JoVE Logo
Autori
Contattaci

Accedi

È necessario avere un abbonamento a JoVE per visualizzare questo. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Qui viene presentato un metodo per estrarre le microplastiche dal suolo e identificare i loro tipi di polimeri. Il metodo è stato ottimizzato per l'esecuzione, l'applicabilità e l'economicità. Getta le basi scientifiche per standardizzare il metodo analitico per identificare le microplastiche nei suoli.

Abstract

L'inquinamento da microplastiche (MP) nell'ambiente terrestre ha ricevuto una crescente attenzione nell'ultimo decennio, con un aumento degli studi che descrivono il numero e i tipi di MP nei diversi sistemi del suolo e il loro impatto sulla salute del suolo e delle colture. Tuttavia, vengono utilizzati diversi metodi di estrazione e analisi dei parlamentari, limitando le opportunità di confrontare i risultati e generare prove affidabili per la consulenza del settore e i responsabili politici. Qui, presentiamo un protocollo che descrive la metodologia per il campionamento, la separazione e l'identificazione chimica di MP convenzionali dal suolo. Il metodo è a basso costo e i materiali sono prontamente disponibili. Ciò migliora la facilità operativa e può aiutare con un'adozione diffusa. Il protocollo fornisce informazioni dettagliate sulla raccolta del campione dalla parte superiore 0-30 cm del terreno utilizzando utensili privi di plastica; simulazione di diversi tipi di suolo attraverso l'utilizzo di vari mezzi solidi (come argilla bentonitica, biossido di silicio e terreni non contaminati), con l'aggiunta della stessa massa di polietilene(PE)-MPs per la successiva quantificazione; separazione per densità delle particelle di plastica utilizzando una soluzione satura di cloruro di sodio (NaCl) e digestione delle impurità organiche nel surnatante utilizzando una soluzione di idrossido di sodio (NaOH) 4 M; quantificazione di particelle mediante microscopia fluorescente dopo colorazione con Rosso Nilo; e identificazione di polimeri mediante spettroscopia infrarossa in trasformata di Fourier (μ-FTIR) o spettroscopia a infrarossi diretti laser (LDIR). Il tasso di recupero dei parlamentari variava dall'83% al 90% per i media sopra menzionati. Questo protocollo presenta un metodo efficiente per l'analisi delle MP del suolo ottimizzato per fattibilità, applicabilità ed economicità. Inoltre, il video accompagnato può guidare virtualmente il processo di analisi degli MP del suolo. Questo studio è dedicato alla standardizzazione dei metodi per l'analisi delle MP nel suolo, al miglioramento della connettività e della comparabilità delle misurazioni e alla creazione di una base per una ricerca più standardizzata e scientifica.

Introduzione

Si stima che ogni anno entrino nell'oceano da 4,8 a 12,7 milioni di tonnellate di plastica da fonti terrestri 1,2. Queste particelle di plastica si degradano gradualmente in frammenti più piccoli in risposta all'irradiazione ultravioletta, all'abrasione meccanica e alla biodegradazione 3,4. L'inquinamento da microplastiche (MP), con particelle di plastica di diametro inferiore a 5 mm, nel suolo sta diventando una preoccupazione crescente, in particolare in termini di potenziale effetto sulla salute del suolo e delle colture. È principalmente guidato dal continuo aumento della produzione di plastica e dalle sfide relative allo smaltimento appropriato dei rifiuti di plastica 5,6.

L'accumulo di MP nel suolo può essere attribuito a vari fattori esterni. Le potenziali fonti di MP nei suoli sono complesse, tra cui l'utilizzo di pratiche di plasticoltura (ad esempio, film di pacciamatura in plastica, tubi di irrigazione, film per serre e infrastrutture associate)7,8,9 e l'input di ammendanti organici (come l'applicazione di fanghi di depurazione, compost agricolo e fertilizzanti organici)10. Inoltre, lo smaltimento inappropriato dei rifiuti di plastica11, la decomposizione dei rifiuti alimentari digeriti dai residui di imballaggi in plastica alimentare12, l'utilizzo di fertilizzanti rivestiti13, l'usura dei pneumatici di gomma14 e la deposizione atmosferica15 sono anche noti fattori che contribuiscono alle MP nei suoli. Si stima che la Cina, il principale produttore e utilizzatore di materie plastiche agricole, in particolare di pellicole di pacciamatura in plastica, abbia un'abbondanza media di MP nei terreni agricoli pesantemente pacciamati di circa 4231 pezzi kg-1 (terreno asciutto)16. Nel 2018, le quantità di MP nei terreni agricoli cinesi entro la profondità 0-10 cm variavano da 4,9 × 106 a 1,0 × 107 tonnellate, con un contributo significativo dai film di pacciamatura agricola17. Le applicazioni dei fanghi ai suoli agricoli in Europa e Nord America possono immettere rispettivamente oltre 63.000 e 44.000 tonnellate di MP all'anno. Uno studio condotto in Germania ha dimostrato che le applicazioni del compost ai seminativi hanno portato anche a un apporto annuale di particelle di plastica (>1 mm) nei seminativi. L'applicazione del compost ha portato a 35-2,2 trilioni di particelle di plastica10. Il contributo delle MP atmosferiche ai suoli è ancora incerto e richiede un'ulteriore quantificazione15. Ad esempio, l'input medio annuo di MP atmosferica è stimato in 7,9 × 104 elementi m-2 anno-1 in Cina16. L'estremamente ampia gamma di fonti di MP nel suolo ha attirato l'attenzione di molti ricercatori, ma a causa della diversità dei metodi di campionamento, estrazione e rilevamento analitico, è difficile integrare e confrontare i risultati di vari studi.

L'accumulo di MP da un'ampia gamma di fonti rappresenta una potenziale minaccia ambientale per i suoli globali16, evidenziando la chiara necessità di studi sulle MP nel suolo. Alcuni studi hanno dimostrato che gli effetti delle MP sul suolo agricolo includono l'alterazione delle proprietà del suolo, l'impedimento della crescita e dello sviluppo delle piante e degli organismi del suolo e l'impatto sull'attività microbica del suolo19,20. Altri studi hanno scoperto che le MP possono accumularsi in organismi a livelli trofici più elevati lungo la catena alimentare21, determinando un potenziale pericolo per la salute umana22. Per chiarire gli effetti ambientali delle MP sul suolo, è innanzitutto necessario comprendere lo stato attuale della loro contaminazione, compresa la loro abbondanza, l'identificazione dei polimeri e le caratteristiche di distribuzione. Pertanto, l'identificazione e il rilevamento accurati delle MP del suolo sono di fondamentale importanza.

Attualmente, un numero crescente di articoli sta esplorando la presenza globale di MP nel suolo, con notevoli variazioni osservate nei metodi di estrazione e rilevamento23. Dopo l'attenta raccolta dei campioni (per ridurre al minimo la contaminazione da MP), il protocollo per l'analisi delle MP prevede in genere tre passaggi chiave. In primo luogo, la separazione della densità è ampiamente adottata per isolare le particelle di MP dalla matrice del suolo. Questo processo utilizza comunemente reagenti come acqua distillata (DI) (1,0 g cm-3), cloruro di sodio (NaCl, 1,2 g cm-3) o cloruro di zinco (ZnCl2, 1,6 g cm-3). In secondo luogo, i metodi per rimuovere le impurità organiche dalla superficie delle MP includono la pulizia con soluzioni acide e alcaline o altri agenti ossidanti e la digestione enzimatica24. La digestione della materia organica nella matrice del suolo o aderente alle particelle di MP viene comunemente effettuata utilizzando il 30% di perossido di idrogeno (H2O2), il 65% di acido nitrico (HNO3) o il 50% di idrossido di sodio (NaOH)25. Dopo la separazione per densità e la digestione della materia organica, è necessario l'esame microscopico dei campioni di MP per determinare il numero di particelle. Questo esame è integrato con l'analisi della composizione chimica dei polimeri attraverso tecniche come la spettroscopia infrarossa in trasformata di Fourier (FTIR), la spettroscopia Raman o altre tecniche di spettroscopia nel vicino infrarosso26.

