Myélinisation in vitro d’axones périphériques dans une coculture d’explants de ganglions radiculaires dorsaux de rat et de cellules de Schwann

Résumé

Dans le système de coculture des ganglions de la racine dorsale et des cellules de Schwann, la myélinisation du système nerveux périphérique peut être étudiée. Ce modèle offre des possibilités expérimentales d’observer et de quantifier la myélinisation périphérique et d’étudier les effets des composés d’intérêt sur la gaine de myéline.

Résumé

Le processus de myélinisation est essentiel pour permettre une transduction rapide et suffisante du signal dans le système nerveux. Dans le système nerveux périphérique, les neurones et les cellules de Schwann s’engagent dans une interaction complexe pour contrôler la myélinisation des axones. Les perturbations de cette interaction et la dégradation de la gaine de myéline sont caractéristiques des neuropathies inflammatoires et surviennent secondairement dans les troubles neurodégénératifs. Ici, nous présentons un modèle de coculture d’explants ganglionnaires de la racine dorsale et de cellules de Schwann, qui développe une myélinisation robuste des axones périphériques pour étudier le processus de myélinisation dans le système nerveux périphérique, étudier les interactions axones-cellules de Schwann et évaluer les effets potentiels des agents thérapeutiques sur chaque type de cellule séparément. Méthodologiquement, les ganglions radiculaires dorsaux de rats embryonnaires (E13.5) ont été récoltés, dissociés de leurs tissus environnants et cultivés comme explants entiers pendant 3 jours. Les cellules de Schwann ont été isolées chez des rats adultes âgés de 3 semaines et les nerfs sciatiques ont été digérés par voie enzymatique. Les cellules de Schwann résultantes ont été purifiées par tri cellulaire activé magnétiquement et cultivées dans des conditions enrichies en neuréguline et en forskoline. Après 3 jours de culture d’explantation de ganglions de la racine dorsale, 30 000 cellules de Schwann ont été ajoutées à un ganglion de la racine dorsale explant dans un milieu contenant de l’acide ascorbique. Les premiers signes de myélinisation ont été détectés au jour 10 de la coculture, par des signaux diffusés pour la protéine basique de la myéline dans la coloration immunocytochimique. À partir du jour 14, des gaines de myéline se sont formées et se sont propagées le long des axones. La myélinisation peut être quantifiée par coloration des protéines basiques de la myéline en tant que rapport de l’aire de myélinisation et de la zone axonale, pour tenir compte des différences de densité axonale. Ce modèle offre des possibilités expérimentales d’étudier divers aspects de la myélinisation périphérique in vitro, ce qui est crucial pour comprendre la pathologie et les possibilités de traitement de la démyélinisation et de la neurodégénérescence dans les maladies inflammatoires et neurodégénératives du système nerveux périphérique.

Introduction

Dans le système nerveux périphérique (SNP), la transduction rapide de l’information est médiée par des axones enveloppés de myéline. La myélinisation des axones est essentielle pour permettre la propagation rapide des impulsions électriques, puisque la vitesse de conduction des fibres nerveuses est corrélée au diamètre de l’axone et à l’épaisseur de la myéline¹. La signalisation sensorielle de la périphérie au système nerveux central (SNC) repose sur l’activation de neurones sensoriels de premier ordre qui résident dans des élargissements de la racine dorsale, appelés ganglions de la racine dorsale (DRG). Pour la formation et le maintien de la myéline, une communication continue entre les axones et les cellules de Schwann, qui sont les cellules gliales myélinisantes dans le SNP, est obligatoire².

De nombreuses maladies du SNP perturbent la transduction de l’information par des lésions axonales primaires ou démyélinisantes, entraînant une hypesthésie ou une dysesthésie. Les neurones sensoriels de premier ordre ont la capacité de se régénérer dans une certaine mesure après une lésion neuronale, par une interaction complexe entre le neurone et les cellules de Schwann environnantes³. Dans ce cas, les cellules de Schwann peuvent subir une reprogrammation cellulaire pour éliminer les débris axonaux et de myéline et favoriser la régénération axonale, entraînant une remyélinisation⁴. Comprendre les mécanismes de myélinisation dans la santé et la maladie est important, afin de trouver des options de traitement possibles pour les troubles démyélinisants du SNP. La myéline peut également être endommagée par un neurotraumatisme aigu, et des approches visant à promouvoir la myélinisation pour faire progresser la récupération fonctionnelle après une lésion nerveuse périphérique sont à l’étude⁵.

