1. Odeur dilutions <ol><li> La plupart des substances odorantes sont solubles dans l&#39;huile de paraffine. Cependant, le DMSO ou l&#39;éthanol peut aussi être utilisé comme solvant de remplacement pour les odeurs particulières. Préparer des dilutions appropriées (par exemple, volume 01h10: volume, v: v) de substances odorantes pures dans des flacons en verre. La plupart des dilutions d&#39;odeurs sont stables à température ambiante, mais pour des composés très volatils, il est préférable de faire des dilutions de travail sur une base hebdomadaire. Chaque sensillum répond aux odeurs différentes au sein d&#39;une gamme de concentration différents. Pour la drosophile, une utile look-up table pour des concentrations appropriées pour une utilisation avec un sensillum donné peut être trouvé dans 6, 7. Pour l&#39;expérience de la vidéo, nous utilisons l&#39;huile de paraffine comme un contrôle de solvants et d&#39;acétate de méthyle (10 -6 v: v dans l&#39;huile de paraffine) et 1-octène-3-ol (10 -7 v: v dans de l&#39;huile de paraffine) pour la drosophile et l&#39;anophèle enregistrements, respectivement. </li><li> Avec des ciseaux, couper le papier chromatographie en 3 mm x 5 cm afin que les bandes elles s&#39;adapter à l&#39;intérieur des pipettes Pasteur. </li><li> Pipeter 30 uL de l&#39;odeur désirée sur une bande de papier filtre et l&#39;insérer dans la pipette en verre. Couper ~ 3 cm de tube conduite d&#39;air et de l&#39;insérer dans l&#39;extrémité ouverte de la pipette, il clôture avec un connecteur. Le connecteur est utilisé pour sceller la pipette qui sera ensuite fixé à la tubulure d&#39;air en ligne d&#39;une pompe à air quand il est temps de livrer les odeurs lors de l&#39;expérience. </li></ol> 2. Système de livraison d&#39;odeur <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un petit foret, couper un 10 ml en plastique pipette sérologique (par exemple à la marque de 4 ml) et de créer deux trous (par exemple à l&#39;mL -1,5 et -0,5 marques ml) qui sera utilisé pour contenir des pipettes contenant les odeurs. Insérez une pointe de pipette 200 uL dans le coupleur de barbelés et d&#39;introduire le coupleur dans l&#39;extrémité émoussée de la pipette 10 ml. La pipette sera utilisé dans le cadre du système de livraison pour odorants. </li><li> Fixer la pipette sur un support magnétique avec une pince pipette et le positionner à proximité du microscope. </li></ol> 3. Électrodes à aiguiser <ol><li> Pour affûter les électrodes, préparer une solution 0,5 M d&#39;hydroxyde de potassium (KOH) et on filtre pour éliminer les particules fines (par exemple en utilisant un filtre 45 pm). Prendre une seringue de 20 ml et faire un petit trou (diamètre ~ 2 mm) en utilisant une aiguille sur le mur près de la pointe (~ 1 cm de la pointe), dans lequel le fil électrique est inséré (figure 1A). </li><li> Remplir la seringue avec 0,5 M de KOH, et il pince sur un stand sous le microscope de telle sorte que l&#39;extrémité est placée dans le champ de vision (figure 1B, C). Insérez le fil électrique dans le petit trou sur le mur seringue (figure 1B), en s&#39;assurant que le fil n&#39;est pas directement en face de l&#39;entrée de la seringue. Connectez ce fil à la cathode d&#39;une alimentation DC (par exemple, Wild Heerbrugg MTR32, voir méthodes) ou d&#39;un pôle d&#39;une alimentation en courant alternatif (par exemple, Wild Heerbrugg-LEP 990 018). Fixez l&#39;arbre porte-électrode sur le micromanipulateur manuel sur le côté droit du microscope, et attacher un câble électrique à la base de l&#39;arbre porte-électrode avec une pince crocodile. Branchez le câble à l&#39;anode de l&#39;alimentation DC ou l&#39;autre pôle de l&#39;alimentation CA (figure 1A). </li><li> Insérez le fil de tungstène (longueur ~ 5 cm) dans le porte-électrode, et l&#39;attacher à l&#39;arbre porte-électrode sur le manipulateur. Régler l&#39;alimentation de 6 V, et d&#39;insérer la pointe du fil dans la seringue à plusieurs reprises pour qu&#39;il parfaire, en prenant soin de suivre la pointe sous le microscope pendant le processus (figure 1C). Pour obtenir une électrode idéale pour l&#39;enregistrement, placer 90% de sa longueur dans la solution pendant 1 min, et tirez-le lentement. Ensuite, insérez