Tuttavia, ogni fase del processo di estrazione e rilevamento delle MP comporta la possibilità di sovrastimare o sottostimare la presenza di MP. Ad esempio, nonostante l'uso diffuso dell'acqua deionizzata come reagente per la separazione della densità a causa della sua economicità e della mancanza di proprietà pericolose, può portare all'esclusione di particelle MP con densità più elevata27. Al contrario, l'applicazione diffusa di reagenti ad alta densità può essere limitata dai rischi ambientali e dall'aumento dei costi28. Inoltre, alcuni reagenti utilizzati per la digestione organica hanno il potenziale di causare danni alle particelle MP29. Inoltre, la classificazione visiva mediante microscopia ottica, stereoscopica e anatomica non è priva di sfide26,30. La determinazione delle particelle di MP si basa in larga misura sull'esperienza e sul funzionamento degli analisti, nonché sulle impostazioni dello strumento. Questi risultati sottolineano la difficoltà di raggiungere la coerenza e l'accuratezza quando si impiegano varie metodologie, complicando così il confronto dei risultati tra diversi studi.

Per garantire l'affidabilità e la comparabilità dei dati tra gli studi, è imperativo stabilire un protocollo standardizzato per l'estrazione e il rilevamento delle MP nel suolo. Questa standardizzazione non solo migliorerà l'accuratezza delle valutazioni dell'occorrenza delle MP, ma faciliterà anche una comprensione più completa e unificata dell'impatto ambientale delle MP negli ecosistemi del suolo. Per ovviare ai limiti dei metodi di estrazione e rilevamento, i reagenti selezionati per i metodi standardizzati devono essere prontamente disponibili, non devono influire sull'integrità o sulla composizione chimica delle particelle MP e presentare il minor rischio ambientale possibile. Inoltre, i metodi standardizzati dovrebbero dimostrare un'elevata efficienza sia nel recupero di MP che nella rimozione della materia organica dalla matrice del suolo.

Un protocollo facile da seguire è fondamentale per un'adozione diffusa in diversi contesti di ricerca. Considerando sia i tassi di recupero delle MP che l'economicità, il NaCl saturo è la scelta ottimale per la separazione della densità dei campioni di suolo su larga scala. Per la digestione della materia organica è stato utilizzato il NaOH, poiché esperimenti preliminari di isolamento hanno dimostrato che la soluzione di NaOH 4 M decompone efficacemente le impurità del campione di terreno, come i residui vegetali, senza causare danni significativi alle MP. In generale, questo metodo sperimentale utilizza materiali prontamente disponibili ed economici, ha una bassa complessità operativa e garantisce un tasso di estrazione affidabile.

Si consiglia di utilizzare la metodologia di separazione rapida ed economica proposta dall'Accademia cinese delle scienze agrarie per determinare le MP raccolte nei campi agricoli31. Per tutti i passaggi successivi, assicurarsi che tutti i contenitori, gli strumenti e la vetreria siano puliti con acqua deionizzata prima dell'uso per ridurre al minimo la contaminazione. Inoltre, assicurarsi di eseguire regolarmente i bianchi accanto ai campioni per tenere conto della contaminazione introdotta dalle procedure di raccolta ed estrazione.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocollo

NOTA: Le seguenti soluzioni devono essere preparate a temperatura ambiente prima del processo di estrazione: 1) Soluzione satura di NaCl (5,7 M) - sciogliere 1 kg di NaCl in 3 L DI H2O; 2) 4 M NaOH - sciogliere 480 g di NaOH in 3 L DI H2O; 3) Rosso del Nilo (100 μg mL-1) - sciogliere 10 mg di rosso del Nilo in 100 mL di solvente appropriato (ad es. metanolo, acetone).