Notre connaissance de la myélinisation périphérique a largement bénéficié des cocultures myélinisantes de cellules de Schwann et de neurones sensoriels. Depuis que les premières approches ont été appliquées ^6,7,8, la myélinisation a été étudiée intensément avec l’utilisation de différents systèmes de coculture 9,10,11. Ici, nous fournissons un protocole rapide et facile pour une myélinisation in vitro robuste des axones ganglionnaires de la racine dorsale. Le protocole pour la préparation des cellules de Schwann est basé sur le protocole d’Andersen et al.12, précédemment publié dans Pitarokoili et ^al.13. Nous utilisons des cellules de Schwann dérivées de rats juvéniles et des cultures embryonnaires d’explantation DRG pour la coculture, dans laquelle la myélinisation se produit vers le 14e jour. L’objectif de la méthode est de fournir un système pour étudier la formation de myéline à la suite de l’interaction directe axone-cellule de Schwann, et d’étudier les modulateurs de la myélinisation PNS. Par rapport aux cultures de cellules neuronales dissociées, les explants DRG sont plus anatomiquement préservés et forment de longs processus axonaux. La quantification de la zone de l’axone myélinisé fournit une lecture suffisante pour la myélinisation dans la coculture. La méthode est un outil précieux pour dépister les composés thérapeutiques pour leur effet potentiel sur la myélinisation PNS, et peut également être utilisée en plus des études in vivo dans des modèles animaux¹⁴.

Protocole

Toutes les procédures ont été effectuées conformément à la Directive du Conseil des Communautés européennes sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.

