Microdissection du cerveau de souris en régions fonctionnellement et anatomiquement différentes

Résumé

Nous présentons un protocole pratique, étape par étape, rapide pour l’ablation du cerveau de souris et la dissection de régions discrètes à partir de tissus cérébraux frais. L’obtention de régions cérébrales pour l’analyse moléculaire est devenue une routine dans de nombreux laboratoires de neurosciences. Ces régions du cerveau sont immédiatement congelées pour obtenir des données transcriptomiques de haute qualité pour l’analyse au niveau du système.

Résumé

Le cerveau est le centre de commande du système nerveux des mammifères et un organe doté d’une énorme complexité structurelle. Protégé à l’intérieur du crâne, le cerveau est constitué d’une enveloppe externe de matière grise sur les hémisphères connue sous le nom de cortex cérébral. Sous cette couche résident de nombreuses autres structures spécialisées qui sont essentielles pour de multiples phénomènes importants pour l’existence. L’acquisition d’échantillons de régions cérébrales macroscopiques spécifiques nécessite des étapes de dissection rapides et précises. Il est entendu qu’au niveau microscopique, de nombreuses sous-régions existent et traversent probablement les frontières régionales arbitraires que nous imposons aux fins de cette dissection.

Les modèles murins sont couramment utilisés pour étudier les fonctions cérébrales humaines et les maladies. Les changements dans les schémas d’expression génique peuvent être limités à des zones spécifiques du cerveau ciblant un phénotype particulier en fonction de l’état malade. Ainsi, il est d’une grande importance d’étudier la régulation de la transcription par rapport à son organisation structurelle bien définie. Une compréhension complète du cerveau nécessite d’étudier des régions cérébrales distinctes, de définir des connexions et d’identifier les différences clés dans les activités de chacune de ces régions du cerveau. Une compréhension plus complète de chacune de ces régions distinctes pourrait ouvrir la voie à des traitements nouveaux et améliorés dans le domaine des neurosciences. Ici, nous discutons d’une méthodologie étape par étape pour disséquer le cerveau de la souris en seize régions distinctes. Dans cette procédure, nous nous sommes concentrés sur l’ablation et la dissection cérébrale de souris mâles C57Bl / 6J (6-8 semaines) dans plusieurs régions en utilisant des repères neuroanatomiques pour identifier et échantillonner des régions cérébrales discrètes fonctionnellement pertinentes et comportementales. Ce travail aidera à établir une base solide dans le domaine des neurosciences, menant à des approches plus ciblées dans la compréhension plus profonde de la fonction cérébrale.

Introduction

Le cerveau, ainsi que la moelle épinière et la rétine, constituent le système nerveux central qui exécute des comportements complexes, contrôlés par des types de cellules spécialisées, positionnées avec précision et en interaction dans tout le corps¹. Le cerveau est un organe complexe avec des milliards de neurones interconnectés et de glies avec des circuits précis remplissant de nombreuses fonctions. C’est une structure bilatérale avec deux lobes distincts et divers composants cellulaires². La moelle épinière relie le cerveau au monde extérieur et est protégée par les os, les méninges et le liquide céphalorachidien et achemine les messages vers et depuis le cerveau ^2,3,4. La surface du cerveau, le cortex cérébral, est inégale et possède des plis distincts, appelés gyri, et des rainures, appelées sulci, qui séparent le cerveau en centres fonctionnels⁵. Le cortex est lisse chez les mammifères avec un petit cerveau ^6,7. Il est important de caractériser et d’étudier l’architecture du cerveau humain afin de comprendre les troubles liés aux différentes régions du cerveau, ainsi que ses circuits fonctionnels. La recherche en neurosciences s’est développée ces dernières années et diverses méthodes expérimentales sont utilisées pour étudier la structure et la fonction du cerveau. Les développements dans les domaines de la biologie moléculaire et systémique ont inauguré une nouvelle ère d’exploration de la relation complexe entre les structures cérébrales et le fonctionnement des molécules. De plus, la biologie moléculaire, la génétique et l’épigénétique se développent rapidement, ce qui nous permet de faire progresser nos connaissances sur les mécanismes sous-jacents impliqués dans le fonctionnement des systèmes. Ces analyses peuvent être effectuées sur une base beaucoup plus localisée, pour aider à cibler l’investigation et le développement de thérapies plus efficaces.