1. Campionamento e preparazione del terreno

  1. Raccogli un campione di terreno rappresentativo utilizzando un metodo di campionamento a cinque punti a forma di "W" in tutta l'area di studio (Figura 1). Utilizzare una trivella in acciaio inox da 30 cm per la procedura di raccolta. Raccogliere e conservare i campioni in un contenitore non di plastica, come un foglio di alluminio.
    NOTA: I campioni di terreno possono essere suddivisi in diverse profondità desiderate (ad esempio, 0-10, 10-20 e 20-30 cm). Per ridurre al minimo la contaminazione da plastica, evitare l'uso di apparecchiature di campionamento e contenitori di stoccaggio in plastica. Invece, per raccogliere e conservare i campioni vengono utilizzati contenitori non di plastica come i fogli di alluminio. Questi campioni possono essere raggruppati per fornire un campione composito o conservati come repliche indipendenti.
  2. Asciugare il terreno a temperatura ambiente lontano dalla luce diretta del sole.
    1. Se è disponibile un essiccatore per terreno, utilizzarlo per elaborare più campioni di terreno contemporaneamente, poiché il filtro all'interno delle singole camere riduce al minimo il rischio di contaminazione incrociata.
    2. In caso contrario, utilizzare un forno impostato a 40 oC e asciugare il terreno per un minimo di 24 ore, fino a completa asciugatura.
    3. Macinare e setacciare il terreno asciutto utilizzando un setaccio metallico da 2-5 mm. Rimuovere il materiale vegetale visibile, le pietre e altri materiali inerti.
      NOTA: Coprire leggermente il terreno con un foglio di alluminio per ridurre al minimo la contaminazione nell'aria all'interno del forno/essiccatore. Raccogliere i detriti di plastica visibili (> 5 mm) dal terreno con una pinzetta metallica e metterli in un contenitore privo di plastica, se si desidera eseguire un'analisi successiva della macroplastica.
  3. Utilizzando una bilancia a 2 cifre decimali, pesare 5,0 g ± 0,05 g di campione di terreno su carta da pesare senza plastica o foglio di alluminio. Utilizzare una nuova carta di pesata per campioni diversi per ridurre al minimo la contaminazione incrociata. I campioni possono essere conservati in contenitori privi di plastica (ad es. fiale di vetro).

2. Flottazione per densità

  1. Trasferire il campione di terreno essiccato da 5,0 g in un becher di vetro pulito da 600 ml (Beaker A). Garantisci un'etichettatura accurata di tutti i contenitori di stoccaggio e dei becher.
  2. Aggiungere 230 mL di soluzione satura di NaCl al becher A. Posizionare il becher A su una piastra magnetica per mescolare e aggiungere un agitatore magnetico in vetro. Mescolare la soluzione per 30 minuti a 260 giri/min, fino a quando non sarà completamente omogeneizzata.
  3. Una volta completamente omogeneizzato, rimuovere l'agitatore magnetico dalla soluzione e risciacquare con una soluzione di NaCl satura per evitare che le particelle di plastica vengano espulse dalla soluzione. Posizionare il becher su una superficie piana senza luce solare diretta e lasciarlo riposare per una notte, fino a quando non si è verificata la completa separazione della densità.
    NOTA: Quando si esegue l'intera procedura, è necessario coprire completamente con un foglio di alluminio per evitare contaminanti plastici dall'aria.

3. Digestione delle impurità

  1. Una volta che il contenuto del becher A si è completamente separato, trasferire con cura il surnatante in un nuovo becher di vetro da 600 mL pulito (becher B). Sciacquare accuratamente le pareti interne del becher A con una soluzione satura di NaCl. Trasferire il surnatante nel becher B. Eseguire questa procedura 2-3 volte.
    NOTA: Si raccomanda un totale di 200 ml di surnatante. Assicurarsi che il volume totale del surnatante sia costante, mantenendo la stessa concentrazione di soluzione digestiva nella fase successiva.
  2. Aggiungere la soluzione di NaOH 4 M al campione nel becher B per raggiungere un volume fisso di 500 mL. Posizionare il becher B su una piastra magnetica, aggiungere un agitatore magnetico in vetro e agitare la soluzione per 30 minuti a 260 giri/min fino a quando non sarà completamente omogeneizzata. Tenere il becher coperto con un foglio di alluminio durante questo processo per ridurre al minimo la contaminazione nell'aria.
  3. Una volta completamente omogeneizzato, rimuovere l'agitatore magnetico dalla soluzione e risciacquare con una soluzione satura di NaCl per rimuovere eventuali particelle attaccate. Posizionare il becher B su una superficie piana senza luce solare diretta e lasciarlo riposare per una notte fino a quando non si è verificata la separazione completa della densità e la digestione della materia organica.
    NOTA: Quando si esegue l'intera procedura, è necessario coprire completamente con un foglio di alluminio per evitare che contaminanti plastici entrino nella soluzione dall'aria. La durata della digestione dipende dalla quantità e dal tipo di materiale organico. Prolungare il tempo di digestione, se necessario, per garantire una completa digestione della materia organica. Dopo una digestione riuscita, il surnatante dovrebbe apparire limpido senza materia organica visibile che galleggia nel becher.