1. Culture cellulaire de Schwann

1. Enrobage pour culture cellulaire Schwann
   1. Enduire les boîtes de culture cellulaire dans des conditions stériles. Appliquer 2 mL de poly-L-lysine (PLL) à 0,01 % sur deux boîtes de culture tissulaire (TC) de 60 mm chacune et incuber pendant une nuit à 4 °C.
   2. Retirer la LPL, laver les plats TC 2x avec de l’eau distillée et incuber avec 2 mL de 1 μg/cm² de laminine pendant une nuit à 4 °C. Lavez la vaisselle TC 2x avec de l’aqua dest, et laissez les assiettes sécher à l’air.
2. Préparation du milieu pour la culture cellulaire de Schwann
   1. Préparer 50 mL de milieu cellulaire de Schwann en ajoutant 10 % de sérum de veau fœtal (FCS) inactivé par la chaleur, 2 μM de forskoline, 10 nM de neuréguline et 50 μg/mL de gentamycine à Dulbecco’s Modified Eagle′s Medium (DMEM)/F-12 (glucose élevé) dans des conditions stériles.
   2. Préparer 70 mL du milieu L-15 de Leibovitz avec 50 μg/mL de gentamycine dans des conditions stériles.
3. Préparation du nerf sciatique
   REMARQUE: Toutes les étapes de préparation du nerf sciatique sont effectuées sous un banc propre.
   1. Préparer une boîte de 100 mm TC avec 5 mL de solution saline tamponnée au phosphate (DPBS) glacée de Dulbecco sans Ca 2+ et Mg²⁺, une boîte de 100 mm TC avec 5 mL de milieu L-15 de Leibovitz glacé et une boîte de 100 mm TC avec 5 mL de milieu L-15 glacé de Leibovitz et 50 μg/mL de gentamycine.
   2. Nettoyez tous les instruments à l’autoclavage. Pulvériser les instruments et la zone de travail avec de l’éthanol à 70%.
   3. Euthanasier cinq rats Sprague Dawley mâles âgés de 3 semaines en inhalant du CO₂ et en le décapitant. Vaporisez le torse du rat avec de l’éthanol à 70%.
   4. Ouvrez le membre inférieur gauche dorsal avec des ciseaux et retirez soigneusement le muscle biceps féminis. Desserrez le nerf sciatique par élévation lisse avec des pinces incurvées, en veillant à ne pas meurtrir le nerf.
   5. Tenez la partie la plus proximale du nerf avec la pince incurvée pour redresser le nerf et coupez le nerf aussi haut que possible à l’aide de ciseaux. Ensuite, coupez le nerf près du plexus sacré et de la patte avec des ciseaux. Répétez les étapes 1.3.4 à 1.3.5 pour le côté droit.
      REMARQUE: Lors de l’ouverture du membre, veillez à ne pas meurtrir les vaisseaux sanguins.
   6. À l’aide de forceps, placez les nerfs sciatiques gauche et droit dans une boîte TC de 100 mm avec du DPBS glacé.
4. Remise à neuf du nerf sciatique
   1. Utilisez des pinces pour transférer tous les nerfs dans une boîte TC de 100 mm avec du milieu L-15 glacé de Leibovitz et de la gentamycine à 50 μg/mL. Continuez à utiliser un stéréomicroscope et retirez la graisse, les muscles et les vaisseaux sanguins des nerfs avec deux paires de pinces fines. Saisissez les nerfs avec une pince et transférez-les dans un plat TC de 100 mm avec le milieu L-15 glacé de Leibovitz.
   2. Identifier les extrémités proximales et distales du nerf sciatique. Retirez l’épineurium avec une paire de pinces fines dans une direction proximale à distale, tout en maintenant l’extrémité du nerf proximal avec la deuxième paire de pinces fines.
   3. Transférer les nerfs purifiés dans une boîte TC de 100 mm avec le milieu L-15 glacé de Leibovitz et 50 μg/mL de gentamycine. Taquinez les fascicules nerveux isolés pour séparer et isoler les fibres nerveuses simples à l’aide de deux paires de pinces fines.
   4. Transférer les fibres nerveuses dans un tube de 50 ml à l’aide d’une pipette sérologique de 10 ml et prendre le moins de milieu possible. Ajouter 50 mL du milieu L-15 de Leibovitz avec 50 μg/mL de gentamycine aux fibres nerveuses et glisser quelques fois dans le tube de 50 mL.
5. Digestion enzymatique du nerf sciatique
   REMARQUE: Les étapes suivantes (étapes 1.5-1.8, 2.1 et 2.2) sont effectuées dans des conditions stériles.
   1. Préparer la solution de digestion enzymatique contenant 0,25 % de dispase II, 0,05 % de collagénase de type I et 50 μg/mL de gentamycine dans 10 mL de DMEM (glucose élevé).
   2. Centrifuger le tube à 188 x g pendant 5 min à 4 °C, retirer le surnageant avec une pipette sérologique de 25 ml et transférer la pastille avec le milieu L-15 de Leibovitz restant dans une boîte TC de 60 mm à l’aide d’une pipette de 1 000 mL.
   3. Rincer le tube de 50 ml avec 10 mL de la solution de digestion enzymatique et l’ajouter au plat contenant les fibres nerveuses. Répartir soigneusement le mouchoir dans le plat avec la pointe d’une pipette pour maximiser la surface accessible à la digestion.
