Séparation et identification des microplastiques conventionnels des sols agricoles

Résumé

Voici une méthode permettant d’extraire des microplastiques du sol et d’identifier leurs types de polymères. La méthode a été optimisée pour l’exécution, l’applicabilité et la rentabilité. Il jette les bases scientifiques de la normalisation de la méthode analytique d’identification des microplastiques dans les sols.

Résumé

La pollution par les microplastiques (MP) dans l’environnement terrestre a fait l’objet d’une attention croissante au cours de la dernière décennie, avec de plus en plus d’études décrivant le nombre et les types de MP dans différents systèmes de sol et leurs impacts sur la santé des sols et des cultures. Cependant, différentes méthodes d’extraction et d’analyse des MP sont utilisées, ce qui limite les possibilités de comparer les résultats et de générer des preuves fiables pour les conseils de l’industrie et les décideurs. Nous présentons ici un protocole qui décrit la méthodologie d’échantillonnage, de séparation et d’identification chimique des MP conventionnels du sol. La méthode est peu coûteuse et les matériaux sont facilement disponibles. Cela améliore la facilité d’utilisation et peut contribuer à une adoption généralisée. Le protocole fournit des informations détaillées sur le prélèvement d’échantillons dans la partie supérieure de 0 à 30 cm du sol à l’aide d’ustensiles sans plastique ; simulation de différents types de sols à l’aide de divers milieux solides (tels que l’argile bentonite, le dioxyde de silicium et les sols non contaminés), avec l’ajout de la même masse de polyéthylène(PE)-MP pour la quantification ultérieure ; séparation de la densité des particules de plastique à l’aide d’une solution saturée de chlorure de sodium (NaCl) et digestion des impuretés organiques dans le surnageant à l’aide d’une solution d’hydroxyde de sodium 4 M (NaOH) ; quantification des particules par microscopie fluorescente après coloration au rouge du Nil ; et l’identification des polymères à l’aide de la spectroscopie infrarouge à microtransformée de Fourier (μ-FTIR) ou de la spectroscopie infrarouge directe (LDIR). Le taux de récupération des parlementaires a varié de 83 % à 90 % pour les médias susmentionnés. Ce protocole présente une méthode efficace pour l’analyse des MP dans le sol qui est optimisée pour la faisabilité, l’applicabilité et la rentabilité. De plus, la vidéo accompagnée peut guider virtuellement le processus d’analyse des MP du sol étape par étape. Cette étude vise à normaliser les méthodes d’analyse des MP dans le sol, à améliorer la connectivité et la comparabilité des mesures, et à jeter les bases d’une recherche scientifique plus normalisée.

Introduction

On estime que 4,8 à 12,7 millions de tonnes métriques de plastique pénètrent dans l’océan chaque année en provenance de sources terrestres ^1,2. Ces particules de plastique se dégradent progressivement en fragments plus petits en réponse à l’irradiation ultraviolette, à l’abrasion mécanique et à la biodégradation ^3,4. La pollution par les microplastiques (MP), avec des particules de plastique d’un diamètre inférieur à 5 mm, dans le sol devient de plus en plus préoccupante, notamment en termes d’effet potentiel sur la santé des sols et des cultures. Elle est principalement motivée par l’augmentation continue de la production de plastique et les défis liés à l’élimination appropriée des déchets plastiques ^5,6.

L’accumulation de MP dans le sol peut être attribuée à divers facteurs externes. Les sources potentielles de MP dans les sols sont complexes, y compris l’utilisation de pratiques de plasticulture (p. ex., films de paillis de plastique, tuyaux d’irrigation, films de serre et infrastructures connexes)^7,8,9 et l’apport d’amendements organiques (tels que l’épandage de boues d’épuration, le compost agricole et les engrais organiques)¹⁰. En outre, l’élimination inappropriée des déchets plastiques¹¹, la décomposition des déchets alimentaires digérés à partir des résidus d’emballages plastiques^{alimentaires 12}, l’utilisation d’engrais enrobés¹³, l’usure des pneus en caoutchouc¹⁴ et les dépôts atmosphériques¹⁵ sont également des facteurs connus qui contribuent aux particules dans les sols. On estime que la Chine, le principal producteur et utilisateur de plastiques agricoles, en particulier de films de paillis plastique, a une abondance moyenne de MP dans les terres agricoles fortement paillées en plastique d’environ 4231 articles ^kg-1 (sol sec)¹⁶. En 2018, les quantités de MP dans les sols agricoles chinois à une profondeur de 0 à 10 cm variaient de 4,9 × 10⁶ à 1,0 × 10⁷ tonnes, avec une contribution significative des films de paillis agricoles¹⁷. Les applications de boues sur les sols agricoles en Europe et en Amérique du Nord peuvent nécessiter plus de 63 000 et 44 000 tonnes de MP par an, respectivement¹⁸. Une étude menée en Allemagne a montré que l’application de compost dans les champs arables entraînait également un apport annuel de particules de plastique (>1 mm) dans les champs arables. L’application du compost a conduit à 35 milliards à 2,2 billions de particules de plastique¹⁰. La contribution des MP atmosphériques aux sols est encore incertaine et nécessite une quantification plus poussée¹⁵. Par exemple, l’apport annuel moyen de MP atmosphériques est estimé à 7,9 × 10⁴ éléments ^{m-2 an-1} en Chine¹⁶. L’éventail extrêmement large de sources de MP dans le sol a attiré l’attention de nombreux chercheurs, mais en raison de la diversité des méthodes d’échantillonnage, d’extraction et de détection analytique, il est difficile d’intégrer et de comparer les résultats de diverses études.

L’accumulation de MP à partir d’un large éventail de sources constitue une menace environnementale potentielle pour les sols mondiaux¹⁶, ce qui souligne la nécessité évidente d’étudier les MP dans les sols. Certaines études ont montré que les effets des MP sur les sols agricoles comprennent la modification des propriétés du sol, l’entrave à la croissance et au développement des plantes et des organismes du sol, et l’impact sur l’activité microbienne du sol^19,20. D’autres études ont montré que les MP peuvent s’accumuler dans les organismes des niveaux trophiques supérieurs le long de la chaîne alimentaire²¹, ce qui peut entraîner un danger pour la santé humaine²². Pour clarifier les effets des MP sur l’environnement, il faut d’abord comprendre l’état actuel de leur contamination, y compris leur abondance, l’identification des polymères et les caractéristiques de distribution. Par conséquent, l’identification et la détection précises des MP du sol sont d’une importance capitale.

À l’heure actuelle, un nombre croissant d’articles explorent la présence mondiale des MP dans les sols, avec des variations considérables observées dans les méthodes d’extraction et de détection²³. Après le prélèvement minutieux d’échantillons (afin de minimiser la contamination par les MP), le protocole d’analyse des MP comprend généralement trois étapes clés. Tout d’abord, la séparation de densité est largement adoptée pour isoler les particules de MP de la matrice du sol. Ce procédé utilise couramment des réactifs tels que l’eau distillée (DI) (1,0 g ^cm-3), le chlorure de sodium (NaCl, 1,2 g ^cm-3) ou le chlorure de zinc (ZnCl₂, 1,6 g ^cm-3). Deuxièmement, les méthodes d’élimination des impuretés organiques de la surface des MP comprennent le nettoyage avec des solutions acides et alcalines ou d’autres agents oxydants et la digestion enzymatique²⁴. La digestion de la matière organique dans la matrice du sol ou adhérant aux particules de MPS est généralement effectuée à l’aide de peroxyde d’hydrogène à 30 % (H₂O₂), d’acide nitrique à 65 % (HNO₃) ou d’hydroxyde de sodium à 50 % (NaOH)²⁵. Après la séparation par densité et la digestion de la matière organique, l’examen microscopique des échantillons de MPS est nécessaire pour déterminer le nombre de particules. Cet examen est complété par l’analyse de la composition chimique des polymères à l’aide de techniques telles que la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR), la spectroscopie Raman ou d’autres techniques de spectroscopie proche infrarouge²⁶.

Cependant, chaque étape du processus d’extraction et de détection des MP comporte un risque de surestimation ou de sous-estimation de la présence des MP. Par exemple, malgré l’utilisation répandue de l’eau DI comme réactif pour la séparation de densité en raison de sa rentabilité et de son absence de propriétés dangereuses, elle peut conduire à l’exclusion des particules de MP de densité supérieure²⁷. À l’inverse, l’application généralisée de réactifs à haute densité peut être limitée par les risques environnementaux et l’augmentation des coûts²⁸. De plus, certains réactifs utilisés pour la digestion organique peuvent endommager les particules^{de MP 29}. De plus, la classification visuelle à l’aide de la microscopie optique, stéréoscopique et anatomique n’est pas sans défis^26,30. La détermination des particules MP dépend fortement de l’expertise et du fonctionnement des analystes, ainsi que des réglages de l’instrument. Ces résultats soulignent la difficulté d’assurer l’uniformité et l’exactitude lors de l’utilisation de diverses méthodologies, ce qui complique la comparaison des résultats entre différentes études.

Pour assurer la fiabilité et la comparabilité des données entre les études, il est impératif d’établir un protocole normalisé pour l’extraction et la détection des MP dans le sol. Cette normalisation permettra non seulement d’améliorer la précision des évaluations de la présence de MP, mais aussi de faciliter une compréhension plus complète et unifiée de l’impact environnemental des MP dans les écosystèmes pédologiques. Pour tenir compte des limites des méthodes d’extraction et de détection, les réactifs sélectionnés pour les méthodes normalisées devraient être facilement accessibles, ne pas affecter l’intégrité ou la composition chimique des particules de MP et présenter le risque environnemental le plus faible possible. De plus, les méthodes normalisées devraient démontrer une grande efficacité à la fois pour récupérer les MP et pour éliminer la matière organique de la matrice du sol.

Un protocole facile à suivre est essentiel pour une adoption généralisée dans différents contextes de recherche. Compte tenu à la fois des taux de récupération des MP et de la rentabilité, le NaCl saturé est le choix optimal pour la séparation par densité d’échantillons de sol à grande échelle. Pour la digestion de la matière organique, le NaOH a été utilisé, car des expériences d’isolement préliminaires ont montré qu’une solution de NaOH de 4 M décompose efficacement les impuretés de l’échantillon de sol, telles que les résidus végétaux, sans causer de dommages significatifs aux MP. En général, cette méthode expérimentale utilise des matériaux facilement disponibles et rentables, a une faible complexité opérationnelle et garantit un taux d’extraction fiable.

Nous recommandons d’utiliser la méthodologie de séparation rapide et économique proposée par l’Académie chinoise des sciences agricoles pour déterminer les MP collectées dans les champs agricoles³¹. Pour toutes les étapes suivantes, assurez-vous que tous les récipients, instruments et verrerie sont nettoyés avec de l’eau DI avant utilisation afin de minimiser la contamination. Assurez-vous également d’analyser régulièrement les blancs à côté des échantillons pour tenir compte de la contamination introduite par les procédures de collecte et d’extraction.

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Protocole

REMARQUE : Les solutions suivantes doivent être préparées à température ambiante avant le processus d’extraction : 1) Solution saturée de NaCl (5,7 M) - dissoudre 1 kg de NaCl dans 3 L DI H₂O ; 2) 4 M NaOH - dissoudre 480 g de NaOH dans 3 L DI H₂O ; 3) Rouge du Nil (100 μg ^mL-1) - dissoudre 10 mg de Rouge du Nil dans 100 mL de solvant approprié (par exemple, méthanol, acétone).

1. Échantillonnage et préparation du sol

1. Prélever un échantillon de sol représentatif à l’aide d’une méthode d’échantillonnage en cinq points en forme de « W » dans la zone d’étude (figure 1). Utilisez une tarière en acier inoxydable de 30 cm pour la procédure de ramassage. Prélevez et conservez les échantillons dans un contenant non plastique, comme du papier d’aluminium.
   REMARQUE : Les échantillons de sol peuvent être divisés en différentes profondeurs souhaitées (p. ex., 0-10, 10-20 et 20-30 cm). Pour minimiser la contamination plastique, évitez d’utiliser du matériel d’échantillonnage en plastique et des contenants de stockage. Au lieu de cela, des contenants non plastiques tels que du papier d’aluminium sont utilisés pour collecter et stocker les échantillons. Ces échantillons peuvent être soit regroupés pour fournir un échantillon composite, soit conservés sous forme de répétitions indépendantes.
2. Séchez le sol à température ambiante à l’abri de la lumière directe du soleil.
   1. Si un déshydrateur de sol est disponible, utilisez-le pour traiter plusieurs échantillons de sol simultanément, car le filtre à l’intérieur des chambres individuelles minimise le risque de contamination croisée.
   2. Sinon, utilisez un four réglé à 40 oC et séchez le sol pendant au moins 24 h, jusqu’à ce qu’il soit complètement sec.
   3. Broyez et tamisez le sol sec à l’aide d’un tamis métallique de 2 à 5 mm. Enlevez les matières végétales visibles, les pierres et autres matériaux inertes.
      REMARQUE : Recouvrez légèrement le sol de papier d’aluminium pour minimiser la contamination par voie aérienne à l’intérieur du four/séchoir. Ramassez les débris de plastique visibles (> 5 mm) du sol à l’aide d’une pince à épiler métallique et placez-les dans un récipient de stockage sans plastique, si une analyse ultérieure des macroplastiques doit être effectuée.
3. À l’aide d’une balance à 2 décimales, pesez 5,0 g ± 0,05 g de l’échantillon de sol sur du papier de pesée sans plastique ou du papier d’aluminium. Utilisez un nouveau papier de pesée pour différents échantillons afin de minimiser la contamination croisée. Les échantillons peuvent être conservés dans des contenants sans plastique (p. ex. flacons en verre).

2. Flottation par densité

1. Transférez l’échantillon de sol séché de 5,0 g dans un bécher en verre propre de 600 ml (bécher A). Assurer un étiquetage précis de tous les contenants de stockage et des béchers.
2. Ajouter 230 mL de solution saturée de NaCl dans le bécher A. Placer le bécher A sur une plaque d’agitation magnétique et ajouter un agitateur magnétique en verre. Remuez la solution pendant 30 min à 260 tr/min, jusqu’à ce qu’elle soit complètement homogénéisée.
3. Une fois complètement homogénéisé, retirez l’agitateur magnétique de la solution et rincez-le avec une solution saturée de NaCl pour éviter que les particules de plastique ne soient évacuées de la solution. Placez le bécher sur une surface plane sans lumière directe du soleil et laissez-le reposer toute la nuit, jusqu’à ce que la séparation de densité complète se soit produite.
   REMARQUE : Lors de l’exécution de l’ensemble de la procédure, il est nécessaire de couvrir entièrement avec du papier d’aluminium pour éviter les contaminants plastiques de l’air.

3. Digestion des impuretés

1. Une fois que le contenu du bécher A s’est complètement séparé, transférez soigneusement le surnageant dans un nouveau bécher en verre propre de 600 ml (bécher B). Rincer soigneusement les parois internes du bécher A avec une solution saturée de NaCl. Transférez le surnageant dans le bécher B. Effectuez cette procédure 2 à 3 fois.
   REMARQUE : Un total de 200 ml de surnageant est recommandé. Assurez-vous que le volume total du surnageant est constant tout en maintenant la même concentration de solution de digestion à l’étape suivante.
2. Ajouter une solution de NaOH 4 M à l’échantillon dans le bécher B pour atteindre un volume fixe de 500 mL. Placez le bécher B sur une plaque d’agitation magnétique, ajoutez un agitateur magnétique en verre et remuez la solution pendant 30 min à 260 tr/min jusqu’à ce qu’elle soit complètement homogénéisée. Gardez le bécher recouvert de papier d’aluminium pendant ce processus pour minimiser la contamination par voie aérienne.
3. Une fois complètement homogénéisé, retirez l’agitateur magnétique de la solution et rincez-le avec une solution saturée de NaCl pour éliminer toutes les particules fixées. Placez le bécher B sur une surface plane sans lumière directe du soleil et laissez-le reposer toute la nuit jusqu’à ce que la séparation de la densité complète et la digestion de la matière organique aient eu lieu.
   REMARQUE : Lors de l’exécution de l’ensemble de la procédure, il est nécessaire de couvrir entièrement avec du papier d’aluminium pour éviter que les contaminants plastiques ne pénètrent dans la solution depuis l’air. La durée de digestion dépend de la quantité et du type de matière organique. Prolonger le temps de digestion si nécessaire pour assurer une digestion complète de la matière organique. Après une digestion réussie, le surnageant doit avoir l’air clair et aucune matière organique visible ne flotte dans le bécher.

4. Coloration avec la solution de rouge du Nil

1. Une fois que le contenu du bécher B s’est complètement séparé, transférez soigneusement le surnageant dans un nouveau bécher en verre propre de 600 ml (bécher C). Rincez les parois intérieures du bécher B avec de l’eau DI pour assurer un transfert maximal des particules.
   1. Si le volume dans le bécher C est inférieur à 500 mL, rattraper la valeur à 500 mL avec de l’eau DI pour unifier le volume de solution.
2. Ajouter la solution rouge du Nil dans le bécher C pour obtenir une concentration maximale finale de 0,5 M. Remuer la solution avec une tige de verre jusqu’à ce qu’elle soit complètement homogénéisée, puis laisser incuber la solution pendant 30 minutes dans l’obscurité en recouvrant le bécher de papier d’aluminium.

5. Filtration sous vide

1. Installez les appareils de filtration sous vide dans l’ordre suivant : entonnoir en verre, pince métallique, base de filtration sous vide, bécher de collecte, tuyau de raccordement, piège à humidité et pompe à vide. Retirez avec précaution une nouvelle membrane (pores de 0,2 μm, 47 mm de diamètre) de son récipient de stockage à l’aide d’une pince à épiler métallique. Placez la membrane filtrante au centre et à plat sur le dessus de la base de filtration sous vide.
   REMARQUE : Assurez-vous d’une connexion sûre en alignant la base de filtration sous vide avec l’entonnoir en verre et en la fixant à l’aide d’une pince métallique.
2. Activez la filtration sous vide et versez lentement le liquide du bécher C dans l’entonnoir en verre. Rincez plusieurs fois le bécher C avec de l’eau DI pour maximiser la récupération des particules. Rincez les côtés de l’entonnoir en verre avec de l’eau DI après la filtration de l’échantillon pour garantir une perte de particules minimale.
   REMARQUE : Couvrez l’entonnoir en verre avec du papier d’aluminium pour minimiser la contamination en suspension dans l’air pendant le processus de filtration. Si l’échantillon a un nombre élevé de particules et que la vitesse de filtration diminue, plusieurs membranes peuvent être utilisées pour le même échantillon. Cela garantira une répartition uniforme des particules à travers la membrane et minimisera le risque d’agrégation et de chevauchement des particules pour une quantification ultérieure.
3. Une fois la filtration terminée, récupérez soigneusement la membrane filtrante de la plaque poreuse à l’aide d’une pince à épiler et placez chaque membrane dans une boîte de Pétri en verre individuelle. Laissez la membrane sécher complètement avant de fermer la boîte de Pétri et de l’envelopper dans du papier d’aluminium. Conservez-le dans un endroit sec et sombre jusqu’à une analyse plus approfondie.

6. Quantification des particules MPS par microscopie à fluorescence

1. Si l’emplacement exact des particules fluorescentes sur la membrane est nécessaire pour l’identification ultérieure du polymère (par exemple, en utilisant la FTIR), veuillez vous référer aux étapes ci-dessous :
   1. À l’aide d’un stylo gel noir, marquez délicatement la position de départ et 10 marques sur la membrane du filtre, en suivant la forme du « Z » (Figure 2). Placez soigneusement la membrane sur les lames de verre sur la platine du microscope à l’aide d’une pince à épiler, en veillant à ce que la surface de l’échantillon soit plane.
   2. Activez l’instrument de fluorescence dans l’ordre suivant : l’hôte, les sources fluorescentes, le moniteur et le microscope à fluorescence. Allumez l’instrument et réglez le bouton d’éclairage de la source sur la luminosité maximale. Utilisez les boutons de commutation Champ clair (BF) et Lumière fluorescente (FL) pour prendre des images BF et FL, respectivement.
   3. À l’aide du logiciel d’observation et d’enregistrement des échantillons (par exemple, DP2-BSW), prenez des photos en champ clair sous la position BF. Tournez le bouton en position FL et prenez des photos avec le filtre de fluorescence dans l’obscurité. Assurez-vous que la séquence d’observation du champ de vision est de 1 à 10. Assurez-vous que les photos FL et BL sont prises dans la même position.
      REMARQUE : L’analyse microscopique fluorescente doit être effectuée dans les 24 à 48 heures suivant la filtration pour assurer une fluorescence optimale des particules. Assurez-vous que les images BF et FL sont prises dans la même position (Figure 3). Assurez-vous que toutes les membranes sont analysées en utilisant le même grossissement et les mêmes réglages de l’instrument.
2. Pour l’identification des polymères à l’aide de LDIR, effectuez les étapes du microscope comme ci-dessous :
   1. Configurez le système de microscopie comme suit : la caméra, les filtres, les grossissements, la platine du microscope et l’ordinateur. Sélectionnez le mode de filtre le mieux adapté aux longueurs d’onde d’excitation et d’émission souhaitées (par exemple, 470 nm et 495 nm, respectivement) en fonction de l’échantillon et de la fluorescence de fond.
   2. Essuyez les supports de membrane filtrante avec des mouchoirs sans poussière, puis fixez la membrane dans le support et glissez-la sur la platine du microscope. Scannez visuellement l’ensemble de la membrane pour assurer une répartition uniforme des particules.
   3. Assurez-vous que la caméra est connectée et que le grossissement du microscope est adapté à tous les types d’échantillons et cohérent sur tous les échantillons du même ensemble. Déterminez la taille de la zone en mm capturée avec l’appareil photo avant de commencer l’analyse à l’aide d’un ruban à mesurer.
      REMARQUE : Si les particules sont uniformément réparties, analysez un minimum de 10 % de la surface totale de la membrane en sélectionnant le nombre requis de points d’échantillonnage sur la membrane. Prenez une photo de chaque point d’échantillonnage à l’aide de l’appareil photo.

7. Identification des polymères MP à l’aide de la spectroscopie FTIR ou LDIR

1. Si la FTIR est utilisée pour identifier les particules de polymère, veuillez vous référer aux étapes ci-dessous.
   1. Allumez le spectromètre FTIR et le logiciel correspondant pour l’observation et l’enregistrement des échantillons. Nettoyez la sonde avant de mesurer chaque échantillon.
   2. Identifiez les particules à surveiller grâce à l’enregistrement d’écran en temps réel. Ajustez la position et la netteté en manipulant le rocker. Placez la plate-forme d’exploitation au centre et capturez le spectre de fond aérien actuel.
      REMARQUE : Particules cibles qui correspondent à la fois aux images BF et FL.
   3. Mesurez 3 à 5 points fixes sur chaque particule pour obtenir des spectres dans la gamme de numéros d’onde infrarouges de 400 à 4 000 ^cm-1. Sur la page des résultats, enregistrez les données d’origine, obtenez le spectre et comparez-le avec le spectre plastique de la bibliothèque standard pour confirmer l’indice de qualité de l’échantillon (Figure 4).
      REMARQUE : Dans cette étude, en raison de la petite taille des MP et des difficultés à les quantifier dans l’ensemble du filtre, 5 à 7 particules représentatives ont été sélectionnées dans chaque échantillon pour l’analyse FTIR. Pour assurer une distribution uniforme, les particules suivant un motif en forme de « Z » à travers le filtre ont été sélectionnées. Cependant, il convient de noter qu’une certaine incertitude peut surgir, car les particules ont été sélectionnées au hasard plutôt qu’en balayant l’ensemble du filtre.
   4. Une correspondance est acceptée si l’indice de qualité des résultats (HQI) ≥ 0,7. La figure 4 montre un exemple de particules identifiées par spectroscopie FTIR dans un échantillon de sol enrichi à 0,04 % de PE-MP.
2. Si la LDIR est utilisée pour l’identification des particules de polymère, suivez les étapes ci-dessous :
   1. Une fois les étapes du microscope fluorescent terminées, remettre les particules en suspension pour analyse sur le LDIR. Placez la membrane filtrante dans un nouveau flacon en verre et ajoutez 20 ml d’éthanol pur. Fermez bien les flacons et enveloppez les couvercles d’un film de paraffine pour éviter les fuites.
   2. Sonicate des échantillons dans un bain à ultrasons pendant au moins 1 h jusqu’à ce que toutes les particules aient été remises en suspension. Retirez et jetez la membrane du flacon en verre.
      REMARQUE : Assurez-vous que le côté de la membrane avec les particules est orienté vers l’intérieur, c’est-à-dire loin de la paroi du flacon. Le temps de sonication dépend du type de membrane utilisé ; La membrane peut lessiver la couleur, mais cela n’interférera pas avec l’identification du polymère.
   3. Confirmez la réussite de la remise en suspension des particules en réanalysant les membranes au microscope fluorescent et en veillant à ce que l’élimination des particules soit > à 95 %.
   4. Placez les flacons en verre avec la solution d’éthanol sur une plaque d’agitation magnétique et ajoutez un petit agitateur en verre magnétique dans le flacon. Laissez l’éthanol s’évaporer à moins de 5 mL en réglant la température de la plaque à 100 °C et en agitant à basse vitesse pour maintenir les particules en suspension.
      REMARQUE : Recouvrez légèrement les flacons d’une feuille d’aluminium afin de minimiser la contamination des échantillons par voie aérienne. En option, séchez la solution sous un léger jet d’azote pour l’évaporation de l’éthanol.
   5. Transférez l’échantillon dans un petit flacon en verre de 8 ml, en utilisant de l’éthanol neuf pour rincer le flacon en verre de 20 ml afin de maximiser la récupération des particules.
      REMARQUE : Au besoin, ajoutez de l’éthanol neuf dans le petit flacon en verre pour atteindre exactement 5 ml.
   6. Pour préparer l’échantillon à l’analyse sur le LDIR, agitez soigneusement l’échantillon jusqu’à ce que toutes les particules soient en suspension de manière homogène dans la solution et pipetez rapidement 10 μL de l’échantillon sur la lame et laissez l’éthanol s’évaporer. Répétez cette étape deux fois de plus pour analyser 3 répétitions par échantillon sur chaque lame.
   7. Utilisez l’outil d’analyse de particules du logiciel associé pour mesurer les spectres infrarouges de chaque particule dans la plage de taille définie et les comparer à la bibliothèque interne pour l’identification des polymères.
      REMARQUE : Un point sur chaque particule est automatiquement mesuré dans la gamme de numéros d’onde infrarouges de 800-1800 ^cm-1, et les particules sont automatiquement appariées à des spectres de bibliothèques connus de polymères et d’autres matériaux organiques et inorganiques.
   8. Si l’indice de qualité des résultats (HQI) ≥ 0,8, la correspondance est acceptée. La figure 5 montre un exemple de particules identifiées par spectroscopie LDIR dans un échantillon de sol enrichi à 0,04 % de PE-MP.
      REMARQUE : Le volume de l’échantillon peut être augmenté pour les échantillons à faible nombre de particules.

8. Quantification de particules d’images de membranes fluorescentes à l’aide d’ImageJ

1. Ouvrez ImageJ³² (version 1.54f) et chargez les images dans le logiciel. Ajustez l’échelle de l’image aux mesures correctes correspondant à la taille réelle de l’image. Utilisez les fonctions Analyser > Définir l’échelle pour saisir les valeurs de pixels et de taille de l’image (mm), puis sélectionnez Global pour appliquer ces paramètres à toutes les images de la session.
2. Transformez l’image en une image binaire et convertissez-la en 8 bits, à l’aide des fonctions Traiter > binaire et Image > Type > 8 bits, respectivement. Pour sélectionner les paramètres d’analyse des particules, utilisez les fonctions Analyser > Définir les mesures et sélectionnez les paramètres souhaités, par exemple, Surface, Descripteurs de forme et Diamètre de Féret. Sélectionnez Ajouter à la superposition et déterminez le nombre de décimales pour la sortie des données.
3. Pour analyser les particules, sélectionnez Analyser > Analyser les particules et déterminer la plage de tailles de particules qui vous intéresse. Réglez l’option Circularité sur 0-1, désélectionnez les unités de pixels, activez l’affichage de l’incrustation et cochez les cases suivantes : Afficher les résultats, Exclure les bords, Effacer les résultats, Inclure les trous, Résumer et Superposition. Exportez les résultats sous forme de fichiers .csv à partir de la fenêtre des résultats.
   REMARQUE : L’analyse des images fluorescentes ne fournira que des informations sur le nombre de particules, et non sur le nombre de polymères ; par conséquent, une procédure d’identification supplémentaire est nécessaire, par exemple à l’aide de techniques de spectroscopie IR.

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Résultats

Pour valider les taux de récupération de cette méthodologie, des échantillons de trois matrices solides différentes (dioxyde de silicium (SD), argile bentonite (BT) et sol) ont été analysés en ensembles de trois répétitions. Les échantillons ont été analysés avec et sans l’ajout de 0,04 % p/p de microplastiques de polyéthylène (PE) blanc (plage de taille de particules de 40 à 48 μm). Des échantillons de sol ont été prélevés dans le district de Haidian, ?...

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Discussion

La stratégie d’échantillonnage du sol sur le terrain, y compris des approches telles que l’échantillonnage aléatoire simple ou l’échantillonnage systématique par grille, ainsi que la zone et la profondeur de l’échantillonnage, doivent être adaptées aux questions de recherche spécifiques et clairement définies avant le prélèvement de l’échantillon. Certaines études se sont concentrées sur la couche arable de 0-10 cm^34,37

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
2-decimal balance	n/a	n/a	Standard 2-decimal balance
40 °C oven	n/a	n/a	Standard large fan-oven with temperature set to 40 °C
8700 LDIR	Agilent Technologies	n/a	LDIR used to identify particles
Aluminum container	n/a	n/a	Standard aluminum food take-away container
Aluminum foil	n/a	n/a	Standard heavy-duty aluminum foil
Axioplan 2	Zeiss	n/a	Fluorescence microscopy is used to observe microplastic particles in the fluorescent state
Bentonite clay	Sigma Aldrich	285234	Bentonite clay used for recovery tests
BX53	Olympus	n/a	Fluorescence microscopy is used to observe microplastic particles in the fluorescent state
Glass beaker (600 ml)	n/a	n/a	Standard glass beaker
Glass bottle (1 l)	n/a	n/a	Standard glass bottle
Glass magnetic stirrer bar	n/a	n/a	Standard glass coated magnetic stirrer bar
Glass measuring cylinder (500 ml)	n/a	n/a	Standard glass measuring cylinder
Glass pipette (10 ml)
Glass vacuum filtration device	Pyrex (purchased via Sigma Aldrich)	SLW5809/KIT	Glass filtration device with 500 ml funnel, porous plate, and 1 l collection beaker
LUMOS Alpha II	Bruker	n/a	FTIR used to analyze suspect microplastics.
Magnetic stirring plate	n/a	n/a	Standard magnetic stirring plate
MCE filter membrane	Jinteng company	JTMF0441/0442	White MCE membranes, 0.2 µm pore size, 50 mm diameter, with FTIR method
Nile Red	Fisher Scientific	10464311	Nile Red powder used to make stock solution of nile red dye using appropriate solvent (e.g. acetone)
PCTE filter membrane	Sterlitech Corporation	1270060	Black PCTE membranes, PVP-free, 0.2 µm pore size, 47 mm diameter, with LDIR method
Silicon dioxide	Sigma Aldrich	18649	Silicon dioxide used for recovery tests
Sodium chloride	Sigma Aldrich	S9888	Sodium chloride used for density separation
Sodium hydroxide	Fisher Scientific	10675692	Sodium hydroxide used for organic matter digestion
Soil auger	n/a	n/a	Length 30 cm; diameter 2 cm; material stainless steel
Ultra-high molecular weight polyethylene microplastic powder	Sigma Aldrich	434272	Polyethylene microplastic used to spike silicon dioxide, bentonite clay, and soil samples for recovery tests
Vacuum pump	Vacuubrand GmBH Co KG	ME 2C NT	Vacuum pump for vacuum filtration