Évaluation du comportement dominant-soumis chez les rats adultes à la suite d’une lésion cérébrale traumatique

Résumé

Le présent protocole décrit un modèle de lésion cérébrale traumatique induite par percussion fluide chez le rat, suivi d’une série de tests comportementaux pour comprendre le développement du comportement dominant et soumis. L’utilisation de ce modèle de lésion cérébrale traumatique en conjonction avec des tests comportementaux spécifiques permet l’étude des déficiences sociales à la suite d’une lésion cérébrale.

Résumé

La compétition pour des ressources telles que la nourriture, le territoire et les partenaires influence considérablement les relations au sein des espèces animales et est médiatisée par des hiérarchies sociales souvent basées sur des relations dominantes-soumises. La relation dominant-soumis est un modèle de comportement normal parmi les individus d’une espèce. Les lésions cérébrales traumatiques sont une cause fréquente de troubles de l’interaction sociale et de la réorganisation des relations dominant-soumis dans les couples d’animaux. Ce protocole décrit le comportement soumis chez les rats Sprague-Dawley mâles adultes après l’induction d’une lésion cérébrale traumatique en utilisant un modèle fluide-percussion par rapport aux rats naïfs à travers une série de tests dominants-soumis effectués entre 29 jours et 33 jours après l’induction. Le test de comportement dominant-soumis montre comment une lésion cérébrale peut induire un comportement soumis chez les animaux en compétition pour la nourriture. Après une lésion cérébrale traumatique, les rongeurs étaient plus soumis, comme l’indique le fait qu’ils passaient moins de temps à la mangeoire et étaient moins susceptibles d’arriver les premiers à l’auge par rapport aux animaux témoins. Selon ce protocole, le comportement soumis se développe après une lésion cérébrale traumatique chez les rats mâles adultes.

Introduction

La compétition intraspécifique se produit lorsque les membres d’une même espèce se disputent une ressource limitée en même temps¹. En revanche, la compétition interspécifique se produit entre les membres de deux espèces différentes². La compétition intraspécifique est divisée en deux types, y compris l’interférence (adaptée) et l’exploitation (contestation), et survient en fonction du type de ressource en lice, telle que la nourriture et le territoire³.

L’existence de hiérarchies sociales est impossible sans relations dominantes-soumises (DSR). La dominance se présente comme « gagnante » et la subordination comme « perdante » au sein de paires d’animaux⁴. Cependant, les DSR apparaissent non seulement par paires, mais aussi par groupes de trois ou plus. En 1922, Thorleif Schjelderup-Ebbe a décrit la hiérarchie de dominance chez les poulets domestiques. Les principaux signes distinctifs entre les animaux dominants et subordonnés étaient le temps passé à la mangeoire et le comportement agressif. La hiérarchie de dominance est divisée en deux formes : linéaire et non linéaire⁵. La dominance linéaire implique deux groupes, A et B. Dans ce paradigme des relations transitives⁶, le groupe A domine le groupe B, ou le groupe B domine le groupe A. La dominance non linéaire se produit lorsqu’il existe au moins une relation circulaire: A domine B, B domine C et C domine A⁷.

Des modèles d’évaluation du comportement dominant-soumis existent pour différentes espèces, y compris les rongeurs, les oiseaux⁸, les primates non humains 9,10,11 et les humains ¹². La méthode dominante-soumise est bien représentée dans la littérature et a été appliquée comme modèle pour évaluer la manie et la dépression¹³, ainsi que l’activité des antidépresseurs¹⁴. Ce modèle a été utilisé pour étudier le stress au début de la vie après la séparation maternelle chez les rats adultes¹⁵. Les paradigmes DSR peuvent être divisés en trois modèles : la réduction du modèle de comportement dominant 13,16^, la réduction du modèle de comportement soumis¹⁴ et le modèle d’inversion de la clonidine de dominance¹⁷.

Cette étude démontre une étude de la DSR à travers des tâches basées sur la concurrence alimentaire. Les avantages de cette méthode sont sa reproductibilité facile et la capacité d’observer et d’analyser avec précision le comportement dominant-soumis. En outre, la tâche comportementale dominante-soumise repose sur la nourriture plutôt que sur le territoire, contrairement aux tâches comportementales comparables, ce qui rend cette tâche comportementale moins coûteuse et plus simple et les chercheurs n’ont pas besoin de suivre une formation compliquée pour effectuer la tâche et traiter les données.

L’objectif global de la présente étude est de démontrer le développement de la DSR après une lésion cérébrale traumatique (TCC). Le TCC est associé à des déficiences sociales, à la dépression et à l’anxiété. Le modèle d’induction d’un TCC est un modèle standard simple et efficace qui consiste à induire une lésion cérébrale traumatique avec un dispositif à percussion fluide^18,19.

Protocole

Les expériences ont été approuvées par le Comité de protection des animaux de l’Université Ben Gourion du Néguev. Les expériences ont été réalisées conformément aux recommandations des déclarations d’Helsinki et de Tokyo et aux lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de la Communauté européenne. Des rats Sprague-Dawley mâles adultes, pesant de 300 à 350 g, ont été utilisés dans la présente étude. Les animaux ont été logés à une température ambiante de 22 °C ± 1 °C et une humidité de 40% à 60% avec des cycles lumière-obscurité.

1. Préparation des animaux

1. Sélectionnez au hasard 30 rats mâles adultes et divisez-les en deux groupes: TBI et simulé.
2. Fournir du chow (voir le tableau des matériaux) et de l’eau ad libitum.
   REMARQUE: Effectuez toutes les étapes du test en même temps pour contrôler l’effet de l’heure de la journée sur les performances comportementales. Il est préférable d’effectuer les tests de comportement le matin (entre 6h00 et 12h00) pour éviter toute perturbation de l’activité générale.
3. Effectuer des évaluations initiales du score de gravité neurologique avant la blessure dans les deux groupes de rats, comme indiqué à l’étape 3 et au tableau 1.
4. Anesthésier les rats avec 4 % (pour l’induction) et 1,5 % (pour l’entretien) d’isoflurane. Injecter de la buprénorphine (0,05-0,1 mg / kg; SC) pour l’analgésie préventive.
5. Vérifiez l’immobilisation du rat en testant un manque de mouvement ou un réflexe de pédale en réponse à un stimulant.
   REMARQUE: Pour l’administration de l’anesthésie, un flux continu d’isoflurane est recommandé.

2. Intervention chirurgicale

NOTE: Toutes les procédures doivent être effectuées dans des conditions aseptiques. Utilisez des gants stériles. Changez les gants si une surface non stérile est touchée. Appliquez un lubrifiant ophtalmique sur les deux yeux pour éviter le dessèchement. La lésion par percussion de fluide parasagittal a été réalisée à la suite de rapports publiés précédemment^18,20.

1. Infiltrer le cuir chevelu avec 0,5% de bupivacaïne (voir le tableau des matériaux), effectuer une incision de 10 mm et rétracter les tissus latéralement.
2. Effectuer une craniotomie ^18,20 4 mm postérieure et 4 mm latérale de bregma.
   REMARQUE: La zone chirurgicale doit être désinfectée plusieurs fois dans un mouvement circulaire avec un gommage à base d’iode ou de chlorhexidine et de l’alcool.
3. Induire TBI^18,19 par un dispositif à percussion fluide (voir le tableau des matériaux) sur 21-23 ms à travers le robinet d’arrêt à trois voies.
   REMARQUE: Effectuez un TCC modéré avec une amplitude de 2,5 atm.
4. Effectuer une craniotomie sur le groupe de rats opérés de manière simulée (Figure 1). Ne pas induire de TCC pour le groupe opéré fictif.
5. Effectuer une infiltration de bupivacaïne à 0,1% avant de refermer la plaie. Administrer de la buprénorphine intramusculaire (0,01-0,05 mg / kg) comme analgésie postopératoire avant de retirer l’isoflurane.
   REMARQUE : Répétez les doses de buprénorphine toutes les 12 heures pendant au moins 48 h.
6. Transférez le rat dans la salle de réveil et surveillez son état respiratoire (p. ex., arrêt respiratoire), neurologique (p. ex., paralysie) et cardiovasculaire (p. ex., changements de couleur des pupilles, diminution de la perfusion des tissus mous et bradycardie) pendant 24 h.

3. Évaluation du score de gravité neurologique

REMARQUE: Le score le plus élevé possible pour les altérations comportementales et la fonction motrice est de 24 points. Un score de 0 représente un état neurologique intact et un score de 24 représente un dysfonctionnement neurologique grave^21,22,23 (tableau 1).

1. Évaluer le score de gravité neurologique (SSN) tel que décrit précédemment²⁴ sur le TCC et les rats simulés avant la chirurgie, 48 heures après la chirurgie (figure 2A) et le jour 28 après la chirurgie (figure 2B).

4. Étudier le comportement dominant-soumis

1. Divisez au hasard les rats dans des cages 1 semaine avant le test.
   REMARQUE : Chaque cage doit contenir un rat opéré simulé et un rat TCC.
2. Effectuez une séance de 15 minutes tous les jours pendant 2 jours avant le test afin que les rats puissent s’acclimater au protocole.
   REMARQUE : La tâche dominante-soumise a été amorcée le 29e jour après la blessure (figure 1).
3. Utiliser un appareil (voir le tableau des matériaux) fabriqué à partir de deux boîtes en verre acrylique transparent (30 cm x 20 cm x 20 cm, boîte A et boîte B, figure 3) reliées par un mince tunnel de 15 cm x 15 cm x 60 cm 15,19,25.
4. Remplissez une mangeoire (Figure 3) de lait sucré et placez-la au centre du tunnel. Utilisez du lait composé de 10% de sucre et de 3% de matières grasses.
5. Placez l’appareil sur une table d’une hauteur de 80 cm au-dessus du sol.
6. Placez chaque rat dans l’appareil pendant 15 minutes pour l’habituer les 2 premiers jours. Commencez la tâche après 2 jours d’accoutumance.
7. Choisissez au hasard un rat du groupe témoin et un du groupe de lésions cérébrales traumatiques (TCC) et placez-les à égale distance de la mangeoire, ce qui leur permet d’explorer pendant 5 minutes.
8. Permettre aux rats d’accéder à l’eau ad libitum.
   REMARQUE: La tâche a duré 5 jours. La restriction alimentaire a été effectuée pendant toute la période de la tâche. La nourriture a été administrée tous les jours pendant 1 h après la période d’essai.
9. Nettoyez l’équipement avec de l’alcool à 5 % avant d’effectuer les tests suivants avec d’autres rats.
   REMARQUE: Le nettoyage de l’appareil éliminera l’odeur des rats précédents. Effectuez le test dans une pièce où la circulation de l’air est appropriée.

5. Enregistrement de la vidéo et analyse des données

1. Placez une caméra et installez le logiciel informatique recommandé (voir le tableau des matériaux) pour capturer, enregistrer et traiter les données.
   REMARQUE: La caméra doit être installée à une hauteur de 290 cm du sol.
2. Enregistrez la vidéo pendant que les rats sont dans l’arène.
   REMARQUE : La caméra et l’appareil étaient positionnés à 210 cm l’un de l’autre. La partie de l’arène où le test est effectué doit être visible dans le cadre de la caméra.
3. Effectuer l’analyse des données²³ manuellement par deux analystes aveugles aux groupes.

Résultats

Évaluation du score de gravité neurologique
Les déficits neurologiques ont été évalués chez les rats mâles après un TCC à l’aide du SNRS. Les rats ont été divisés en deux groupes: un groupe TBI et un groupe témoin. Le groupe témoin a été soumis à une fausse intervention chirurgicale. Le NSS a permis d’évaluer la fonction motrice et l’altération du comportement par un système de points^22,23; Un score de 24 indiquait u...

Discussion

Des études cliniques indiquent que les lésions cérébrales peuvent augmenter le risque de troubles psychiatriques^26,27. De plus, le TCC affecte le développement du comportement social^28,29. Dans ce protocole, le modèle TBI a eu un effet sur la présentation du comportement dominant-soumis. Le comportement dominant-soumis se manifestait en termes de temps passé sur le mangeur et qui venait en premier...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
2% chlorhexidine in 70% alcohol solution	SIGMA - ALDRICH	500 cc	For general antisepsis of the skin in the operatory field
4 boards of different thicknesses (1.5 cm, 2.5 cm, 5 cm and 8.5 cm)	This is to evaluate neurological defect
4-0 Nylon suture	4-00
Bottles	Techniplast	ACBT0262SU
Bupivacaine 0.1 %
Diamond Hole Saw Drill 3 mm diameter	Glass Hole Saw Kit		Optional.
Digital Weighing Scale	SIGMA - ALDRICH	Rs 4,000
Dissecting scissors	SIGMA - ALDRICH	Z265969
Ethanol 99.9 %	Pharmacy		5%-10% solution used to clean equipment and remove odors
Fluid-percussion device	custom-made at the university workshop		No specific brand is recommended.
Gauze Sponges	Fisher
Gloves (thin laboratory gloves)			Optional.
Heater with thermometer	Heatingpad-1	Model: HEATINGPAD-1/2	No specific brand is recommended.
Horizon-XL	Mennen Medical Ltd
Isofluran, USP 100%	Piramamal Critical Care, Inc	NDC 66794-017	Anesthetic liquid for inhalation
Logitech Webcam Software	Logitech	2.51	Software for video camera
Operating forceps	SIGMA - ALDRICH
Operating Scissors	SIGMA - ALDRICH
PC Computer for USV recording and data analyses	Intel		Intel core i5-6500 CPU @ 3.2GHz, 16 GB RAM, 64-bit operating system
Plexiglass boxes linked by a narrow passage			Two transparent 30 cm × 20 cm × 20 cm plexiglass boxes linked by a narrow 15 cm × 15 cm × 60 cm passage
Purina Chow	Purina	5001	Rodent laboratory chow given to rats,  is a lifecycle nutrition that has been used in biomedical research
Rat cages (rat home cage or another enclosure)	Techniplast	2000P	No specific brand is recommended
Scalpel blades 11	SIGMA - ALDRICH	S2771
SPSS	SPSS Inc., Chicago, IL, USA	A 20 package
Stereotaxic Instrument	custom-made at the university workshop		No specific brand is recommended
Timing device	Interval Timer:Timing for recording USV's		Optional. Any timer will do, although it is convenient to use an interval timer if you are tickling multiple rats
Video camera	Logitech	C920 HD PRO WEBCAM	Digital video camera for high definition recording of rat behavior under dominant submissive test