Le cerveau des mammifères est structurellement défini en régions discrètes clairement identifiables; Cependant, les complexités fonctionnelles et moléculaires de ces structures discrètes ne sont pas encore clairement comprises. La nature multidimensionnelle et multicouche du tissu cérébral rend ce paysage difficile à étudier au niveau fonctionnel. De plus, le fait que plusieurs fonctions soient assurées par la même structure et vice versa complique encore la compréhension du cerveau⁸. Il est essentiel que l’approche expérimentale exécutée pour la caractérisation structurelle et fonctionnelle des régions cérébrales utilise des méthodologies de recherche précises pour parvenir à une cohérence dans l’échantillonnage pour corréler l’architecture neuroanatomique avec la fonction. La complexité du cerveau a été récemment expliquée en utilisant le séquençage unicellulaire ^9,10 tel que le gyrus temporal du cerveau humain qui est composé de 75 types cellulaires distincts ¹¹. En comparant ces données à celles d’une région analogue du cerveau de la souris, l’étude révèle non seulement des similitudes dans leur architecture et leurs types de cellules, mais présente également les différences. Pour démêler les mécanismes complexes, il est donc important d’étudier diverses régions du cerveau avec une précision totale. Les structures et la fonction conservées entre un cerveau humain et un cerveau de souris permettent l’utilisation d’une souris comme substitut préliminaire pour élucider la fonction cérébrale humaine et les résultats comportementaux.

Avec l’avancement des approches de biologie des systèmes, l’obtention d’informations à partir de régions cérébrales discrètes chez les rongeurs est devenue une procédure clé dans la recherche en neurosciences. Alors que certains protocoles tels que la microdissection par capture laser¹² peuvent être coûteux, les protocoles mécaniques sont peu coûteux et réalisés à l’aide d’outils couramment disponibles^13,14. Nous avons utilisé plusieurs régions du cerveau pour des tests transcriptomiques¹⁵ et avons développé une procédure pratique et rapide pour disséquer les régions cérébrales d’intérêt de souris étape par étape en peu de temps. Une fois disséqués, ces échantillons peuvent être stockés immédiatement dans des conditions froides pour préserver les acides nucléiques et les protéines de ces tissus. Notre approche peut être réalisée plus rapidement, ce qui conduit à une efficacité élevée et permet moins de risques de détérioration des tissus. En fin de compte, cela augmente les chances de générer des expériences reproductibles de haute qualité utilisant des tissus cérébraux.

Protocole

Les procédures de manipulation et d’expérimentation des animaux ont été menées conformément aux directives européennes, nationales et institutionnelles en matière de soins aux animaux. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) du Centre de recherche sur la santé environnementale de l’armée américaine, maintenant Walter Reed Army Institute of Research (WRAIR) et réalisées dans un établissement accrédité par l’Association for the Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC).
NOTE: La procédure sera effectuée sur des souris mâles âgées de six à huit semaines de la souche C57BL / 6j euthanasiées par luxation cervicale¹⁶. Aucune perfusion n’est effectuée dans notre laboratoire, mais ce protocole pourrait être modifié afin que des perfusions pour éliminer le sang du système vasculaire puissent être effectuées. Toutes les fournitures requises pour la dissection sont énumérées dans le tableau des matériaux. La dissection est subdivisée en trois composantes, dont l’ablation du cerveau, l’ablation de l’hypophyse et la dissection cérébrale. L’objectif de la collecte de tissus cérébraux est de les traiter pour des tests transcriptomiques après des extractions d’ARN. Dès que la région du cerveau est disséquée, nous transférons immédiatement chacune des régions du cerveau dans un flacon de congélation déjà étiqueté, puis stockons le flacon dans de l’azote liquide ou -80 ° C.
REMARQUE: Une connaissance approfondie de la neuroanatomie est essentielle pour effectuer cette procédure. Les sections horizontales et longitudinales, ainsi que les sections transversales habituelles, devraient être étudiées et apprises. Comme le tissu cérébral se dégrade très rapidement, il n’y a pas le temps de consulter un atlas pendant l’exécution de cette procédure.

1. Enlèvement du cerveau de souris

1. Serrez le maxillaire de la tête décapitée avec un hémostatique (Figure 2i) et utilisez un tampon de gaze pour refléter le cuir chevelu rostralement en créant un champ sec sur le dos du crâne (Figure 2ii).
2. Insérez les fins ciseaux incurvés dans le foramen magnum pour séparer les méninges adhérentes. Ici, insérez les ciseaux à l’ouverture sur la base du crâne est le foramen magnum, où la moelle épinière passe avec la lame pointant verticalement (position 12 heures), mais parallèle et pressant contre la surface interne de l’os de la plaque basale (c’est-à-dire le squama occipital) et tournant la lame de quarante-cinq ° vers le côté gauche puis vers le côté droit.
3. Continuez à faire pivoter le poignet pour arracher l’os de la plaque basale qui coupera le milieu de l’os restant en continuant dans l’os occipital et les os intrapariétaux indiscrets à gauche et à droite jusqu’à ce qu’ils soient retirés. De la même manière, retirez l’os occipital et l’os intrapariétal pour exposer le cervelet.
   REMARQUE : À ce stade, la structure osseuse creuse appelée bulles tympaniques, sur la partie postérieure ventrale du crâne qui entoure des parties de l’oreille moyenne et interne, peut être enlevée à moins que l’on ne dissèque les lobes postérieur et antérieur de l’hypophyse (figure 2iii).
4. Retirez les attaches musculaires à la crête temporale à l’aide d’une lame de ciseaux tranchante incurvée. Placer un membre des ciseaux pointus incurvés sous la suture lambdoïde pénétrant dans la jonction des sinus transverse et sagittal (Figure 2iv).
5. Avancez les ciseaux rostralement le long de la suture médio-sagittale jusqu’au bregma et coupez-le très doucement tout en soulevant soigneusement vers le haut pour éviter la lacération du cortex cérébral. Il s’agit d’une étape critique de la procédure (figure 2v).
6. À cette étape, les os pariétaux sont soulevés et tournés, grattant ainsi la surface interne de l’os pour identifier et couper les attaches méningées restantes. Saisissez l’os temporal indiscret vers l’extérieur, loin du cerveau. Retirer l’os frontal de chaque côté à l’aide de ciseaux incurvés ou d’un rongeur dans l’orbite et couper coronalement perpendiculairement à la crête orbitale, mais pas plus loin que la ligne médiane (Figure 2vii).
7. Faire deux coupes parallèles et distantes d’environ 4 mm dans le plan sagittal (figure 2viii).
   REMARQUE: Ne coupez pas les deux côtés avec un seul trait.
8. Retirez les fragments de l’os frontal en évitant de lacéré la surface du cerveau (Figure 2ix). À ce stade, utilisez un ciseau fin pour couper la dure-mère, qui devrait être accessible entre les bulbes olfactifs.
9. Inversez doucement le crâne pour permettre à la gravité d’aider à l’élimination du cerveau, tout en continuant à identifier et à couper les attaches méningées restantes et les nerfs crâniens. Le cerveau sera libéré en coupant le plus gros nerf trijumeau attaché au cerveau et est clairement visible s’étendant à partir de la base du calvarium (Figure 2x).
   REMARQUE : Transférer le cerveau dans une solution saline froide (citrate de sodium glacé sans RNase (0,9 %) ou solution saline physiologique (0,9 %) pour une dissection ultérieure.

2. Dissection des hypophyses antérieure et postérieure

REMARQUE: Les glandes pituitaires sont recouvertes d’une membrane très dure en forme de tente, avec une crête qui s’étend latéralement entre les nerfs trijumeaux gauche et droit. Ces structures sont extrêmement douces et délicates et, à ce titre, il est recommandé de disséquer séparément les lobes postérieur et antérieur de l’hypophyse par étapes, in situ, directement à partir du crâne. Immédiatement après la dissection, transférer l’hypophyse respective dans un flacon pré-marqué et conserver le flacon dans de l’azote liquide, de préférence sinon -80 °C. L’hypophyse repose exactement sur la jonction des os occipitaux et basisphénoïdes; S’ils fléchissent, l’architecture hypophysaire est perturbée.