seulement ~ 50% de l&#39;électrode d&#39;autres fins pendant 30 s, et de le répéter pour obtenir le bout du fil aiguisé (~ 10 fois). La pointe de l&#39;électrode doit être assez fine pour entrer dans le sensillum, mais pas si belle que de se plier quand il le touche pendant les enregistrements (les étapes 6 et 7). Bien regarder la pointe de l&#39;électrode sous la loupe binoculaire pendant qu&#39;elle est aiguisée est une bonne indication de son épaisseur, seulement le regarder sous le microscope à fort grossissement d&#39;enregistrement vous donnera une idée claire si une électrode donnée est adapté pour l&#39;enregistrement. </li></ol> 4. Insecte de préparation: Drosophila antenne <ol><li> Construire un aspirateur voler. Coupez un morceau de tube en ligne d&#39;air suffisamment longtemps pour pendre confortablement autour de votre cou (environ 90 - 120 cm). Couper l&#39;extrémité d&#39;une pointe de pipette 200 ul et l&#39;insérer dans l&#39;une des extrémités du tube. Sur la fin, une autre position ~ 1,5 cm x 1,5 cm morceau de grillage afin qu&#39;il crée une barrière physique, mais n&#39;empêche pas l&#39;air de s&#39;écouler hors du tube. Couper l&#39;extrémité d&#39;une pointe de 1 pipette mL et la position de l&#39;extrémité la plus large sur le dessus de l&#39;ouverture du tube, en bloquant le maillage entre les deux. Cette partie sera utilisé pour ramasser et de manipuler des mouches du vinaigre pour adultes (figure 2). </li><li> Prenez une lame de microscope et placer un morceau de cire dentaire à peu près au milieu du côté long. En plus de cela Positiona couvercle en verre légèrement incliné vers le haut (~ 30), en s&#39;assurant que la cire n&#39;est pas directement sous la partie supérieure, ce qui empêcherait la visualisation de la mouche du vinaigre sous le microscope. Tirez une électrode de verre avec l&#39;extracteur vertical. Sa pointe doit être mince et assez souple pour s&#39;adapter entre les deuxième et troisième segments antennaires, et maintenir la stabilité de l&#39;antenne pour les enregistrements. Position de l&#39;électrode de verre sur un autre morceau de cire et placez-le sur le côté du couvercle en verre, assez loin pour que lorsque la pointe est abaissé ce qu&#39;il atteigne l&#39;angle de la lamelle (figure 3A). </li><li> Travaillant à partir d&#39;une bouteille ou un flacon de mouches adultes du génotype désiré, ramasser une mouche du vinaigre pour adultes en utilisant l&#39;aspirateur voler. Bien que les femelles sont généralement utilisées en raison de leur plus grande taille, les mâles peuvent également être utilisés. Placez une extrémité 200 uL pipette sur le dessus de la pointe 1 ml pour éviter la volée de s&#39;échapper. Soufflez dans le tube, de sorte que la mouche est poussé vers l&#39;extrémité de la pointe de pipette 200 ul. Coupez le bout le plus large de l&#39;extrémité de la pipette avec la lame de rasoir à quelques millimètres de la mouche elle-même, puis insérez un peu de cire pour empêcher l&#39;avion de reculer. Sous un microscope, couper à nouveau près de la tête de la mouche du vinaigre, en accordant une attention à ne pas endommager l&#39;animal. Avec une petite pointe de la pipette, pousser la cire à la tête de volée vigueur de telle sorte que la moitié environ des yeux extrusion de la pointe (figure 3B). Assurez-vous que ses jambes ne sortent pas aussi bien, ou ils pourraient se déplacer et d&#39;interférer avec les enregistrements. </li><li> Montez la volée sur un morceau de cire, sa tête tournée vers le haut, et le placer sur la diapositive à l&#39;avant du verre de couverture. Poussez la tête légèrement contre le coin de la vitre, de sorte que les antennes d&#39;étendre et de repos sur le verre. Abaissez le bout du capillaire de verre dans le segment entre les deuxième et troisième antennaires (figure 3B). </li><li> Différentes parties de l&#39;antenne donnera accès à des types de sensilles différentes. Selon les besoins particuliers d&#39;expérimentation, l&#39;antenne devra être orienté différemment pour permettre l&#39;accès à des types de sensilles différentes. Pour enregistrer à partir sensilles basiconic grandes comme dans notre exemple, l&#39;Arista est poussé vers le bas sur le verre (figure 3B). </li></ol> 5. Insecte de préparation: Anopheles palpes maxillaires <ol><li> Utiliser un aspirateur électrique (figure 2E), recueillir 40 à 60 moustiques 3-5 jours anciens (mâles et femelles mélangés) dans la cage en plastique de petite taille (figure 2F). Les moustiques doivent avoir été élevés dans des conditions normales, c&#39;est à dire dans un insecte incubateur ou insectarium à 25-28 ° C avec une humidité de 70-80%. Placez la petite cage en plastique avec les animaux sur la glace pendant environ 15 min jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient anesthésiés par le froid. Une fois que les animaux ont cessé de bouger, de transfert de seulement 4-6 animaux à la scène sous le microscope à tout moment, en gardant le reste des animaux sur la glace pendant les procédures. Bien que les femelles sont généralement utilisés en raison de leur sensibilité au CO 2, les hommes peuvent aussi être employées. Sélectionnez les moustiques femelles ou des mâles, à en juger par la structure de leurs antennes (plume-comme chez les femelles, de filaments ressemblant à des hommes), et de supprimer leurs ailes et les jambes avec une pince fine pour les immobiliser. Gardez-les dans une petite tasse en plastique avec un papier humide en bas, pour les empêcher de dessécher. </li><li> Mettez deux morceaux de scotch double-face (~ 1 cm de longueur) en parallèle les uns aux autres (~ 1 cm de distance), au centre et sur le côté de la lame de verre (figure 3C). En utilisant des pinces fines, placez une moustiquaire sur la bande centrale sous la loupe binoculaire, et il se tourner de côté et le bâton de son corps et un œil sur la bande. Ajustez la position des palpes maxillaires afin que les deux palpes s&#39;étendent parallèlement sur la bande (figure 3D). Fixer les palpes maxillaires en plaçant cordes fines (par exemple, les cheveux humains) à la fois à la base et à la pointe des palpes (figure 3D). La bande latérale est utilisée comme référentiel pour cordes fines, tandis que la bande centrale doit être remplacée après chaque enregistrement (figure 3C). </li></ol> 6. Enregistrement Drosophila melanogaster <ol><li> Placer la lame sous le microscope (figure 4A) à faible grossissement et la position de l&#39;antenne à peu près au milieu du champ de vision (FOV) (figure 4B). Abaissez délicatement les électrodes de telle sorte que l&#39;électrode de référence est situé près de l&#39;œil de la mouche et l&#39;électrode d&#39;enregistrement est près de l&#39;antenne (figure 4C). Augmenter le grossissement et re-positionner l&#39;antenne dans le milieu de la FOV (figure 4D). </li><li> Placez l&#39;appareil près de l&#39;odeur de livraison à la tête de la mouche, pointant à l&#39;antenne. </li><li> A faible grossissement (figure 4C), insérez l&#39;électrode de référence dans l&#39;œil de la mouche. Basse l&#39;électrode d&#39;enregistrement sur le dessus de l&#39;antenne sans toucher sa surface. </li><li> Le passage à fort grossissement, le contrôle de l&#39;électrode d&#39;enregistrement avec le micromanipulateur et l&#39;insérer dans un sensillum sélectionnés (figure 4D). Tout point de la longueur sensillum est bon pour l&#39;enregistrement. Une fois à l&#39;intérieur du sensillum, l&#39;électrode peut être poussé plus loin dans (parfois tout le long)d&#39;obtenir un meilleur rapport signal sur bruit. Une fois que l&#39;électrode est dans le sensillum, l&#39;activité spontanée des cellules peut être détectée. </li></ol> 7. Enregistrement Anopheles gambiae <ol><li> Placez la lame de verre sous le microscope à faible grossissement (10x) et la position des palpes maxillaires à peu près au milieu de la FOV et la tête en haut (figure 4E). Tourner la scène jusqu&#39;à ce que l&#39;un des palpes est à un angle droit avec l&#39;électrode d&#39;enregistrement. </li><li> Ajuster la hauteur des électrodes de telle sorte que l&#39;électrode de référence est positionné juste au-dessus de l&#39;œil du moustique et l&#39;électrode d&#39;enregistrement est proche des palpes maxillaires. </li><li> Placez le dispositif de délivrance d&#39;odeurs afin qu&#39;il soit aussi proche que possible de l&#39;palpes. </li><li> Insérer l&#39;électrode de référence dans l&#39;œil à faible grossissement (10x), et le passage à l&#39;plus fort grossissement (100x), insérez l&#39;électrode d&#39;enregistrement dans le sensillum PEG sur le palpe (Figure 4f). Une fois que l&#39;électrode est dans le sensillum, l&#39;activité spontanée des cellules peut être détectée. </li></ol> 8. Les résultats représentatifs Selon le sensillum et la qualité de l&#39;enregistrement, on peut distinguer un nombre différent de neurones olfactifs dans une seule trace. Dans la grande sensilles basiconic de Drosophila melanogaster, par exemple, entre 2 et 4 cellules qui diffèrent en pic d&#39;amplitude devrait apparaître lors de l&#39;enregistrement 9, 10. Dans notre expérience, la vidéo, la drosophile AB2 sensillum montre deux cellules, une. Une cellule (figure 5, les pointes bleu) et une cellule B (figure 5, les pointes vertes) Ni cellule est activée lors de l&#39;application d&#39;huile de paraffine (figure 5A), tandis que la cellule A répond à la dilution 10 -6 de l&#39;acétate de méthyle (figure 5B). Dans le palpe maxillaire d&#39;Anopheles gambiae, le PEG rainuré sensillum contient trois cellules, mais seulement deux sont facilement discriminées (figure 5C, les pointes bleu et vert, respectivement). Dans l&#39;expérience vidéo que nous montrent comment la cellule B répond à une dilution de 10 -7 1-octène-3-ol (figure 5D). <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Electrode aiguiseur (A) Vue générale de l&#39;appareil d&#39;électrode crayon. (B) La seringue contenant 0,5 M de KOH (à gauche) sert à affûter les électrodes (à droite). (C) Gros plan sur l&#39;extrémité de l&#39;électrode à côté de l&#39;ouverture de la seringue. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Comment préparer un aspirateur mouche et moustique aspirateur (A) de départ:... Tubes en plastique conduite d&#39;air, deux embouts de pipette couper, et maillage (B) L&#39;aspirateur volée une fois qu&#39;elle est terminée (C) Détail de la fin qui est utilisé pour attraper des mouches du vinaigre (D) Détail de l&#39;autre extrémité de l&#39;aspirateur voler. (E) L&#39;aspirateur électrique pour la collecte des moustiques se compose d&#39;un corps principal et une cage en plastique amovible (F). La cage amovible en plastique pour les moustiques. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Préparer une mouche du vinaigre (Drosophila melanogaster) et un moustique du paludisme (Anopheles gambiae) pour l&#39;enregistrement (A) Image d&#39;un vinaigre volée monté sur la glissière avant de positionnement sous le microscope. (B) Gros plan sur la tête mouche du vinaigre avec l&#39;antenne maintenu en place par le capillaire en verre. (C) Photo d&#39;un moustique montées sur la diapositive. (D) Gros plan sur la tête des moustiques avec des trompe et palpes coller sur la bande. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Enregistrement à partir d&#39;une mouche du vinaigre (Drosophila melanogaster) et un moustique du paludisme (Anopheles gambiae) (A) Vue de l&#39;installation de l&#39;électrophysiologie. (B) Gros plan sur la préparation volée montée sur le microscope. Notez la position respective de l&#39;électrode d&#39;enregistrement (à gauche), le système de livraison d&#39;odeur (milieu pipette), et l&#39;électrode d&#39;enregistrement (à droite). (C) image de la mouche sous l&#39;objectif 10x. (D) image de l&#39;antenne voler sous l&#39;objectif 100x;. sensilles grande basiconic (flèches), entrecoupées parmi les non-sensorielle poils (flèches) (E) vue 10x d&#39;un moustique montées pour l&#39;enregistrement (F) Vue à fort grossissement de la palpe les moustiques et un sensillum PEG (flèche). . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Figure 5" /> Figure 5. Exemples d&#39;enregistrements de Drosophila melanogaster etAnopheles gambiae (A) Le sensillum AB2 de Drosophila melanogaster abrite deux neurones sensoriels;.. La Une cellule (pointes bleu) et des cellules B (pics verts) (B) Les cellules A et B lors de l&#39;application de 10 -6 acétate de méthyle (C) L&#39; peg sensillum d&#39;Anopheles gambiae abrite deux neurones sensoriels, les cellules A (pointes de bleu) et des cellules B (pics vert) (D) Application de 10 -7 1-octène-3-ol à l&#39;sensillum PEG..

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Signaux olfactifs sont utilisés par les organismes d&#39;identifier les sources de nourriture, des partenaires potentiels, et les prédateurs. Neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont au centre du premier relais entre les stimuli externes et les centres supérieurs du cerveau où les informations sont traitées ultérieurement. Dans Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, ARS sont facilement accessibles et leur activité électrique peut être surveillée quand stimulée par bouffées d&#39;odeu...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

L&#39;odorat est essentiel pour les insectes de trouver des aliments, les seconds, les prédateurs, et les sites de ponte 3. Insecte neurones sensoriels olfactifs (ARS) sont enfermés dans des poils sensoriels appelés sensilles, qui couvrent la surface des organes olfactifs. La surface de chaque sensillum est couverte de minuscules pores, à travers lequel passent odorants et de se dissoudre dans un liquide appelé lymphe sensillum, qui baigne les dendrites sensoriels de l&#39;ARS logé dans un sensillum donné. Les dendrites OSN expresse odorant récepteur (ou) des protéines, qui en fonction des insectes comme les canaux ioniques odeur-dépendants 4, 5. L&#39;interaction de molécules odorantes, les RC augmente ou diminue la cadence de tir basale de l&#39;OSN. Cette activité neuronale dans la forme des potentiels d&#39;action incarne la première représentation de la qualité, l&#39;intensité et les caractéristiques temporelles de l&#39;odorant 6, 7. Étant donné l&#39;accès facile à ces poils sensoriels, il est possible d&#39;effectuer des enregistrements extracellulaires de ARS simple en introduisant une électrode d&#39;enregistrement dans la lymphe sensillum, tandis que l&#39;électrode de référence est placé dans la lymphe de l&#39;œil ou le corps de l&#39;insecte. Chez la drosophile, sensilles maison entre un et quatre ARS, mais chaque OSN affiche généralement une amplitude caractéristique de pointe. Techniques de tri de Spike permettent d&#39;assigner des réponses dopage à l&#39;ARS individuels. Cet enregistrement simple sensillum (SSR) surveille la technique la différence de potentiel entre la lymphe sensillum et l&#39;électrode de référence comme des pointes électriques qui sont générés par l&#39;activité des récepteurs sur les ARS 1, 2, 8. Les changements dans le nombre de pointes en réponse à l&#39;odorant représentent la base cellulaire de l&#39;odeur de codage dans les insectes. Ici, nous décrivons la méthode de préparation actuellement utilisée dans notre laboratoire pour effectuer SSR sur Drosophila melanogaster et Anopheles gambiae, et montrent des traces représentatives induite par les odorants de manière sensillum spécifiques.

Watch this Scientific Journal Video about Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae at JoVE.com

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) Et les palpes maxillaires de l&#39;anophèle (<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt;).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

single-sensillum-recordings-insects-drosophila-melanogaster-anopheles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K vues.  Rockefeller University. Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre ( Drosophila melanogaster) Et les palpes maxillaires de l'anophèle ( Anopheles gambiae).

Vidéo: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Une seule unité In vivo Enregistrements à partir du chiasma optique du Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Recherche

Neurosciences

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Enregistrements électrophysiologiques de la voie des fibres Géant de D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Visualisation des propriocepteurs dans<em&gt; Drosophila</emLes larves&gt; et pupes

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Étiquetage des cellules isolées dans le système nerveux central des<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Stimulation optogenetic de comportement de fuite en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Insectes teinture pour comportement essais: le comportement d&#39;accouplement des anesthésié<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Conditions affectant espace social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

A Behavioral Essai pour mécanosensibilité de marcm-fondé clones dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Un moyen simple pour mesurer Transformations en récompense le comportement de recherche Utilisation<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...