4. Colorazione con soluzione di rosso del Nilo

  1. Una volta che il contenuto del becher B si è completamente separato, trasferire con cura il surnatante in un nuovo becher di vetro da 600 mL pulito (becher C). Sciacquare le pareti interne del becher B con acqua deionizzata per garantire il massimo trasferimento delle particelle.
    1. Se il volume nel becher C è inferiore a 500 mL, portare il valore a 500 mL con acqua deionizzata per unificare il volume della soluzione.
  2. Aggiungere la soluzione di rosso del Nilo al becher C per ottenere una concentrazione massima finale di 0,5 M. Mescolare la soluzione con una bacchetta di vetro fino a completa omogeneizzazione, quindi lasciare incubare la soluzione per 30 minuti al buio coprendo il becher con un foglio di alluminio.

5. Filtrazione sottovuoto

  1. Impostare i dispositivi di filtrazione sottovuoto nel seguente ordine: imbuto di vetro, morsetto metallico, base di filtrazione sottovuoto, becher di raccolta, tubo di collegamento, trappola per l'umidità e pompa per vuoto. Rimuovere con cautela una nuova membrana (dimensione dei pori di 0,2 μm, diametro 47 mm) dal suo contenitore di conservazione utilizzando una pinzetta metallica. Posizionare la membrana filtrante centralmente e in piano sulla parte superiore della base di filtrazione sottovuoto.
    NOTA: Garantire un collegamento sicuro allineando la base di filtrazione sottovuoto con l'imbuto di vetro e fissandola con un metallo clamp.
  2. Attivare la filtrazione sottovuoto e versare lentamente il liquido dal becher C nell'imbuto di vetro. Sciacquare più volte il becher C con acqua deionizzata per massimizzare il recupero delle particelle. Sciacquare i lati dell'imbuto di vetro con acqua deionizzata dopo la filtrazione del campione per garantire una perdita minima di particelle.
    NOTA: Coprire l'imbuto di vetro con un foglio di alluminio per ridurre al minimo la contaminazione nell'aria durante il processo di filtrazione. Se il campione ha un numero elevato di particelle e la velocità di filtrazione diminuisce, è possibile utilizzare più membrane per lo stesso campione. Ciò garantirà una distribuzione uniforme delle particelle attraverso la membrana e ridurrà al minimo il rischio di aggregazione e sovrapposizione delle particelle per la successiva quantificazione.
  3. Una volta completata la filtrazione, recuperare con cura la membrana filtrante dalla piastra porosa utilizzando una pinzetta e posizionare ciascuna membrana in una singola piastra di Petri di vetro. Lasciare asciugare completamente la membrana prima di chiudere la capsula di Petri e avvolgerla in un foglio di alluminio. Conservarlo in un luogo asciutto e buio fino a ulteriori analisi.

6. Quantificazione di particelle MP mediante microscopia a fluorescenza

  1. Se la posizione esatta delle particelle fluorescenti sulla membrana è necessaria per la successiva identificazione del polimero (ad esempio, utilizzando FTIR), fare riferimento ai passaggi seguenti:
    1. Utilizzare una penna gel nera per segnare delicatamente la posizione iniziale e 10 segni sulla membrana del filtro, seguendo la forma della "Z" (Figura 2). Posizionare con cura la membrana sui vetrini sul tavolino del microscopio utilizzando una pinzetta, garantendo una superficie piana del campione.
    2. Attivare lo strumento a fluorescenza nel seguente ordine: l'host, le sorgenti fluorescenti, il monitor e il microscopio a fluorescenza. Accendere lo strumento e impostare la manopola della luce della sorgente sulla luminosità massima. Utilizza i pulsanti di commutazione del campo luminoso (BF) e della luce fluorescente (FL) per scattare rispettivamente immagini BF e FL.
    3. Utilizzando il software per l'osservazione e la registrazione del campione (ad es. DP2-BSW), scattare foto in campo chiaro sotto la posizione BF. Ruotare la manopola in posizione FL e scattare foto con il filtro a fluorescenza al buio. Assicurarsi che la sequenza di osservazione del campo visivo sia compresa tra 1 e 10. Assicurati che le foto FL e BL siano scattate nella stessa posizione.
      NOTA: L'analisi al microscopio fluorescente deve essere eseguita entro 24-48 ore dalla filtrazione per garantire una fluorescenza ottimale delle particelle. Assicurarsi che le immagini BF e FL siano scattate nella stessa posizione (Figura 3). Assicurarsi che tutte le membrane vengano analizzate utilizzando lo stesso ingrandimento e le stesse impostazioni dello strumento.
  2. Per l'identificazione del polimero utilizzando LDIR, eseguire i passaggi del microscopio come indicato di seguito:
    1. Configura il sistema di microscopia come segue: la fotocamera, i filtri, gli ingrandimenti e il tavolino del microscopio e il computer. Selezionare la modalità di filtro appropriata più adatta per le lunghezze d'onda di eccitazione ed emissione desiderate (ad esempio, 470 nm e 495 nm, rispettivamente) a seconda del campione e della fluorescenza di fondo.
    2. Pulire i supporti della membrana del filtro con fazzoletti privi di polvere, quindi fissare la membrana nel supporto e farla scorrere sul tavolino del microscopio. Scansiona visivamente l'intera membrana per garantire una distribuzione uniforme delle particelle.
    3. Assicurarsi che la fotocamera sia collegata e che l'ingrandimento del microscopio sia appropriato per tutti i tipi di campione e coerente tra tutti i campioni dello stesso set. Determinare la dimensione dell'area in mm catturata con la fotocamera prima di iniziare l'analisi utilizzando un metro a nastro.
      NOTA: Se le particelle sono distribuite uniformemente, analizzare almeno il 10% dell'area totale della membrana selezionando il numero richiesto di punti di campionamento sulla membrana. Scatta una foto di ogni punto di campionamento utilizzando la fotocamera.

