Mise en place d’électrodes de stimulation extracrânienne et mesure du débit sanguin cérébral et des champs électriques intracrâniens chez des souris anesthésiées

Résumé

Nous décrivons un protocole d’évaluation des courbes dose-réponse pour la stimulation extracrânienne en termes de mesures du champ électrique cérébral et d’un biomarqueur-flux sanguin cérébral pertinent. Étant donné que ce protocole implique la mise en place invasive d’électrodes dans le cerveau, une anesthésie générale est nécessaire, la respiration spontanée étant préférée aux respirations contrôlées.

Résumé

La détection des réponses du flux sanguin cérébral (CBF) à diverses formes d’activation neuronale est essentielle pour comprendre le fonctionnement dynamique du cerveau et les variations de l’approvisionnement en substrat du cerveau. Cet article décrit un protocole de mesure des réponses CBF à la stimulation transcrânienne par courant alternatif (tACS). Les courbes dose-réponse sont estimées à la fois à partir de la variation du CBF survenant avec le tACS (mA) et du champ électrique intracrânien (mV/mm). Nous estimons le champ électrique intracrânien en fonction des différentes amplitudes mesurées par des microélectrodes en verre de chaque côté du cerveau. Dans cet article, nous décrivons le dispositif expérimental, qui implique l’utilisation de sondes Doppler laser bilatérales (LD) ou d’imagerie laser par chatoiement (LSI) pour mesurer le CBF ; Par conséquent, cette configuration nécessite une anesthésie pour le placement et la stabilité de l’électrode. Nous présentons une corrélation entre la réponse CBF et le courant en fonction de l’âge, montrant une réponse significativement plus importante à des courants plus élevés (1,5 mA et 2,0 mA) chez les jeunes animaux témoins (12-14 semaines) par rapport aux animaux plus âgés (28-32 semaines) (p < 0,005 différence). Nous démontrons également une réponse significative du CBF à des intensités de champ électrique <5 mV/mm, ce qui est une considération importante pour d’éventuelles études humaines. Ces réponses CBF sont également fortement influencées par l’utilisation de l’anesthésie par rapport aux animaux éveillés, le contrôle de la respiration (c’est-à-dire la respiration intubée par rapport à la respiration spontanée), les facteurs systémiques (c’est-à-dire le CO₂) et la conduction locale dans les vaisseaux sanguins, qui est médiée par les péricytes et les cellules endothéliales. De même, des techniques d’imagerie et d’enregistrement plus détaillées peuvent limiter la taille du champ de l’ensemble du cerveau à une petite région. Nous décrivons l’utilisation d’électrodes extracrâniennes pour l’application de la stimulation tACS, y compris des conceptions d’électrodes artisanales et commerciales pour les rongeurs, la mesure simultanée du CBF et du champ électrique intracrânien à l’aide d’électrodes d’enregistrement CC bilatérales en verre, et les approches d’imagerie. Nous appliquons actuellement ces techniques pour mettre en œuvre un format en boucle fermée afin d’augmenter le CBF dans des modèles animaux de la maladie d’Alzheimer et des accidents vasculaires cérébraux.

Introduction

La stimulation électrique transcrânienne (tES ; avec stimulation par onde sinusoïdale, tACS) est une approche courante, externe et non invasive de la neuromodulation cérébrale ^1,2. Précédemment, nous avons émis l’hypothèse qu’à certaines doses, les tES (et en particulier les tACS) peuvent augmenter le flux sanguin cérébral (CBF) dans les régions cérébrales sous-jacentes³. De plus, il peut exister une relation dose-réponse entre le courant externe appliqué ou le champ électrique intracrânien et les réponses CBF qui en résultent. Cependant, la plupart des protocoles de stimulation cliniqu....

Protocole

Toutes les procédures relatives aux animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Duke ou par l’autorité locale équivalente réglementant la recherche sur les animaux. Consultez le tableau des matériaux pour plus de détails sur tous les matériaux, instruments et équipements utilisés dans ce protocole.

1. Préparation de l’instrument

1. Assurez-vous que tous les articles et instruments chirurgicaux nécessaires sont en place (Figure 2) : solution de nettoyage du cuir chevelu (tampons imbibés d’alcool), ruba....

Discussion

Ce protocole se concentre sur la mesure in vivo et anesthésiée de la réponse CBF en tant que biomarqueur pour estimer la réponse cérébrale à tES¹⁴. Les biomarqueurs à plus long terme de la réponse tES comprennent les effets histologiques du traitement, tels que la prévention ou les changements dans la formation de plaques amyloïdes (c.-à-d. avec une stimulation gamma à 40 Hz dans plusieurs modèles de MA)^16,17,18,19

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Alcohol pads	HenryShein	112-6131
Baby mineral oil	Johnson & Johnson
BD 1 mL syringe	Becton Dikinson	REF 305699
C3 Flat Surface Electrodes	Neuronexus
C57BI mice			from NIH colonies
Copper skull electrods	In house preparation
Digidata 1440, Clampex	Axon Instruments
Dumont #5 forceps	FST	#5
Dumont #7 forceps curved	Dumont	RS-5047
Eye ointment	Major	LubiFresh P.M. NDC-0904-6488-38
Flaming/Brown micropipette puller	Sutter instrument Co.	Model P-87
Forceps 11.5 cm slight curve  serrated	Roboz	RS-8254
Intramedic needle 23 G	Becton Dikinson	REF 427565
KCl 1 M	In house preparation
Laser Doppler Probes	Moor Instruments	0.46 mm laser doppler probes
Laser Speckle Imaging Device	RWD	RFLSI-ZW
Micro curette 13 cm	FST	10080-05
Micro Dissecting Scissors, 11.5 cm	Roboz	RS-5914
Mouse anesthesia fixation	Stoelting
Neuroconn-DS	Neurocare	DC-Stimulator Plus
PhysioSuite Monitoring	Kent Scientific
Q-tips	Fisherbrand	22363167
Saline 0.9% NaCl solution	Baxter	281322
Sensicam QE	PCO Instruments
Software	Axon Instruments Clampex
Surgical glue	Covetrus	31477
Surgical tape	3M Transpore	T9784