   4. Incuber à 37 °C et 5 % de CO 2 pendant 18 h, et arrêter la digestion en ajoutant 10 mL de FCS à 40 % dans la solution saline équilibrée de Hanks, sans Ca² et Mg²⁺ (HBSS).
6. Séparation cellulaire
   1. Transférer les nerfs digérés dans un tube de 50 ml à l’aide d’une pipette sérologique et d’une centrifugeuse à 188 x g pendant 10 min à 4 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille dans 10 mL de DMEM contenant 10 % de FCS et 50 μg/mL de gentamycine. Remettez la pastille en suspension 20 fois par la suite, à l’aide d’un embout de pipette de 10 mL, 5 mL, 2 mL, 1 mL et 200 μL.
   2. Filtrer la suspension cellulaire à travers une crépine à cellules de 100 μm et centrifuger à 188 x g pendant 10 min à 4 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille avec 4 mL de DMEM contenant 10 % de FCS et 50 μg/mL de gentamycine.
   3. Ajouter 2 mL de la suspension cellulaire à chacune des deux boîtes TC de 60 mm revêtues de PLL et de laminine et incuber à 37 °C et 5 % de CO₂. Laissez les plaques intactes pendant 2 jours dans l’incubateur pour protéger les cellules des contraintes mécaniques et favoriser l’adhérence.
7. Différenciation des cellules de Schwann
   1. Après 2 jours, retirer le milieu et rincer soigneusement les plaques 2x avec DMEM (glucose élevé), 10% FCS et 50 μg / mL de gentamycine. Ensuite, ajoutez 2 mL de milieu cellulaire de Schwann. Remplacez le milieu cellulaire de Schwann tous les 2^jours et observez l’aspect et la confluence de la cellule à l’aide d’un microscope.
      REMARQUE: Les cellules de Schwann et les explants DRG doivent être préparés en temps opportun et de manière coordonnée pour la coculture. Assurez-vous qu’un rat avec des embryons à E 13.5 est disponible pour la préparation DRG lorsque les cellules de Schwann sont proches d’une confluence de 80%.
8. Trypsinisation cellulaire et séparation magnétique
   REMARQUE : Pour des exemples d’images de différents stades de culture cellulaire de Schwann, voir la figure supplémentaire 1.
   1. Lorsque les cellules atteignent une confluence d’environ 80% (6-12 jours de culture), laver soigneusement les plaques 2x avec 3 mL de DPBS et incuber avec 2 mL de 0,05% de trypsine/EDTA (préchauffé à 37 °C) pendant 3 min. Lorsque les cellules se détachent du fond de la plaque, inactiver la digestion par l’ajout de 2 mL de DMEM avec 10% FCS et 50 μg/mL de gentamycine.
      REMARQUE: Tenez-vous-en à un temps de trypsinisation strictement de 3 minutes et procédez rapidement par la suite.
   2. Resuspendre la pastille cellulaire dans 2 mL de tampon de séparation cellulaire magnétique contenant de la DPBS avec 0,5 % d’albumine sérique bovine (BSA) et 2 nM d’EDTA. Combinez 10 μL de la suspension cellulaire avec 10 μL de bleu de trypan et comptez les cellules à l’aide d’une chambre de coloration.
   3. Centrifuger la suspension cellulaire à 188 x g pendant 10 min à 4 °C et remettre en suspension la pastille de cellule dans 90 μL de tampon de séparation cellulaire magnétique par 1 x 10⁷ cellules. Ajouter 10 μL de microbilles Thy-1 par 1 x 10⁷ cellules. Remettez la solution en suspension plusieurs fois et laissez incuber pendant 15 min dans l’obscurité à 8 °C.
   4. Ajouter 2 mL du tampon de séparation magnétique des cellules à la suspension cellulaire et centrifuger à 300 x g pendant 10 min à 4 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille dans 500 μL de tampon de séparation magnétique des cellules.
   5. Humidifiez la colonne de séparation des cellules magnétiques avec 1 mL de tampon de séparation des cellules magnétiques. Placez la colonne de séparation des cellules magnétiques dans le séparateur de cellules magnétiques. Appliquez les cellules sur la colonne de séparation magnétique des cellules. Recueillir le débit et centrifuger à 300 x g à 4 °C pendant 10 min.
      REMARQUE: Les fibroblastes sont sélectionnés positivement et restent dans la colonne, tandis que les cellules de Schwann passent la colonne. Les fibroblastes peuvent être collectés avec un tampon (par exemple, comme contrôle négatif pour les protocoles de coloration cellulaire de Schwann).
   6. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille dans 1 mL du milieu de coculture (voir étape 3.1.1). Comptez les cellules après coloration avec du bleu de trypan et une chambre de coloration.

2. Culture d’explant DRG

1. Préparation du milieu de croissance DRG
   1. Préparer le milieu de croissance DRG en ajoutant 2% de B27, 2% de sérum de cheval, 1% de L-glutamine, 0,5% de pénicilline / streptomycine et 10 ng / ml de facteur de croissance nerveuse (NGF) au milieu neurobasal. Conserver le milieu de croissance à 4 °C.
      REMARQUE: Le milieu de croissance peut être utilisé pendant 2 jours.
2. Revêtement pour explants DRG
   1. Incuber les lames de couverture dans de l’éthanol à 70% pendant 1 h et les placer dans les puits de plats à 4 puits à l’aide de pinces incurvées. Une fois l’éthanol séché, appliquer 300 μL de poly-D-lysine (PDL) à 0,2 mg/mL par puits et incuber pendant la nuit à 37 °C et 5 % de CO₂.
   2. Lavez les lamelles 3x pendant 5 min chacune avec DPBS consécutivement. Décoller le DPBS, appliquer 300 μL de laminine de 1 μg/mL sur les lames de couverture et incuber pendant la nuit à 37 °C et 5 % de CO₂.
   3. Après trois étapes de lavage avec DPBS pendant 5 min, remplacez le DPBS par 190 μL de milieu de croissance DRG. Placer les plaques à 4 puits dans l’incubateur à 37 °C et 5% de CO_2.
3. Préparation DRG
   NOTE: Récoltez le DRG des rats embryonnaires sous un banc propre.
   1. Avant la préparation, nettoyez tous les instruments avec de l’éthanol à 70%. Remplissez 10 (deux par embryon) boîtes de 35 mm de TC avec 2 ml de HBSS glacé par boîte, et deux boîtes de 100 mm de TC avec 5 ml de HBSS glacé par boîte.
   2. Euthanasier les rates gravides (rats Sprague Dawley femelles adultes, E13.5) par inhalation de CO₂ et décapitation.
   3. Vaporisez le corps avec de l’éthanol à 70% et ouvrez le torse ventral du rat. Retirez soigneusement l’utérus et placez-le dans une boîte TC de 100 mm avec HBSS glacé.
   4. Tenez l’utérus à l’aide d’une pince incurvée et ouvrez la paroi de l’utérus avec une pince fine. Retirez un sac amniotique et ouvrez-le soigneusement en pinçant un trou avec une pince fine.
   5. Retirez l’embryon des tissus environnants, coupez le cordon ombilical et décapitez l’embryon à l’aide d’une pince fine. Placez le torse dans une antenne de 100 mm TC remplie de HBSS à l’aide d’une pince incurvée et d’une spatule.
   6. Retirez rapidement tous les embryons de l’utérus et transférez-les dans une boîte TC de 100 mm remplie d’HBSS. S’il y a plus de cinq embryons, préparer une boîte de TC supplémentaire de 35 mm avec 2 ml de HBSS, conformément à l’étape 2.3.1.
   7. Placer délicatement un torse embryonnaire dans une boîte TC de 35 mm remplie d’HBSS à l’aide d’une spatule et d’une pince incurvée. Sous un stéréomicroscope, ouvrez la partie dorsale du torse pour diviser l’embryon en deux moitiés à l’aide de pinces fines et de micro-ciseaux. Tournez une moitié sur le côté et identifiez le brin de DRG situé en ligne à la partie dorsale de l’embryon.
   8. Découpez le DRG comme un brin entier à l’aide de pinces fines et de micro-ciseaux. Placer le DRG dans une boîte TC fraîche de 35 mm remplie de 2 ml de HBSS et séparer un seul DRG du tissu restant à l’aide de pinces fines et de micro-ciseaux.
4. Culture cellulaire DRG
   1. Prélever des plaques à 4 puits contenant 190 μL de milieu de croissance DRG de l’incubateur au banc propre où le DRG doit être préparé. Transférer soigneusement un seul DRG dans un puits d’une plaque de culture à 4 puits à l’aide d’une pince fine et d’une spatule. Placez le DRG au centre de chaque puits, car une position centrale est importante pour la fixation du DRG.
   2. Travaillez désormais dans des conditions stériles. Placer les cultures d’explantation dans l’incubateur à 37 °C et 5% de CO₂. Le lendemain, ajouter soigneusement 50 μL du milieu de croissance DRG à chaque puits à l’aide d’une pipette de 100 mL.
   3. Observez quotidiennement l’adhérence des explants DRG et la croissance des axones à l’aide d’un microscope, et jetez les explants DRG qui se sont détachés de la lamelle de couverture ou qui n’ont pas réussi à dépasser les axones le jour 3 de la culture.
      REMARQUE: Les explants DRG sont très fragiles dans les premiers jours de culture et doivent être manipulés avec soin, en particulier lors du déplacement des plaques dans et hors de l’incubateur lorsque le milieu est changé, ou même lors de la fermeture de la porte de l’incubateur. Le volume précis de 190 μL de milieu par puits est crucial pour maintenir les explants DRG en place pendant le premier jour de culture. Les explants DRG en vrac peuvent être facilement identifiés lors du contrôle quotidien, car ils nagent dans le milieu au lieu d’adhérer à la lamelle de couverture.

3. Coculture

1. Transfert des cellules de Schwann vers la culture d’explants DRG
   1. Préparer le milieu de coculture en ajoutant 0,1% d’acide ascorbique au milieu de croissance DRG.
   2. Le jour 3 de la culture d’explantation DRG, remplacez soigneusement le milieu de croissance DRG par 250 μL de milieu de coculture contenant 30 000 cellules de Schwann (à partir de l’étape 1.8) par puits.
   3. Conservez la coculture des explants DRG et des cellules de Schwann jusqu’à 22 jours. Remplacez soigneusement 250 μL du milieu de coculture tous les deux jours et observez l’apparence des cellules à l’aide d’un microscope.
      REMARQUE: Pour un exemple d’axones DRG et de cellules de Schwann dans la coculture dans les premiers jours de culture, voir la figure 1.
2. Coloration immunocytochimique
   REMARQUE: Manipulez les échantillons de coculture extrêmement soigneusement pendant la procédure de coloration, car ils peuvent être facilement endommagés.
   1. Pour fixer les cellules sur les lames de couverture, retirez lentement le milieu, lavez soigneusement 3x avec DPBS et incuber dans du paraformaldéhyde (PFA) à 4% pendant 10 min. Remplacez le PFA par du DPBS et conservez les cellules fixes à 4 °C pendant 1 semaine.
      ATTENTION : Lorsque vous manipulez 4 % de PFA, portez l’équipement de protection individuelle recommandé.
   2. Laver les lamelles 3x avec DPBS pendant 5 min, puis bloquer avec une solution bloquante (10% sérum de chèvre, 10% albumine sérique bovine [BSA], 0,1% gélatine et 0,05% Triton X-100) dans DPBS pendant 1 h. Diluer les anticorps primaires βIII-tubuline (1:7 500) et la protéine basique de myéline (MBP) (1:750) dans la solution bloquante et incuber pendant une nuit à 4 °C.
   3. Lavez les cellules 3x avec DPBS pendant 5 min. Utiliser des anticorps secondaires conjugués à un colorant fluorescent dans une dilution de 1:1 000 dans une solution de blocage et incuber pendant 2 h à température ambiante (RT).
   4. Lavez les cellules 3x avec DPBS pendant 5 min, et montez les cellules sur des lames microscopiques avec un support de montage en fluorescence, y compris le 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). Conservez les lames dans l’obscurité à 4 °C jusqu’à la documentation microscopique.
      ATTENTION : Lorsque vous manipulez un support de montage en fluorescence, portez l’équipement de protection individuelle recommandé.
3. Analyse
   1. Prenez des photos de huit régions définies entourant l’explant DRG au centre à l’aide d’un microscope inversé.
   2. Utiliser un logiciel d’analyse d’images pour quantifier les zones des axones positifs de la βIII-tubuline et de la myélinisation colorées par MBP.
   3. Calculer le pourcentage de myélinisation en rapport entre les axones myélinisés et les axones non myélinisés.

Résultats

La myélinisation dans la coculture a été évaluée aux jours 10, 12, 14, 16, 18 et 20. Les explants DRG et les cellules de Schwann ont été colorés pour le MBP, la βIII-tubuline et le DAPI. Le réseau axonal dans la coculture était dense et n’a pas changé visiblement au cours de l’observation. Les premiers signes de myéline, sous forme de petits fragments, étaient détectables au jour 10 et ont augmenté au jour 12 (figure 2). Les zones positives pour le MBP ont augmenté au fi...

Discussion

Ici, nous présentons un protocole rapide et facile pour la génération de myélinisation in vitro en fusionnant deux cultures de type cellulaire distinctes, les cellules de Schwann et les explants ganglionnaires de la racine dorsale.

Une étape critique du protocole est la culture d’explants DRG, en particulier dans les premiers jours de culture. Les DRG sont très fragiles avant la construction d’un réseau axonal fort et doivent être manipulés avec beaucoup de précaution, p...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Anti-MBP, rabbit	Novus Biologicals, Centannial, USA	ABIN446360
Anti-ßIII-tubulin, mouse	Biolegend, San Diego, USA	657402
Ascorbic acid	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	A4403-100MG
B27-supplement	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	17504-044
Biosphere Filter Tip, 100 µL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	70760212
Biosphere Filter Tip, 1250 µL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	701186210
Biosphere Filter Tip, 20 µL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	701114210
Biosphere Filter Tip, 300 µL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	70765210
Bovine serum albumin	Carl Roth, Karlsruhe, Germany	8076.4
Cell strainer, 100 µM	BD Bioscience, Heidelberg, Germany	352360
Centrifuge 5810-R	Eppendorf AG, Hamburg, Germany	5811000015
CO2 Incubator Heracell	Heraeus Instruments, Hanau, Germany	51017865
Coverslips 12 mm	Carl Roth, Karlsruhe, Germany	P231.1
Curved fine forceps	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	11370-42
DAPI fluoromount-G(R)	Biozol, Eching, Germany	SBA-0100-20
Dispase II	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	4942078001
Distilled water (Water Purification System)	Millipore, Molsheim, France	ZLXS5010Y
DMEM/F-12, GlutaMAX	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	31331093
DPBS (no Ca2+ and no Mg2+)	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	D8537-6X500ML
Ethanol	VWR, Radnor, USA	1009862500
FCS	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	F7524	FCS must be tested for Schwann cell culture
Fine forceps (Dumont #5)	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	11252-20
Forceps	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	11370-40
Forskolin	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	F6886-10MG
Gelatin	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	G1393-20ML
Gentamycin	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	5710064
Goat anti-mouse IgG Alexa Fluor 488	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	A11036
Goat anti-rabbit IgG Alexa Fluor 568	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	A11001
HBSS (no Ca2+ and no Mg2+)	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	14170138
HERAcell Incubator	Heraeus Instruments, Hanau, Germany	51017865
Heraguard ECO 1.2	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	51029882
Horse serum	Pan-Biotech, Aidenbach, Germany	P30-0712
Image J Software	HIH, Bethesda, USA
Laminin	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	L2020-1MG
Leibovitz´s L-15 Medium	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	11415064
L-Glutamine 200 mM	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	25030024
MACS Multistand	Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Germany	130042303
Microscissors	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	15000-08
Microscope	Motic, Wetzlar, Germany	Motic BA 400
Microscope Axio observer 7	Zeiss, Oberkochen, Germany	491917-0001-000
Microscope slide	VWR, Radnor, USA	630-1985
MiniMACS separator	Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Germany	130091632
MS columns	Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Germany	130-042-201
Neubauer counting chamber	Assistant, Erlangen, Germany	40441
Neuregulin	Peprotech, Rocky Hill, USA	100-03
Neurobasal medium	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	21103049
NGF	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	N1408
Normal goat serum	Biozol, Eching, Germany	S-1000
Nunclon Δ multidishes, 4 well	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	D6789
Paraformaldehyde	Acros Organics, New Jersey, USA	10342243
Penicillin/Streptomycin	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	15140-122
Pipetboy	Eppendorf AG, Hamburg, Germany	4430000018
Pipettes	Eppendorf AG, Hamburg, Germany	2231300004
Poly-D-Lysin	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	P6407-5MG
Poly-L-Lysin	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	P4707-50ML
Reaction tubes, 15 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	62554502
Reaction tubes, 50 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	62547254
Reaction vessels, 1.5 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	72690001
Safety Cabinet S2020 1.8	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	51026640
Scissors	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	14083-08
Serological pipette, 10 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	861254025
Serological pipette, 25 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	861685001
Serological pipette, 5 mL	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	861253001
Spatula	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	10094-13
Stereomicroscope Discovery.V8	Zeiss, Oberkochen, Germany	495015-0012-000
Surgical scissors	Fine Science Tools GmbH, Heidelberg, Germany	14007-14
TC dish 100, cell +	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	833902300
TC dish 35, cell +	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	833900300
TC dish 60, cell +	Sarstedt, Nümbrecht, Germany	833901300
Thy-1 Microbeads (MACS Kit)	Miltenyi Biotec, Bergisch Gladbach, Germany	130-094-523
Triton X-100	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	X100-500ML
Trypan Blue Solution 0.4%	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	15250061
Trypsin (2.5%), no phenol red	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	15090-046
Trypsin-EDTA (0.05%), phenol red	Thermo Fisher Scientific, Schwerte, Germany	25300-054
Type I Collagenase	Sigma Aldrich GmbH, Steinheim, Germany	C1639
Water bath type 1008	GFL, Burgwedel, Germany	4285