7. Identificazione del polimero MPs mediante spettroscopia FTIR o LDIR

  1. Se la FTIR viene utilizzata per identificare le particelle polimeriche, fare riferimento ai passaggi seguenti.
    1. Accendere lo spettrometro FTIR e il software corrispondente per l'osservazione e la registrazione del campione. Pulire la sonda prima di misurare ogni campione.
    2. Identifica le particelle per il monitoraggio attraverso la registrazione dello schermo in tempo reale. Regola la posizione e la nitidezza manipolando il bilanciere. Porta la piattaforma operativa al centro e cattura l'attuale spettro di fondo dell'aria.
      NOTA: Particelle target che corrispondono sia alle immagini BF che FL.
    3. Misurare 3-5 punti fissi su ciascuna particella per ottenere spettri all'interno dell'intervallo del numero d'onda infrarosso di 400-4.000 cm-1. Nella pagina dei risultati, salvare i dati originali, ottenere lo spettro e confrontarlo con lo spettro plastico nella libreria standard per confermare l'indice di qualità dei risultati del campione (Figura 4).
      NOTA: In questo studio, a causa delle piccole dimensioni delle MP e delle sfide nel quantificarle nell'intero filtro, sono state selezionate 5-7 particelle rappresentative da ciascun campione per l'analisi FTIR. Per garantire una distribuzione uniforme, sono state selezionate le particelle che seguono un modello a "Z" attraverso il filtro. Tuttavia, va notato che potrebbe sorgere una certa incertezza, poiché le particelle sono state selezionate in modo casuale piuttosto che scansionando l'intero filtro.
    4. Una corrispondenza è accettata se l'indice di qualità degli hit (HQI) ≥ 0,7. La Figura 4 mostra un esempio di particelle identificate mediante spettroscopia FTIR in un campione di terreno addizionato con lo 0,04% di PE-MPs.
  2. Se LDIR viene utilizzato per l'identificazione delle particelle polimeriche, attenersi alla seguente procedura:
    1. Una volta completati i passaggi del microscopio a fluorescenza, risospendere le particelle per l'analisi sull'LDIR. Posizionare la membrana del filtro in una nuova fiala di vetro e aggiungere 20 ml di etanolo puro. Chiudere bene i flaconcini e avvolgere i coperchi con una pellicola di paraffina per evitare perdite.
    2. Sonicare i campioni in un bagno a ultrasuoni per un minimo di 1 ora fino a quando tutte le particelle sono state ririsospese. Rimuovere ed eliminare la membrana dal flaconcino di vetro.
      NOTA: Assicurarsi che il lato della membrana con le particelle sia rivolto verso l'interno, cioè lontano dalla parete della fiala. Il tempo di sonicazione dipende dal tipo di membrana utilizzata; La membrana può lisciviare il colore, ma ciò non interferisce con l'identificazione del polimero.
    3. Confermare il successo della risospensione delle particelle rianalizzando le membrane al microscopio a fluorescenza e assicurando che la rimozione delle particelle sia > 95%.
    4. Posizionare i flaconcini di vetro con la soluzione di etanolo su una piastra di agitazione magnetica e aggiungere un piccolo agitatore magnetico di vetro al flaconcino. Lasciare evaporare l'etanolo a meno di 5 mL impostando la temperatura della piastra a 100 °C e mescolando a bassa velocità per mantenere le particelle sospese.
      NOTA: Coprire leggermente le fiale con un foglio di alluminio per ridurre al minimo la contaminazione dei campioni nell'aria. Opzionalmente, asciugare la soluzione sotto un leggero getto di azoto per l'evaporazione dell'etanolo.
    5. Trasferire il campione in una piccola fiala di vetro da 8 ml, utilizzando nuovo etanolo per sciacquare la fiala di vetro da 20 ml per massimizzare il recupero delle particelle.
      NOTA: Se necessario, aggiungere nuovo etanolo alla piccola fiala di vetro per raggiungere esattamente 5 ml.
    6. Per preparare il campione per l'analisi sull'LDIR, agitare accuratamente il campione fino a quando tutte le particelle sono sospese in modo omogeneo nella soluzione, pipettare rapidamente 10 μL di campione sul vetrino e lasciare evaporare l'etanolo. Ripetere questo passaggio altre due volte per analizzare 3 repliche per campione su ciascun vetrino.
    7. Utilizza lo strumento di analisi delle particelle nel software associato per misurare gli spettri infrarossi di ciascuna particella all'interno dell'intervallo di dimensioni impostato e confrontarli con la libreria interna per l'identificazione del polimero.
      NOTA: Un punto su ciascuna particella viene misurato automaticamente nell'intervallo del numero d'onda infrarosso di 800-1800 cm-1 e le particelle vengono automaticamente confrontate con spettri di libreria noti di polimeri e altri materiali organici e inorganici.
    8. Se l'indice di qualità degli hit (HQI) ≥ 0,8, la corrispondenza viene accettata. La Figura 5 mostra un esempio di particelle identificate dalla spettroscopia LDIR in un campione di terreno addizionato con lo 0,04% di PE-MP.
      NOTA: Il volume del campione può essere aumentato per campioni con un basso numero di particelle.

8. Quantificazione particellare di immagini di membrane fluorescenti utilizzando ImageJ

  1. Aprire ImageJ32 (versione 1.54f) e caricare le immagini nel software. Regolare la scala dell'immagine alle misure corrette corrispondenti alle dimensioni reali dell'immagine. Utilizzare le funzioni Analizza > Imposta scala per inserire i valori di pixel e dimensioni (mm) dell'immagine, quindi selezionare Globale per applicare queste impostazioni a tutte le immagini durante la sessione.
  2. Trasforma l'immagine in un'immagine binaria e convertila in 8 bit, utilizzando le funzioni Elabora > binario e Tipo di > immagine > 8 bit, rispettivamente. Per selezionare i parametri per l'analisi delle particelle, utilizzare le funzioni Analizza > Imposta misurazioni e selezionare i parametri desiderati, ad esempio Area, Descrittori di forma e Diametro di Feret. Selezionare Aggiungi alla sovrapposizione e determinare il numero di cifre decimali per l'output dei dati.
  3. Per analizzare le particelle, selezionare Analizza > Analizza particelle e determinare l'intervallo di dimensioni delle particelle di interesse. Impostate Circolarità su 0-1, deselezionate Unità pixel, abilitate la visualizzazione di Sovrapposizione e selezionate le seguenti caselle: Visualizza risultati, Escludi bordi, Cancella risultati, Includi fori, Riepiloga e Sovrapponi. Esporta i risultati come file .csv dalla finestra dei risultati.
    NOTA: L'analisi delle immagini fluorescenti fornirà solo informazioni sul numero di particelle, non sul numero di polimero; pertanto, è necessaria un'ulteriore procedura di identificazione, ad esempio utilizzando tecniche di spettroscopia IR.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Risultati

Per convalidare i tassi di recupero di questa metodologia, sono stati analizzati campioni di tre diverse matrici solide (biossido di silicio (SD), argilla bentonitica (BT) e suolo) in set di tre repliche. I campioni sono stati analizzati con e senza l'aggiunta di microplastica di polietilene (PE) bianco allo 0,04% p/p (intervallo di granulometria 40-48 μm). I campioni di terreno sono stati raccolti dal distretto di Haidian, Pechino, Cina (China Agricultural University West Camp...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussione

La strategia di campionamento del suolo sul campo, compresi gli approcci come il campionamento casuale semplice o il campionamento sistematico su griglia, nonché l'area e la profondità di campionamento, deve essere adattata alle specifiche domande di ricerca e chiaramente definita prima della raccolta del campione. Alcuni studi si sono concentrati sullo strato superficiale del terreno di 0-10 cm 34,37, mentre altri hanno raccol...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Questo progetto è stato sostenuto dal Science and Technology Major Project di Ordos, Cina [ZD20232320]; il Global Challenges Research Fund (GCRF) dell'UKRI e il progetto del Natural Environment Research Council "Do agricultural microplastics undermine food security and sustainable development in less economic developed countries?" nell'ambito della sovvenzione [NE/V005871/1]; e la National Natural Science Foundation of China sotto Grant [42277097]; il progetto di gruppo di alto livello della China Agricultural University, la stazione del professore della China Agricultural University presso il Centro di Xinzhou per il controllo delle malattie e la prevenzione e il programma di ricerca di base a Xinzhou, provincia dello Shanxi [20230515] e la cooperazione internazionale e lo scambio della National Natural Science Foundation of China under Grant [NSFC-UNEP: 32261143459].

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
2-decimal balancen/an/aStandard 2-decimal balance
40 °C ovenn/an/aStandard large fan-oven with temperature set to 40 °C
8700 LDIRAgilent Technologiesn/aLDIR used to identify particles
Aluminum containern/an/aStandard aluminum food take-away container
Aluminum foiln/an/aStandard heavy-duty aluminum foil
Axioplan 2Zeissn/aFluorescence microscopy is used to observe microplastic particles in the fluorescent state
Bentonite claySigma Aldrich285234Bentonite clay used for recovery tests
BX53Olympusn/aFluorescence microscopy is used to observe microplastic particles in the fluorescent state
Glass beaker (600 ml)n/an/aStandard glass beaker
Glass bottle (1 l)n/an/aStandard glass bottle
Glass magnetic stirrer barn/an/aStandard glass coated magnetic stirrer bar
Glass measuring cylinder (500 ml)n/an/aStandard glass measuring cylinder
Glass pipette (10 ml)
Glass vacuum filtration devicePyrex (purchased via Sigma Aldrich)SLW5809/KITGlass filtration device with 500 ml funnel, porous plate, and 1 l collection beaker
LUMOS Alpha IIBrukern/aFTIR used to analyze suspect microplastics.
Magnetic stirring platen/an/aStandard magnetic stirring plate
MCE filter membraneJinteng companyJTMF0441/0442White MCE membranes, 0.2 µm pore size, 50 mm diameter, with FTIR method
Nile RedFisher Scientific10464311Nile Red powder used to make stock solution of nile red dye using appropriate solvent (e.g. acetone)
PCTE filter membraneSterlitech Corporation1270060Black PCTE membranes, PVP-free, 0.2 µm pore size, 47 mm diameter, with LDIR method
Silicon dioxideSigma Aldrich18649Silicon dioxide used for recovery tests
Sodium chlorideSigma AldrichS9888Sodium chloride used for density separation
Sodium hydroxideFisher Scientific10675692Sodium hydroxide used for organic matter digestion
Soil augern/an/aLength 30 cm; diameter 2 cm; material stainless steel
Ultra-high molecular weight polyethylene microplastic powderSigma Aldrich434272Polyethylene microplastic used to spike silicon dioxide, bentonite clay, and soil samples for recovery tests
Vacuum pumpVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTVacuum pump for vacuum filtration

Riferimenti

  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ristampe e Autorizzazioni

Richiedi autorizzazione per utilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi Autorizzazione

Esplora altri articoli

Scienze AmbientaliNumero 217

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Riservatezza

Condizioni di utilizzo

Politiche

Contattaci

SUGGERISCI JOVE ALLA BIBLIOTECA

Newsletter di JoVE

Ricerca

Didattica

Autori

Personale delle biblioteche

CHI SIAMO

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati