядом или на VTA. Это не произойдет у каждой крысы, и отсутствие подергивания усов не следует воспринимать как признак того, что биполярный стимулирующий электрод / инфузионная канюля неуместны. Подергивание усов может возникать не для всех анестетиков (например, изофлурана).
  3. Продолжайте снижать биполярный стимулирующий электрод / направляющую канюлю до тех пор, пока стимуляция не приведет к фазовому высвобождению DA на микроэлектроде углеродного волокна (в настоящее время в дорсальном полосатом теле).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высвобождение DA в дорсальном стриатуме не всегда происходит, если биполярный электрод имплантирован в VTA, но наблюдение за высвобождением DA в дорсальном полосатом теле при стимуляции VTA обычно является хорошим признаком того, что в ядре NAc будет наблюдаться хороший сигнал.
  4. Опустите микроэлектрод углеродного волокна до тех пор, пока он не окажется по крайней мере на 6,0 мм ниже твердой мозговой оболочки. Это самая дорсальная часть ядра NAc.
  5. Стимулируйте VTA и регистрируйте пиковую амплитуду пика DA.
  6. Опустите или поднимите микроэлектрод углеродного волокна на участке, который производит наибольшее высвобождение DA.
  7. Убедитесь, что пик реакции DA является четким пиком окисления при 0,6 В и пиком восстановления при -0,2 В. Эти пики свидетельствуют о DA.

4. Комбинированная инфузия и стимуляция FSCV запись

ПРИМЕЧАНИЕ: На рисунке 1 показана временная шкала для записи до и после микроинфузии VTA.

  1. После того, как углеродное волокно и стимулирующий электрод / направляющая канюля были оптимизированы, стимулируйте в течение ~ 20−30 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При текущих параметрах стимуляции не стимулируйте чаще одного раза в 3 мин, чтобы обеспечить везикулярную перезагрузку22.
  2. После достижения стабильного исходного уровня (<20% вариации в течение пяти стимуляций) осторожно опустите внутреннюю канюлю вручную в направляющую канюлю, которая предварительно приспособлена к биполярному стимулятору.
  3. Возьмите дополнительные 2−3 базовые записи, чтобы убедиться, что сама вставка канюли не вызвала изменения вызванного сигнала. В некоторых случаях введение и удаление внутренней канюли может привести к повреждению ВТА. Если сигнал резко меняется в течение этого базового периода (>20%), то сделайте дополнительные 3−4 записи, пока базовая линия не рестабилизируется.
  4. Используя шприцевой насос и микрошприц, вводят 0,5 мкл раствора (например, 0,9% физиологического раствора, N-метил-D-аспартата [NMDA], (2R)-амино-5-фосфоновалеровой кислоты [AP5]) в VTA в течение 2-минутного периода.
  5. После инфузии оставьте внутреннюю канюлю не менее чем на 1 мин перед удалением.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые препараты могут потребовать выхода из внутренней канюли на более длительное время в зависимости от кинетики препарата, и удаление внутренней канюли может привести к тому, что препарат вернется через внутреннюю канюлю. Если есть опасения, можно оставить внутреннюю канюлю в направляющей канюле в течение всей записи. В противном случае запись может начаться после этого интервала в 1 минуту.
  6. Продолжайте запись каждые 3 минуты, чтобы измерить эффекты после инфузии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если инфузия контрольного раствора, и никакого эффекта не наблюдается, можно настаивать второй раз10. Если есть измененное высвобождение DA, вызванное введением внутренней канюли или инфузии физиологического раствора, сигнал обычно восстанавливается до исходного уровня в течение 30 минут.

5. Гистологическая верификация размещения электродов

  1. В конце эксперимента создайте небольшое поражение в месте записи с помощью микроэлектрода углеродного волокна.
    1. Если электрод должен быть сохранен для калибровки после опыта, то используйте вольфрамовую проволоку, помещенную в стеклянный капилляр, выступающий ~ 100 мкм за кончик капилляра. В этом случае поднимите электрод от мозга, замените записывающий электрод вольфрамовым электродом и опустите его до той же дорсовентральной координаты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Углеродное волокно может быть использовано для поражения мозга, а также обеспечит более точное представление о местоположении места записи; однако экспериментатор потеряет способность калибровать эти электроды.
  2. Чтобы повредить место записи, подайте напряжение с помощью блока питания. Начните с 1 В и увеличивайте на 1 В каждые 10 с, пока не будет достигнуто 10 В.
  3. Усыпить животное с помощью смертельной внутрибрюшинной инъекции пентобарбитала (150 мг/кг).
  4. Перфузируйте крысу, используя 4% раствор формалина.
  5. Снимите голову с крысы с помощью заточенной гильотины.
  6. Используя rongeurs, удалите соединительную ткань и череп, окружающие мозг, и осторожно вытесните мозг из любой оставшейся ткани.
  7. Храните мозг в 4% формалина в течение 1 дня, а затем переведите его на 30% сахарозы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перфузия с 4% формалином не требуется, чтобы увидеть место поражения, хотя в качестве лучшей практики это улучшит реконструкцию места поражения.
  8. Создайте 30 мкм срезов мозга с помощью криостата.
  9. Установите срезы на слайды и накройте крышкой.
  10. Обозначьте местоположение микроэлектродного поражения углеродного волокна и расположение канюли биполярного стимулятора/инфузии с помощью светового микроскопа.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

CIS-FSCV был использован для изучения функции VTA N-метил-D-аспартатных рецепторов (NMDAR), никотиновых ацетилхолиновых рецепторов (nAChRs) и мускариновых ацетилхолиновых рецепторов (mAChRs) в стимулировании фазового высвобождения DA в ядре NAc. На рисунке 2 показаны ре?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

CIS-FSCV предоставляет уникальную возможность исследовать механизмы рецепторов VTA, лежащие в основе фазового высвобождения DA. Есть два критических шага для обеспечения правильной записи. Во-первых, должна быть достигнута стабильная базовая запись с небольшим дрейфом в вызванном сигнале D...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Работа поддерживалась Элизабеттаунским колледжем (R.J.W, M.L. и L.M.), стипендией NSF Graduate Fellowship (R.J.W.) и Йельской школой медицины (N.A.).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Electrode Filling Solution/Supplies
MicropipetteWorld Precision InstrumentsMF286-5 (28 gauge)
Potassium AcetateSigma236497-100G
Potassium ChlorideSigmaP3911-25G
Electrode Supplies
Carbon fiberThornelT650
Electrode pullerNarishige InternationalPE-22Note: horizontal pullers can be used as well
Glass capillaryA-M systems626000
Insulated wires for electrodesWeico Wire and Cable IncorporatedUL 1423Length; 10 cm; diameter,0.4mm; must get custom made; insulated material should cover 5 cm of the wire
Light Microscope (for viewing and cutting electrode)Fischer ScientificM3700
PinPhoenix EnterprisesHWS1646To be soldered onto the insuled electrode wire and reference electrode; connects to headstage
PuttyAlcolin23922-1003Used to place electrode on while cutting the carbon fiber
Scalpal BladeWorld Precision Instruments500239For cutting carbon fiber to the apprpriate length
Silver WireSigma327026-4G
FSCV Hardware/Software
Faraday CageU-LineH-3618 (36" x 24" x 42")
PotentiostatUniv. of N. Carolina, Electronics Facility
Stimulating electrodePlasticsOneMS303/2-A/SPCwhen ordering, request a 22 mm cut below pedestal
TarHeel HDCV SoftwareUniversity of North Carolina-Chapel Hill-https://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
UEI breakout boxUniv. of N. Carolina, Electronics Facilityhttps://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
UEI power supplyUniv. of N. Carolina, Electronics Facilityhttps://chem.unc.edu/critcl-main/criticl-electronics/criticl-electronics-hardware/ for ordering information
Stimulator Hardware
Neurolog stimulus isolatorDigitimer Ltd.DS4Neurolog 800A
Infusion/Stimulation Supplies
Infusion PumpNew Era Syringe PumpNE-300
Internal CannulaPlasticsOneC315I/SPC INTERNAL 33GA
Microliter SyringeHamilton80308
TubingPlasticsOneC313CT/ PKG TUBING 023 X 050 PE50
Surgical Supplies
Cannula HolderKopf Instruments1776 P-1
Cotton Tip ApplicatorsVitality Medical806
Electrode HolderKopf Instruments1770
Heating PadKent ScientificRT-0501
Povidone IodineVitality Medical29906-004
ScrewsStoeltingBone Anchor Screws/Pkg.of 1001.59 mm O.D., 3.2 mm long
Silver wire reference with AgClInVivo MetricE255A
Square GauzeVitality Medical441408
StereotaxKopf InstrumentsModel 902 (Dual Arm Bar)
Histological Supplies
FormulinSigma1004960700
Power supplyBK Precision9110
SucroseSigma80497
Tungsten microelectrodeMicroProbesWE30030.5A3
Drugs for infusions
((2R)-amino-5-phosphonovaleric acidSigma AldrichA5282
N-methyl-D-aspartateSigma AldrichM3262
Mecamylamine hydrochloride (M9020-5mg)Sigma AldrichM9020
Scopolamine hydrobromide (S0929-1g)Sigma AldrichS0929

Ссылки

  1. Grace, A. A., Bunney, B. S. The control of firing pattern in nigral dopamine neurons: burst firing. Journal of Neuroscience. 4 (11), 2877-2890 (1984).
  2. Lester, D. B., et al. Midbrain acetylcholine and glutamate receptors modulate accumbal dopamine release. Neuroreport. 19 (9), 991-995 (2008).
  3. Lodge, D. J., Grace, A. A. The laterodorsal tegmentum is essential for burst firing of ventral tegmental area dopamine neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (13), 5167-5172 (2006).
  4. Li, C., et al. Mu Opioid Receptor Modulation of Dopamine Neurons in the Periaqueductal Gray/Dorsal Raphe: A Role in Regulation of Pain. Neuropsychopharmacology. 41 (8), 2122-2132 (2016).
  5. Zhang, H. Y., et al. Expression of functional cannabinoid CB2 receptor in VTA dopamine neurons in rats. Addiction Biology. 22 (3), 752-765 (2017).
  6. Wickham, R. J., et al. Advances in studying phasic dopamine signaling in brain reward mechanisms. Frontiers in Bioscience. 5, 982-999 (2013).
  7. Wightman, R. M., et al. Monitoring of transmitter metabolites by voltammetry in cerebrospinal fluid following neural pathway stimulation. Nature. 262 (5564), 145-146 (1976).
  8. Grace, A. A., Bunney, B. S. The control of firing pattern in nigral dopamine neurons: single spike firing. Journal of Neuroscience. 4 (11), 2866-2876 (1984).
  9. Mameli-Engvall, M., et al. Hierarchical control of dopamine neuron-firing patterns by nicotinic receptors. Neuron. 50 (6), 911-921 (2006).
  10. Wickham, R., et al. Ventral tegmental area alpha6beta2 nicotinic acetylcholine receptors modulate phasic dopamine release in the nucleus accumbens core. Psychopharmacology. 229 (1), 73-82 (2013).
  11. Solecki, W., et al. Differential role of ventral tegmental area acetylcholine and N-methyl-D-aspartate receptors in cocaine-seeking. Neuropharmacology. 75, 9-18 (2013).
  12. John, C. E., Jones, S. R. Fast Scan Cyclic Voltammetry of Dopamine and Serotonin in Mouse Brain Slices. Electrochemical Methods for Neuroscience. Michael, A. C., Borland, L. M. , CRC Press/Taylor & Francis. Boca Raton, FL. (2007).
  13. Rice, M. E., Cragg, S. J. Nicotine amplifies reward-related dopamine signals in striatum. Nature Neuroscience. 7 (6), 583-584 (2004).
  14. Espana, R. A., et al. Hypocretin 1/orexin A in the ventral tegmental area enhances dopamine responses to cocaine and promotes cocaine self-administration. Psychopharmacology. 214 (2), 415-426 (2011).
  15. Addy, N. A., et al. The L-type calcium channel blocker, isradipine, attenuates cue-induced cocaine-seeking by enhancing dopaminergic activity in the ventral tegmental area to nucleus accumbens pathway. Neuropsychopharmacology. 43 (12), 2361-2372 (2018).
  16. Hermans, A., Wightman, R. M. Conical tungsten tips as substrates for the preparation of ultramicroelectrodes. Langmuir. 22 (25), 10348-10353 (2006).
  17. Borland, L. M., Michael, A. C. An Introduction to Electrochemical Methods in Neuroscience. Electrochemical Methods for Neuroscience. Borland, L. M., Michael, A. C. , CRC Press/Taylor & Francis. Boca Raton, FL. (2007).
  18. Mundroff, M. L., Wightman, R. M. Amperometry and cyclic voltammetry with carbon fiber microelectrodes at single cells. Current Protocols in Neuroscience. 6 (6), 14(2002).
  19. Rodeberg, N. T., et al. Hitchhiker's Guide to Voltammetry: Acute and Chronic Electrodes for in vivo Fast-Scan Cyclic Voltammetry. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 221-234 (2017).
  20. Sabeti, J., Gerhardt, G. A., Zahniser, N. R. Chloral hydrate and ethanol, but not urethane, alter the clearance of exogenous dopamine recorded by chronoamperometry in striatum of unrestrained rats. Neuroscience Letters. 343 (1), 9-12 (2003).
  21. Masuzawa, M., et al. Pentobarbital inhibits ketamine-induced dopamine release in the rat nucleus accumbens: a microdialysis study. Anesthesia & Analgesia. 96 (1), 148-152 (2003).
  22. Montague, P. R., et al. Dynamic gain control of dopamine delivery in freely moving animals. Journal of Neuroscience. 24 (7), 1754-1759 (2004).
  23. Keithley, R. B., et al. Higher sensitivity dopamine measurements with faster-scan cyclic voltammetry. Analytical Chemistry. 83 (9), 3563-3571 (2011).
  24. Jackson, B. P., Dietz, S. M., Wightman, R. M. Fast-scan cyclic voltammetry of 5-hydroxytryptamine. Analytical Chemistry. 67 (6), 1115-1120 (1995).
  25. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  26. Wenzel, J. M., et al. Phasic Dopamine Signals in the Nucleus Accumbens that Cause Active Avoidance Require Endocannabinoid Mobilization in the Midbrain. Current Biology. 28 (9), 1392-1404 (2018).
  27. Spanos, M., et al. NMDA Receptor-Dependent Cholinergic Modulation of Mesolimbic Dopamine Cell Bodies: Neurochemical and Behavioral Studies. ACS Chemical Neuroscience. 10 (3), 1497-1505 (2019).
  28. Cheer, J. F., et al. Cannabinoids enhance subsecond dopamine release in the nucleus accumbens of awake rats. Journal of Neuroscience. 24 (18), 4393-4400 (2004).
  29. Melchior, J. R., et al. Optogenetic versus electrical stimulation of dopamine terminals in the nucleus accumbens reveals local modulation of presynaptic release. Journal of Neurochemistry. 134 (5), 833-844 (2015).
  30. Sun, F., et al. A Genetically Encoded Fluorescent Sensor Enables Rapid and Specific Detection of Dopamine in Flies, Fish, and Mice. Cell. 174 (2), 481-496 (2018).
  31. Robinson, D. L., et al. Monitoring rapid chemical communication in the brain. Chemical Reviews. 108 (7), 2554-2584 (2008).
  32. Park, J., et al. Heterogeneous extracellular dopamine regulation in the subregions of the olfactory tubercle. Journal of Neurochemistry. 142 (3), 365-377 (2017).
  33. Ganesana, M., Venton, B. J. Early changes in transient adenosine during cerebral ischemia and reperfusion injury. PLoS One. 13 (5), e0196932(2018).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

158N D

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены