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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce protocole décrit les méthodes de sous-culture et de cryoconservation des organoïdes de l’adénocarcinome de l’œsophage avec et sans digestion unicellulaire pour permettre aux chercheurs de choisir des stratégies appropriées en fonction de leur conception expérimentale.

Résumé

Le manque de modèles de recherche translationnelle appropriés reflétant la maladie primaire pour explorer la tumorigenèse et les stratégies thérapeutiques est un obstacle majeur dans l’adénocarcinome de l’œsophage (CAE). Les organoïdes dérivés du patient (AOP) sont récemment apparus comme un modèle préclinique remarquable dans une variété de cancers. Cependant, il existe encore peu de protocoles disponibles pour le développement des AOP EAC. Une fois les AOP établies, la propagation et la cryoconservation sont essentielles pour d’autres analyses en aval. Ici, deux méthodes différentes ont été normalisées pour la sous-culture et la cryoconservation des PDO EAC, c’est-à-dire avec et sans digestion unicellulaire. Les deux méthodes peuvent obtenir de manière fiable la viabilité cellulaire appropriée et sont applicables à une configuration expérimentale diversifiée. L’étude actuelle a démontré que la sous-culture des AOP EAC avec digestion unicellulaire convient à la plupart des expériences nécessitant un contrôle du nombre de cellules, une densité uniforme et une structure creuse qui facilite le suivi de la taille. Cependant, la méthode à base de cellules uniques montre une croissance plus lente en culture ainsi qu’après une nouvelle culture à partir de stocks congelés. En outre, la sous-culture avec digestion unicellulaire se caractérise par la formation de structures creuses avec un noyau creux. En revanche, le traitement des AOP EAC sans digestion unicellulaire est favorable à la cryoconservation, à l’expansion et à la caractérisation histologique. Dans ce protocole, les avantages et les inconvénients de la sous-culture et de la cryoconservation des AOP EAC avec et sans digestion unicellulaire sont décrits pour permettre aux chercheurs de choisir une méthode appropriée pour traiter et étudier leurs organoïdes.

Introduction

Le cancer de l’œsophage (EC) est la dixième cause de décès par cancer dans le monde1. L’adénocarcinome de l’œsophage (CAE) est l’un des principaux sous-types histologiques de la CE et survient principalement dans les pays occidentaux2. Au cours de la dernière décennie, l’incidence de la CAE a considérablement augmenté dans de nombreux pays développés, y compris en Allemagne3. En raison de l’agressivité du cancer et de l’absence de symptômes au stade précoce du développement de la tumeur, le pronostic global chez les patients atteints de CAE est mauvais, montrant un taux de survie à 5 ans d’environ 20%2,4,5.

Depuis la fin du XXe siècle, plusieurs modèles ont été établis pour la recherche biomédicale de l’EAC. Les lignées cellulaires EAC humaines classiques qui ont été établies dans les années 19906, étendent nos connaissances de la biologie tumorale EAC, de la génétique tumorale ainsi que des stratégies anti-tumorales, et sont couramment utilisées dans la recherche EAC. En outre, certains groupes de recherche ont développé avec succès des modèles animaux de l’EAC ou de l’œsophage de Barrett en exposant les animaux à des facteurs de risque connus tels que le reflux gastro-œsophagien par des approches chirurgicales ou inflammatoires 7,8,9. En outre, des modèles de xénogreffe dérivés du patient (PDX) qui greffent des tissus cancéreux primaires EAC par voie sous-cutanée ou orthotopique dans des souris immunodéficientes, ont été développés pour simuler le comportement biologique de la tumeur EAC humaine et l’environnement tumoral 10,11,12. Cependant, malgré l’amélioration des applications cliniques et notre compréhension des mécanismes moléculaires à l’origine de la tumorigenèse et de la progression de l’EAC, il reste un défi majeur à relever pour extrapoler les résultats de ces modèles de recherche à l’homme.

Les organoïdes tumoraux dérivés du patient (PDO) sont cultivés dans un système de culture 3D qui imite le développement humain et la régénération des organes in vitro. Générées à partir du tissu primaire des patients, les PDO récapitulent les caractéristiques moléculaires et phénotypiques de la tumeur humaine et ont montré des applications prometteuses dans le développement de médicaments et le traitement personnalisé du cancer13,14. En comparant dix cas de PDO EAC avec leur tissu tumoral apparié, les PDO EAC partageraient des caractéristiques histopathologiques et un paysage génomique similaires avec la tumeur primaire, conserveraient l’hétérogénéité intra-tumorale et faciliteraient un dépistage efficace des médicaments in vitro15. Les PDO EAC ont également été utilisés dans l’étude de l’interaction des cellules tumorales EAC avec les fibroblastes associés au cancer (CAF) dérivés du patient, indiquant une application puissante dans le domaine de la recherche sur le microenvironnement tumoral16. Malheureusement, il y a eu peu de protocoles disponibles pour développer et propager des AOP EAC. Ici, deux méthodes différentes sont décrites en détail pour la sous-culture et la préservation des AOP EAC: avec et sans digestion unicellulaire. Les méthodes normalisées de maintenance des AOP du CAE et de leurs applications peuvent aider les chercheurs à choisir des méthodes appropriées à différentes fins dans leur recherche sur les AOP du CAE.

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Protocole

Une culture d’AOP établie et en bonne croissance représente la base d’une sous-culture et d’une cryoconservation réussies décrites dans ce protocole. Ici, les PDO EAC ont été générés à partir du tissu tumoral primaire des patients EAC en utilisant le protocole décrit par Karakasheva T. A. et al17. Les tissus EAC ont été prélevés dans une biobanque sous l’approbation de BioMaSOTA (approuvé par le Comité d’éthique de l’Université de Cologne, ID: 13-091).

NOTE : Les AOP EAC ont été cultivés dans un incubateur humidifié à 37 °C et 5 % de CO2 à l’aide d’un milieu de culture AOP (tableau 1). Dans les étapes suivantes, deux méthodes de la sous-culture sont décrites en détail. Une plaque de 12 puits est recommandée pour subculquer les PDO avec une densité d’ensemencement de trois dômes de gel à matrice extracellulaire (ECM) par puits, car elle permet une utilisation flexible de chaque puits et une quantité appropriée de PDO à des fins différentes. Une technique aseptique est obligatoire lors de la manipulation des PDO.

1. Préparatifs à l’avance

  1. Préchauffez une plaque de 12 puits en la plaçant dans un incubateur à CO2 à 37 °C pendant la nuit avant la sous-culture pour assurer un réchauffement complet de la plaque. Si disponible, utilisez des puits vides provenant d’une plaque avec la culture d’AOP actuelle.
    REMARQUE: Le stockage continu de 1 à 2 assiettes fraîches à 37 ° C est recommandé pour une planification flexible de la sous-culture.
  2. Prérefroidir des pointes de 1 000 μL et 200 μL avec un large orifice à -20 °C (stockage continu recommandé). Centrifugeuse pré-refroidie à 4 °C.
  3. Réglez la température de l’incubateur rotatif à 37 °C (si une digestion unicellulaire est effectuée).
  4. Incuber un volume approprié de gel ECM pendant 1 h sur de la glace pour la liquéfier. Placez la solution de récupération cellulaire sur la glace.

2. Prélèvement d’organoïdes

  1. Retirez la plaque contenant des PDO en croissance de l’incubateur à CO2.
  2. Aspirer un vieux milieu à l’aide d’une pompe à vide.
    REMARQUE: Évitez de toucher les dômes.
  3. Ajouter un volume approprié de solution de récupération de cellules glacées (500 μL/dôme) dans le puits.
  4. Désintégrez le gel ECM en pipetant plusieurs fois pour fragmenter les dômes de gel ECM en petits morceaux à l’aide de pointes de 1 000 μL avec un large orifice.
  5. Combinez le mélange d’AOP, de gel ECM et de solution de récupération cellulaire à partir d’un maximum de deux puits (six dômes) et transférez-le dans un tube à faible liaison de 5 mL (utilisez un deuxième tube au cas où d’autres puits seraient utilisés pour la sous-culture).
    REMARQUE: Éventuellement, si le gel ECM n’a pas été complètement dissous, ajouter 1,5 mL supplémentaire de solution de récupération cellulaire au mélange d’AOP, de gel ECM et de solution de récupération cellulaire.
  6. Incuber le tube contenant le mélange à l’étape 2.5 sur de la glace pendant 20 min, mélanger toutes les 5 min en inversant le tube cinq fois pour assurer la liquéfaction du gel ECM.
  7. Centrifuger à 500 x g pendant 4 min à 4°C.
  8. S’il y a une pastille visible et stable après centrifugation, passez à l’étape 2.10. Sinon, passez à l’étape 2.9.
  9. S’il n’y a pas de pastille visible et que les PDO semblent toujours coincés dans une phase de gel, retirez soigneusement le surnageant avec une pompe à vide jusqu’à ce que la phase contenant ecM gel-PDO-Solution soit atteinte et ajoutez 3 mL de solution de récupération de cellules glacées.
    1. Inverser le tube plusieurs fois et incuber sur de la glace pendant encore 10 minutes. Mélanger en inversant le tube de temps en temps.
    2. Centrifuger à 500 x g pendant 4 min à 4 °C et continuer avec l’étape 2.10.
  10. Jetez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pompe à vide ou d’une pipette de 1 000 μL. Essayez d’enlever le surnageant autant que possible.
    REMARQUE: En raison de la faible surface de liaison du tube, la pastille ne sera pas aussi stable que d’habitude.
  11. Conservez la pastille d’AOP sur de la glace et passez à l’étape 3 (sans digestion) ou à l’étape 4 (avec digestion unicellulaire) selon les différents objectifs.

3. Subculturation sans digestion

NOTE: Cette méthode vise à augmenter la taille et la densité des PDO. La plus grande taille et la densité plus élevée facilitent le processus d’intégration, la caractérisation histologique et l’expansion de l’AOP. En fonction des rapports de répartition de l’AOP (en fonction de la densité des AOP, un rapport entre 1:3 et 1:6 est recommandé), remettez en suspension la pastille de l’étape 2.8 dans un volume approprié de gel ECM liquide.

  1. Retirez les pointes pré-refroidies de 200 μL et 1 000 μL avec un large orifice du congélateur à -20 °C et placez-les sur un banc propre.
  2. Remettez en suspension la pastille de l’étape 2.11 dans un gel ECM à l’aide d’embouts pré-refroidis de 1 000 μL. Mélangez en pipetant de haut en bas environ 10 fois pour vous assurer que les PDO ne s’agglutinent pas et sont répartis uniformément dans le gel ECM.
    REMARQUE: Utilisez un gel / dôme ECM de 50 μL. Calculez toujours pour un dôme de plus que nécessaire (p. ex., pour neuf dômes (c.-à-d. trois puits), remettez en suspension la pastille dans 500 μL de gel ECM liquide (450 + 50 μL supplémentaires). Essayez d’éviter de produire des bulles lors de la remise en suspension!
  3. Retirez la plaque préchauffée de 12 puits de l’incubateur juste avant d’ensemencer les dômes.
  4. Dômes de graines contenant 50 μL de gel ECM dans la plaque chaude (trois dômes / puits). Évitez de pipeter des bulles dans les dômes de gel ECM.
  5. Remettre la plaque dans l’incubateur à 37 °C et 5 % de CO2et incuber pendant 20 à 30 min pour solidifier le gel ECM.
  6. Ajouter soigneusement le milieu AOP préchauffé (tableau 1) sans déranger les dômes.
  7. Cultivez les AOP pendant 7 à 14 jours jusqu’à ce que la densité et la morphologie requises se produisent.

4. Subculturation avec digestion unicellulaire

REMARQUE: Les étapes suivantes visent à augmenter le nombre de PDO par dôme. La digestion unicellulaire facilite le contrôle du nombre de cellules et l’expansion de l’AOP.

  1. Préparer le milieu de digestion en mélangeant 2 mL de 0,25 % de trypsine-EDTA et 20 μL de DNase I (pour la digestion de trois dômes).
  2. Remettre en suspension la pastille de l’étape 2.11 avec un volume approprié de trypsine-EDTA + DNase I préchauffée à 0,25 % et mélanger environ 10 fois en pipetant de haut en bas à l’aide d’une pipette de 1 000 μL (utilisez des embouts normaux de 1 000 μL).
  3. Incuber pendant 10 min à 37 °C dans un incubateur rotatif avec une vitesse de rotation d’au moins 28 tr/min.
  4. Préparer un tube de 15 mL contenant 6 mL d’inhibiteur de la trypsine de soja (IST, tableau 2) (par 2 mL de trypsine-EDTA à 0,25 %).
  5. Après la digestion, mélangez soigneusement les PDO digérés plusieurs fois avec une pipette de 1 000 μL pour perturber les PDO.
  6. Transférer les AOP digérés dans le tube de 15 mL contenant une solution d’ITS pour arrêter le processus de digestion.
  7. Centrifuger à 500 x g pendant 4 min à 4 °C. Jetez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pompe à vide ou d’une pipette de 1 000 μL. Remettre en suspension la pastille dans 1 mL de milieu basal (tableau 3).
  8. Déterminer la concentration et la viabilité des cellules à l’aide d’un compteur cellulaire automatisé ou d’un hémocytomètre.
  9. Graines digérées AOP dans une plaque de 12 puits avec 2 x 104 cellules par dôme.
    1. Calculez le nombre de cellules en fonction des dômes prévus pour l’ensemencement et transférez-les dans un tube frais de 1,5 mL à faible liaison.
      REMARQUE: Calculez pour un dôme de plus (+ 2 x 104 cellules supplémentaires). Par exemple, pour ensemencer trois dômes dans un puits, prenez 8 x 104 (2 x 104 * 3 + 2 x 104 extra) cellules.
    2. Centrifuger à 500 x g pendant 4 min à 4 °C.
    3. Dans le cas où il n’y a pas de pastille visible, rappelez-vous l’orientation du tube à l’intérieur de la centrifugeuse pour savoir où se trouve la pastille.
    4. Jetez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pipette de 1 000 μL. Retirez le surnageant autant que possible sans déranger la pastille.
    5. Ajouter un volume approprié de gel ECM à la pastille à l’aide d’une pipette de 1 000 μL avec une pointe d’orifice de 1 000 μL de large pré-refroidie (50 μL / dôme + 50 μL supplémentaires).
    6. Suivez les étapes 3.3 à 3.7.

5. Cryoconservation des AOP digérés et non digérés

REMARQUE: Les AOP digérés et non digérés à cellule unique conviennent à la préparation de stocks de sauvegarde congelés. Notez que les AOP recultivés à partir des stocks congelés unicellulaires nécessitent plus de temps pour se rétablir et atteindre une certaine taille.

  1. Cryoconservation des PDO non digérés.
    1. Commencez le processus de cryoconservation avec la pastille à partir de l’étape 2.8. Utilisez 500 μL de milieu de congélation à froid pour remettre en suspension la pastille et la transférer dans un flacon cryogénique.
      REMARQUE: Conservez deux dômes par flacon.
    2. Congeler les AOP pendant la nuit dans un congélateur à -80 °C à l’aide d’un récipient de congélation de cellules approprié.
  2. Cryoconservation des PDO digérés à cellule unique
    1. Après la récolte et la digestion des AOP, commencez la cryoconservation à partir de l’étape 4.8.
    2. Pour stocker un flacon cryogénique, transférer 4-5 x 105 cellules dans un tube frais de 1,5 mL à faible liaison.
      REMARQUE: Conservez trois dômes / flacons.
    3. Centrifuger à 500 x g pendant 4 min à 4 °C. Jetez soigneusement le surnageant à l’aide d’une pipette de 1 000 μL. Retirez le surnageant autant que possible sans déranger la pastille.
    4. Remettre la pastille dans un volume approprié de milieu de congélation (500 μL/flacon) et la transférer dans un flacon cryogénique.
    5. Congeler les AOP pendant la nuit dans un congélateur à -80 °C à l’aide d’un récipient de congélation cellulaire approprié et les transférer dans un congélateur à -150 °C ou de l’azote liquide pour un stockage à long terme.

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Résultats

Ce protocole présente les procédures, y compris la sous-culture et la cryoconservation des AOP EAC avec et sans digestion unicellulaire.

La figure 1 montre des images représentatives de contraste de phase des deux stratégies de sous-culture différentes. Les AOP du CAE ont atteint une densité appropriée pour la sous-culture (figure 1, à gauche). La sous-culture sans digestion unicellulaire prend moins de temps pour atteindre un...

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Discussion

Dans ce protocole, deux méthodes différentes de sous-culture et de cryoconservation des AOP EAC sont décrites, c’est-à-dire avec et sans digestion unicellulaire. Plusieurs études ont recommandé de passer les PDO EAC avec une digestion unicellulaire15,17, ce qui est bénéfique pour la plupart des expériences qui nécessitent un contrôle du nombre de cellules, une densité uniforme et une structure creuse qui facilite le suivi de la taille. Cependant, la...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts dans cet ouvrage.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Köln Fortune Program/Faculté de médecine de l’Université de Cologne. Nous remercions l’assistance technique de Susanne Neiss, Michaela Heitmann et Anke Wienand-Dorweiler. Ningbo Fan a été soutenu financièrement par le Guangzhou Elite Scholarship Council (GESC). Les auteurs remercient le Dr Joshua D’Rozario pour son aide dans l’édition linguistique.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
-20°C FreezerBoschEconomic
-80°C FreezerPanasonicMDF DU500VH-PE
Automated Cell counterThermo FisherAMQAX1000Countess II
Biological Safety Cabinet Class IIThermo Scientific51022482Herasafe KS12
CentrifugeHeraeus75003060Megafuge 1.0R
CO2 IncubatorThermo Scientific50116048Heracell 150i
Inverted automated fluorescence microscopeOlympusIX83
Inverted light microscopeLeicaDMIL LED Fluo
Pipette 1000 µLEppendorf3123000063Research Plus
Pipette 200 µLEppendorf3123000039Research Plus
Rotating IncubatorScientific Industries, sc.SI-1200Enviro-genie
ShakerEppendorf5355 000.011Thermomixer Comfort
Vacuum pumpVacuubrand20727200BVC control
WaterbathMedingenp2725W22
Material
15 mL tubeSarstedt62.554.502Inc Screw cap tube PP 15 mL
Cryo vial 2 mLSarstedt72.379CryoPure 2.0 mL tube
Low bind tube 1.5 mLSarstedt72.706.600Micro tube 1.5 mL protein LB
Low bind tube 5 mLEppendorf0030 108.302Protein LoBind Tube 5.0 mL
Pipette tip 200 µLStarlabE1011-8000200 µL Graduated tip, wide orifice
Pipette tip 1000 µLStarlabE1011-90001000 µL Graduated tip, wide orifice
Pipette tip 1000 µLSarstedt70.3050Pipette tip 1000 µL
Sterile filter 0.2 µmSarstedt83.1826.001Filtropur 0.2 µm sterile filter
Tissue culture plateSarstedt83.392112 well-plate
Reagent/Chemical
A83-01Tocris2939
Advanced DMEM/F-12Thermo Fisher Scientific12634010
Amphotericin BThermo Fisher Scientific15290026
B-27Thermo Fisher Scientific17504001
Cell Recovery SolutionCorning354253
CHIR-99021MedChemExpressHY-10182/CS-0181
DNase I grade II, from bovine pancreasSigma-Aldrich10104159001
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS)Thermo Fisher Scientific14190094
Extracellular matrix (ECM) gel: Matrigel Growth Factor Reduced (GFR) Basement Membrane MatrixCorning356231
FGF-10aPeprotech100-26-100
Freezing medium: Recovery Cell Freezing MediumThermo Fisher Scientific12648010
GastrinSigmaG9020
Gentamicin-25 (25 mg/ 500 µL)PromoCellC-36030
HEPES (1 M)Thermo Fisher Scientific15630080
L-Glutamine 200 mM (100X)Thermo Fisher Scientific25030024
N-2Thermo Fisher Scientific17502-048
N-AcetylcysteineSigmaA9165
NicotinamideSigmaN0636-100
NogginPeprotech120-10C-50
Penicillin-Streptomycin 10,000 U/ mL (100X)Thermo Fisher Scientific15140122
Recombinant human epidermal growth factor (EGF)PeprotechAF-100-15
R-Spondin1 conditioned medium from Cultrex R-Spondin CellsBiotechne3710-001-01
SB202190MedChemExpress152121-30-7
Trypsin inhibitor from Glycine max (soybean)Sigma-Aldrich93620-1G
Trypsin-EDTA (0.25 %), phenol redThermo Fisher Scientific25200056
Wnt-3A conditioned mediumWnt-3A expressing cell line was kindly provided by Prof. Hans Clevers' group
Y-27632SigmaY0503

Références

  1. Sung, H., et al. Global cancer statistics 2020: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA: A Cancer Journal for Clinicians. 71 (3), 209-249 (2021).
  2. Coleman, H. G., Xie, S. -H., Lagergren, J. The epidemiology of esophageal adenocarcinoma. Gastroenterology. 154 (2), 390-405 (2018).
  3. Rumgay, H., et al. International trends in esophageal squamous cell carcinoma and adenocarcinoma incidence. The American Journal of Gastroenterology. 116 (5), 1072-1076 (2021).
  4. Qian, H., et al. Clinical characteristics, prognosis, and nomogram for esophageal cancer based on adenosquamous carcinoma: a seer database analysis. Frontiers in Oncology. 11, 603349(2021).
  5. Lagergren, J., Smyth, E., Cunningham, D., Lagergren, P. Oesophageal cancer. Lancet. 390 (10110), London, England. 2383-2396 (2017).
  6. Rockett, J. C., Larkin, K., Darnton, S. J., Morris, A. G., Matthews, H. R. Five newly established oesophageal carcinoma cell lines: phenotypic and immunological characterization. British Journal of Cancer. 75 (2), 258-263 (1997).
  7. Hashimoto, N. Expression of COX2 and p53 in rat esophageal cancer induced by reflux of duodenal contents. ISRN Gastroenterology. 2012, 1-5 (2012).
  8. Quante, M., et al. Bile acid and inflammation activate gastric cardia stem cells in a mouse model of barrett-like metaplasia. Cancer Cell. 21 (1), 36-51 (2012).
  9. Kapoor, H., Lohani, K. R., Lee, T. H., Agrawal, D. K., Mittal, S. K. Animal models of Barrett's esophagus and esophageal adenocarcinoma-past, present, and future. Clinical and Translational Science. 8 (6), 841-847 (2015).
  10. Lan, T., Xue, X., Dunmall, L. C., Miao, J., Wang, Y. Patient-derived xenograft: a developing tool for screening biomarkers and potential therapeutic targets for human esophageal cancers. Aging. 13 (8), Albany NY. 12273-12293 (2021).
  11. Liu, D. S. H., et al. APR-246 potently inhibits tumour growth and overcomes chemoresistance in preclinical models of oesophageal adenocarcinoma. Gut. 64 (10), 1506-1516 (2015).
  12. Ebbing, E. A., et al. Esophageal adenocarcinoma cells and xenograft tumors exposed to Erb-b2 receptor tyrosine kinase 2 and 3 inhibitors activate transforming growth factor beta signaling, which induces epithelial to mesenchymal transition. Gastroenterology. 153 (1), 63-76 (2017).
  13. Simian, M., Bissell, M. J. Organoids: A historical perspective of thinking in three dimensions. The Journal of Cell Biology. 216 (1), 31-40 (2017).
  14. Drost, J., Clevers, H. Organoids in cancer research. Nature Reviews Cancer. 18 (7), 407-418 (2018).
  15. Li, X., et al. Organoid cultures recapitulate esophageal adenocarcinoma heterogeneity providing a model for clonality studies and precision therapeutics. Nature Communications. 9, 2983(2018).
  16. Ebbing, E. A., et al. Stromal-derived interleukin 6 drives epithelial-to-mesenchymal transition and therapy resistance in esophageal adenocarcinoma. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (6), 2237-2242 (2019).
  17. Karakasheva, T. A., et al. Generation and characterization of patient-derived head and neck, oral, and esophageal cancer organoids. Current Protocols in Stem Cell Biology. 53 (1), 109(2020).
  18. Ordóñez, N. G. Broad-spectrum immunohistochemical epithelial markers: a review. Human Pathology. 44 (7), 1195-1215 (2013).
  19. Maniar, K. P., Umpires, B. Cytokeratin 7 (CK7, K7). Pathology Outlines.com website. , https://www.pathologyoutlines.com/topic/stainsck7.html (2021).
  20. Sun, X., Kaufman, P. D. Ki-67: more than a proliferation marker. Chromosoma. 127 (2), 175-186 (2018).
  21. Driehuis, E., Kretzschmar, K., Clevers, H. Establishment of patient-derived cancer organoids for drug-screening applications. Nature Protocols. 15 (10), 3380-3409 (2020).
  22. Sachs, N., et al. Long-term expanding human airway organoids for disease modeling. The EMBO Journal. 38 (4), 100300(2019).

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