1. Gardez les bulles auditives intactes pour vous assurer que l’anatomie de l’hypophyse est intacte et facilement identifiable (Figure 2ix).
2. Disséquer le lobe postérieur de l’hypophyse suivi du lobe antérieur de l’hypophyse, du reste du crâne.
3. Faire une coupe parasagittale extrêmement petite des deux côtés dans la crête de la tente membraneuse et soulever le lobe postérieur de l’hypophyse avec une pince ultra-fine, en prenant soin de ne pas perturber le tissu hypophysaire antérieur (Figure 2x).
4. Faire une coupe sagittale entre les marges latérales du lobe antérieur de l’hypophyse et du nerf trijumeau le plus proche et soulever le lobe antérieur de l’hypophyse par la suite (Figure 2x).

3. Dissection cérébrale de souris

REMARQUE : Immédiatement après l’ablation du cerveau et de l’hypophyse, une autre dissection est effectuée sur un bloc d’acier inoxydable prérefroidi (figure 3). Après la dissection, transférer les régions du cerveau dans des flacons pré-marqués et transférer les flacons de préférence à l’azote liquide sinon -80 °C. Les structures produites par la méthode descendante (dans l’ordre chronologique) sont potentiellement les suivantes : cervelet (CB), tronc cérébral/cerveau postérieur (pons et bulbe rachidien) (HB), bulbes olfactifs (OB) comme bulbes olfactifs accessoires, cortex préfrontal médian (MPFC), cortex préfrontal latéral (FCX), corps striatum antérieur et postérieur (ST), striatum ventral (VS) composé du noyau accumbens (NAC) et tubercule olfactif (OT), septum (SE), aire préoptique, cortex piriforme (PFM), hypothalamus (HY), amygdale (AY), hippocampe (HC), cortex cingulaire postérieur (CNG), cortex entorhinal (ERC), mésencéphale (MB) avec thalamus et reste du cortex cérébral (ROC) (tableau 1). Des régions spécifiques seront discutées par ordre d’isolement, en travaillant avec un seul hémisphère.

1. Prenez grand soin de retirer le cerveau du calvarium car les repères peuvent être détruits en cas de lacérations. À cette étape, effectuez toutes les dissections à l’aide d’une protection faciale, en particulier une visière de bijoutier 7x, et l’éclairage sera assuré par des lampes chirurgicales positionnées sur chacune des épaules du dissecteur. Une grande partie de la dissection sera réalisée à l’aide de petites pinces incurvées en mode émoussé (c.-à-d. pinces de Graefe).
2. Placez le cerveau sur un bloc d’acier inoxydable (Figure 4i et Figure 4ii). Gardez le bloc froid en l’entourant de glace et d’une solution saline glacée. Humidifiez périodiquement le tissu avec une solution saline glacée pour préserver les structures.
3. Positionnez le cerveau de telle sorte que les cortex cérébraux soient orientés vers le haut. À l’aide de petites pinces incurvées, réfléchissez doucement le CB en exposant les pédoncules cérébelleux supérieur, moyen et inférieur et retirez le CB (Figure 4iii et Figure 4iv).
4. Faites une coupe mi-sagittale à partir du dos et entre l’obstétrique et les hémisphères cérébraux (Figure 4v) et veillez à ne pas s’étendre plus loin que la commissure antérieure. À ce stade, le vermis peut être facilement séparé des parties latérales et HB sera obtenu par une coupe coronale à la marge antérieure des pons.
5. Séparer la moelle par une coupe coronale à la marge postérieure du pons.
   REMARQUE: À ce stade, le diencéphale, la partie postérieure du cerveau antérieur contenant l’épithalamus, le thalamus, l’hypothalamus et le thalamus ventral et le troisième ventricule, sera tourné côté ventral vers le haut, et une coupe médio-sagittale sera faite à partir du chiasme optique rostrally. La dissection des hémisphères cérébraux suivie de l’ablation de l’obstétrique de l’un des hémisphères se fera à cette étape (Figure 4v et Figure 4vi).
6. Séparer les hémisphères cérébraux (Figure 4v) avant de disséquer davantage le diencéphale (Figure 4v). L’approche dorsale sera utilisée par dissection émoussée minutieuse pour préserver les points de repère médians saillants de la critique. Visualisez chaque connexion interhémisphérique avant de les couper, car cela minimisera la possibilité de dévier de la ligne médiane.
   NOTE: À cette étape, l’un des hémisphères cérébraux (hémicerveau) peut être préservé et le deuxième hémisphère peut être utilisé pour une dissection ultérieure
7. Glissez les lames fermées d’une petite pince incurvée, sous le corps calleux et écartez-les doucement pour rétracter le néocortex bilatéralement. Le corps calleux est une large bande de fibres nerveuses qui relie les deux hémisphères qui seront carrément disséqués en pinçant avec la pince, sans perturber les structures médianes situées en dessous.
   REMARQUE: Les faces mésiales des hémisphères auront plusieurs repères visibles tels que des structures myélinisées comme le genu du corps calleux, les fornices et la commissure antérieure. En outre, bien que quelques millimètres latéraux à la ligne médiane, le tractus mammillothalamique et le fasciculus retroflexus peuvent également être visibles.
8. Divisez en deux les multiples structures qui traversent la ligne médiane. Cela comprendra le corps calleux, la commissure antérieure, la commissure fornix ventrale, la commissure postérieure, la commissure fornix dorsale, la décussation supra mamillaire, la commissure colliculus supérieure, la commissure fornix ventrale et les fibres thalamiques périventriculaires.
9. Faites particulièrement attention à cette étape dans ou près de la ligne médiane qui pourrait être partiellement compromise par la méthode d’approche dorsale. Toutes les structures de suivi sont à risque si elles ne sont pas effectuées avec soin.
10. Retirer l’OB (cunéiforme et couleur plus claire) et les bulbes olfactifs accessoires suivis d’une collecte du MPFC (aire 1 du cortex cingulaire, cortex prélimbique, infralimbique, orbital médian et moteur secondaire [M2]) et FCX par une coupe coronale qui est faite 1mm avant le genre du corps calleux (Figure 4vii). Diviser la section résultante par une coupe parasagittale de 1/3 de la distance entre la surface médiale et la surface latérale, en donnant MPFC médialement et le reste de FCX latéralement. Le cortex cingulaire est l’analogue murin du MPFC.
    NOTE: Cette tranche de tissu contiendra également une petite quantité du M2 (cortex moteur secondaire) ¹⁷ et est inévitable.
11. Faire une coupe coronale au niveau de la commissure antérieure conduisant à la visibilité du membre antérieur de la commissure antérieure dans la section transversale sur la face rostrale de la section coronale résultante alors que la partie transversale sera révélée dans la face caudale de la section Ceci est un point de repère de confirmation pour NAC¹⁸. Le VS est composé du NAC et de l’OT.
    NOTE: Il y a un membre antérieur en plus du segment transversal dans la commissure antérieure et il est appelé commissure antérieure, pars antérieur.
12. Couper partiellement horizontalement à travers la partie transversale de la commissure antérieure à partir de la ligne médiane sous la corne antérieure du ventricule latéral, pour libérer le noyau septal dorsalement et le VS ventralement. Retirez la petite quantité du cortex de la surface latérale où la NAC et l’OT seront enlevées.
13. Séparer la partie rostrale du ST du cortex sus-jacent au moyen d’un scalpel incurvé coupé juste à l’extérieur de la capsule externe en prenant soin de ne pas inclure de tissu striatal dans l’échantillon cortical. A ce stade, les noyaux septaux /SE seront visibles et pourront être facilement prélevés sur cette tranche (Figure 4viii).
    NOTE: Les limites antérieure et postérieure du PFM sont définies par des plans coronaux imaginaires qui sont alignés avec la commissure antérieure et les corps mamillaires respectivement. La limite médiale est définie par la capsule externe¹⁸.
14. Sur la surface latérale de l’hémisection restante du diencéphale, faire une coupe horizontale partielle le long du sillon rhinal s’étendant caudalement, mais seulement jusqu’au niveau du plan coronal imaginaire avec les corps mamillaires. Faire une coupe coronale partielle, s’étendant médialement à 1 mm de la surface corticale latérale dans le plan des corps mamillaires du HY. Ici, l’incision para-sagittale dans le plan du claustrum va libérer le PFM (Figure 4ix et Figure 4x).
    NOTE: Sur la surface médiale de l’hémisection restante du diencéphale, de nombreuses caractéristiques anatomiques seront visibles, y compris les corps mamillaires, le fasciculus retroflexus et la strie médullarisée. Un motif semi-circulaire (côté concave dorsal) sera visible, ce qui indique la marge entre le thalamus et le HY. Le HY sera facilement identifié sur la vue de la section médio-sagittale par le chiasme optique antéroventralement et commissure antérieure antéro-dorsale et les corps mamillaires avec le fasciculus retroflexus postérieurement. Ces derniers repères ont été bien affichés dans l’atlas¹⁷ ainsi que dans le contexte du cerveau antérieur de souris albinos¹⁹.
15. Faire une coupe coronale partielle postérieure aux corps mamillaires, ne s’étendant que latéralement jusqu’au sillon hypothalamique. À ce stade, une coupe parasagittale le long du sillon hypothalamique libère maintenant le HY .
16. Impliquer l’éversion du ventricule latéral pour révéler des connexions intra-limbiques supplémentaires et les composants restants du système limbique. En regardant la face médiale de l’hémisection restante du diencéphale, les pinces incurvées seront la meilleure option car elles permettent au technicien de manipuler autour d’autres sections délicates de la zone environnante utilisées pour sectionner le fornix et sont insérées dans le ventricule latéral et doucement dilatées, en utilisant une dissection contondante pour ouvrir le ventricule et faire pivoter le HC 90° du plan vertical au plan horizontal. Il peut être nécessaire d’utiliser la lame #11 pour sectionner l’artère choroïdienne / plexus choroïde car la pointe pointue peut aider à des coupes précises.
17. Faites pivoter le GNC de 90° (mais dans le sens opposé au HC) pour qu’il soit dans le plan horizontal. À l’aide d’une pince, faites pivoter doucement le HC de 180° vers l’extérieur et latéralement, ce qui rendra la surface interne de l’ERC visible et orientée vers le haut.
18. On verra converger vers un rayon de fibres myélinisées provenant de la CRE pour former le faisceau angulaire, y compris le chemin perforant et sa fixation au HC. Faites pivoter le thalamus et MB de 180° dorsalement pour révéler ventralement l’AY.
19. Si nécessaire, soulevez le tractus optique pour révéler la fixation de la strie terminale, car il contiendra des bandes de fibres le long de la marge latérale de la surface ventriculaire du thalamus jusqu’à l’AY et clarifiera les contours de l’AY .
    REMARQUE: Le HC et le fornix seront clairement visibles dans leur intégralité, imbriqués dans le ventricule latéral et peuvent être facilement soulevés. Le ventricule latéral sera tapissé de pie-mère et les origines en éventail du chemin perforant à travers l’aspect sous-piaire très transparent de la CRE seront visibles²⁰.
20. La surface externe de la CRE médiane aura une couche proéminente visible de grandes cellules pyramidales. En outre, une convergence dense de fibres colorant Golgi sera une caractéristique saillante de l’ERC médial. Dans cette procédure de dissection, après avoir éversé le ventricule latéral, ces fibres seront facilement visibles sur la surface médiale à travers la pie-mère, qui tapisse les surfaces internes des ventricules, formant une structure en éventail très proéminente.
21. Remarquez que les fibres s’accumulent subpialement, descendent et quittent l’ERC ventral, s’étendent vers l’arrière puis montent verticalement pour perforer le HC. Cette structure en éventail dans le CEE sera utilisée pour définir les marges aux fins de la dissection. Identifier et retirer dans l’ordre des structures AY, ERC, CNG et HC .
    NOTE: La définition d’un bon point de repère pour la dissection AY sera une clé pour la prochaine étape et la jonction sur la marge postérieure où la strie terminale rencontre l’AY sera un bon point.
22. À ce stade, les structures restantes comprennent le thalamus et le MB. Confirmer l’identification du thalamus par visualisation de la strie médullaire sur sa surface dorsale s’étendant dans le plan rostrocaudal médian. Séparer complètement le thalamus du mésencéphale par une caudale coronale coupée à l’habenula et rostrale aux collicules supérieurs. Le ROC est enregistré à cette étape.
23. À ce stade, complétez la collecte de toutes les régions du cerveau et, immédiatement (au fur et à mesure que chacune est obtenue), stockez les échantillons congelés jusqu’à un traitement ultérieur.

Résultats

Notre compréhension de la structure et de la fonction complexes du cerveau évolue et s’améliore rapidement. Le cerveau contient plusieurs régions distinctes et la construction d’une carte moléculaire peut nous aider à mieux comprendre le fonctionnement du cerveau. Dans cet article de méthode, nous avons discuté de la dissection du cerveau de la souris en plusieurs régions distinctes (tableau 1). Dans ce protocole, les structures sont identifiées en fonction des repères critiques et sont ob...

Discussion

Le cerveau des mammifères est un organe complexe composé d’un ensemble de cellules morphologiquement distinctes et fonctionnellement uniques avec diverses signatures moléculaires et de multiples régions qui remplissent des fonctions spécialisées et discrètes. La procédure de dissection décrite ici peut avoir plusieurs objectifs en fonction des exigences du laboratoire. Dans notre laboratoire, nous avons évalué la transcription dans plusieurs régions du cerveau recueillies chez des souris exposées au SSPT c...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Brain Removal
Deaver scissors	Roboz Surgical Store	RS-6762	5.5" straight sharp/sharp
Deaver scissors	Roboz Surgical Store	RS-6763	5.5" curved sharp/sharp
Delicate operating scissors	Roboz Surgical Store	RS-6703	4.75" curved sharp/sharp
Delicate operating scissors	Roboz Surgical Store	RS-6702	4.75" straight sharp/sharp
Light operating scissors	Roboz Surgical Store	RS-6753	5" curved Sharp/Sharp
Micro spatula, radius and tapered flat ends			stainless steel mirror finish
Operating scissors 6.5"	Roboz Surgical Store	RS-6846	curved sharp/sharp
Tissue forceps	Roboz Surgical Store	RS-8160	4.5” 1X2 teeth 2mm tip width
Rongeur (optional)	Roboz Surgical Store	RS-8321 many styles to choose	Lempert Rongeur 6.5" 2X8mm
Pituitary Dissection
Scalpel handle	Roboz Surgical Store	RS-9843	Scalpel Handle #3 Solid 4"
and blades	Roboz Surgical Store	RS-9801-11	Sterile Scalpel Blades:#11 Box 100 40mm
Super fine forceps Inox	Roboz Surgical Store	RS-4955	tip size 0.025 X 0.005 mm
Brain Dissection
A magnification visor	Penn Tool Col	40-178-6	2.2x Outer and 3.3x Inner Lens Magnification, Rectangular Magnifier
Dissection cold plate	Cellpath.com	JRI-0100-00A	Iceberg cold plate & base
Graefe forceps, full curve extra delicate	Roboz Surgical Store	RS-5138	0.5 mm Tip 4” (10 cm) long
Light operating scissors	Roboz Surgical Store	RS-6753	5" curved sharp/sharp
Scalpel handle	Roboz Surgical Store	RS-9843 (repeated above)	Scalpel Handle #3 Solid 4"
and blades (especially #11)	Roboz Surgical Store	RS-9801-11 (repeated above)	Sterile Scalpel Blades:#11 Box 100 40mm
Spatula	Amazon	MS-SQRD9-4	Double Ended Spatula Square AND Round End
Tissue forceps	Roboz Surgical Store	RS-8160 (repeated above)	4.5” 1X2 teeth