Ce travail a été soutenu par une subvention de 1F31DC012985 prédoctorale NRSA (à RD) et par des subventions du NIH à JC Nous tenons à remercier le Dr Weiss Linnea des commentaires utiles sur le manuscrit, le Dr Ryan Joseph pour aider les compiler les chiffres, et le Dr Frédéric Marion-Poll pour des conseils techniques utiles. Nous tenons également à remercier les précieux commentaires de quatre auteurs.

Le protocole suivant est conforme à toutes les directives de protection des animaux de l&#39;Université de Yale. Une. Réactifs et Préparation du matériel <ol><li> Installation de matériel d&#39;enregistrement (figure 1A). <ol><li fo:keep-together.within-page="always"> Choisissez une chambre pour la configuration de plate-forme qui est exempte de grosses variations de température ou d&#39;humidité et aussi isolé des sources de bruit électrique et mécanique, tels que les réfrigérateurs et les centrifugeuses. <img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> Figure 1. (A) Vue d&#39;ensemble de la configuration d&#39;enregistrement de forage. Stéréomicroscope (a) est monté sur la plate-forme anti-vibration (b). Electrode de référence titulaire (c) est monté sur la plate-forme en face de la headstage (d), par l&#39;intermédiaire de micromanipulateurs. Un tube en matière plastique de sortie (e) délivrer des trains d&#39;air humidifié dirigé vers la préparation de la mouche est également monté sur til plateforme. Le headstage est connecté à l&#39;amplificateur (f), qui est relié au système d&#39;acquisition numérique (DAS) (g), qui est relié à un ordinateur (h). (B) Configuration d&#39;électrodes et le tube de sortie:. Électrode de référence sur la gauche, l&#39;électrode d&#39;enregistrement sur ​​la droite, et le tube de sortie de flux d&#39;air dirigé à la préparation à la mouche <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a> </li><li> Mont stéréomicroscope au centre de la table anti-vibration ou plate-forme. </li><li> Fixez micromanipulateurs pour la préparation électrode de référence / contre les insectes et headstage / électrode d&#39;enregistrement à gauche et à droite du microscope, respectivement, en utilisant des stands magnétiques. </li><li> Mont tube en matière plastique de sortie dans une troisième micromanipulateur à l&#39;arrière du microscope, orienté de telle sorte que l&#39;ouverture du tube est dirigé vers l&#39;emplacement de préparation mouche (voir figure 1B). </li><li> Utilisant un tube en plastique souple, àTube en matière plastique de sortie du tachymètre à une fiole à vide partiellement remplie d&#39;eau. Raccorder une petite pompe à air pour aquarium à bulles à travers l&#39;eau dans le ballon, en engendrant un courant d&#39;air humidifié à travers le tube en matière plastique de sortie vers la volée. </li><li> Mont fibre optique source de lumière sur la table de vibration, orientant les sorties pour éclairer la préparation en réfléchissant la lumière par un morceau de papier blanc de carte directement en dessous de la préparation. Assurez-vous que la source de lumière ne repose pas sur la table. Remarque: l&#39;avantage de refléter la source de lumière sur un disque de papier est double: il améliore le contraste, ce qui sensilles plus facile à visualiser, et il empêche le chauffage de la préparation qui résulterait de la lumière directe. </li><li> Branchez amplificateur tastePROBE dans le système d&#39;acquisition numérique (DAS), et le DAS dans un ordinateur personnel, conformément au manuel de fournisseur. Branchez la pédale de déclenchement à organiser et sous l&#39;espace de travail. Remarque: les prises murales électriques isolés pour l&#39;amplificateur et DAS sont hautement souhaitablemesure. </li><li> Électriquement terre microscope, micro-manipulateurs, et source de lumière par la connexion des composants métalliques de table à l&#39;aide des pinces crocodiles et des longueurs de fil électrique isolé et ruban électrique. Électriquement terre plate-forme de métal en se connectant à la construction de sol ou DAS, qui est relié à la terre par prise d&#39;alimentation. </li><li> Installez le logiciel d&#39;acquisition approprié pour la DAS de choix sur l&#39;ordinateur personnel. Remarque: Assurez-vous que les pilotes d&#39;acquisition numériques sont compatibles avec le système d&#39;exploitation sur le PC. </li><li> Configuration d&#39;amplification de logiciel (10-100X), le filtrage du signal (typiquement un filtre de Bessel passe-bande réglable de 100 Hz à 3 000 Hz) et la fréquence d&#39;échantillonnage (d&#39;au moins 10 KHz). Remarque: les amplitudes de signaux de neurones gustatifs sont typiquement dans la gamme mV 0,5-2, si l&#39;échelle d&#39;affichage est réglé pour faciliter leur visualisation. Remarque: Le filtre de 100 Hz permet d&#39;exclure le bruit électrique parasite, mais il modifie la forme de pointes et peut faire de pointe pic tri more contester. En variante, un filtre de 1 Hz peut être utilisé. </li><li> Eventuellement, une cage de Faraday peut être mis en place tout autour de la table de vibration. Cependant, de petites feuilles de papier d&#39;aluminium sont généralement suffisantes pour réduire le bruit généré par le milieu extérieur ou de l&#39;investigateur. </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always"> Préparation de l&#39;électrode de verre <img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> Figure 2. Référence et d&#39;enregistrement des électrodes. Photographie sous un grossissement de capillaires en verre tiré dans l&#39;électrode de référence, avec (A) et sans (B) pointe cassé, et des électrodes d&#39;enregistrement (C). Barre blanche représente 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a> <ol><li> Tirez la référencel&#39;électrode à partir d&#39;un capillaire en verre à l&#39;aide d&#39;un instrument de traction pipette. Remarque: Les paramètres exacts du programme pipette de traction varient d&#39;un instrument à l&#39;. Essayez d&#39;atteindre un très long cône progressif. La taille des pores à la pointe n&#39;est pas cruciale, car la pointe sera brisé avant la préparation de la mouche (Figures 2A et 2B), mais assurez-vous que le diamètre de la longueur conique de l&#39;électrode n&#39;est ni trop mince, ce qui ne permettra pas suffisante immobilisation de la labellum, ni trop grand, ce qui pourrait endommager les neurones gustatifs ou une rupture des glandes salivaires. </li><li> Tirer électrode d&#39;enregistrement à partir d&#39;un capillaire en verre de borosilicate avec filament en utilisant une pipette instrument de traction. Essayer d&#39;atteindre une conicité qui est moins profonde que celle de l&#39;électrode de référence, et un diamètre de pores d&#39;environ 10 à 15 um (figure 2C) 28. </li></ol></li><li> Solutions exhausteur de goût préparation <ol><li> Utilisez solution Ringer Beadle-Ephrussition (B &amp; E) comme électrolyte de l&#39;électrode de référence. Pour faire un litre de B &amp; E, dissoudre 7,5 g de NaCl, 0,35 g de KCl, et 0,279 g de CaCl2 ∙ 2H 2 O dans un litre d&#39;eau ultra-pure. Rangez les petites aliquotes à -20 ° C. </li><li> Utiliser 30 mM de citrate de tricholine solution (TCC) comme électrolyte de l&#39;électrode d&#39;enregistrement et d&#39;un solvant pour les solutions 25 exhausteur de goût, si les réponses amères ou sucre GRN doivent être mesurés. En variante, mM de solution de chlorure de potassium de 1 à 3 peut être utilisé si les réponses de la cellule de l&#39;eau sont à mesurer. </li><li> Pour rendre les solutions exhausteur de goût, peser quantité appropriée d&#39;exhausteur de goût sous forme de poudre et ajouter à la CCI de faire une concentration de stock initial. Utilisez cette fonction pour faire des dilutions en série de ce stock initial pour obtenir la concentration souhaitée pour le test. Remarque: Si tastants ne se dissolvent pas facilement dans l&#39;eau, un autre solvant tel que l&#39;éthanol, peut être utilisé pour faire de concentration stock initial. Une solution de contrôle approprié de la CCT et de solvant sans exhausteur de goûtdoit être utilisé dans ce cas. </li><li> aliquotes de magasins à long terme à -20 ° C. Stocker une partie aliquote d&#39;une solution de travail d&#39;exhausteur de goût à 4 ° C pour une utilisation pour l&#39;enregistrement de plus d&#39;une semaine, en fonction de propriétés chimiques du exhausteur de goût. </li></ol></li></ol> 2. Préparation Drosophila <img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> Figure 3. Préparation de la mouche pour l&#39;enregistrement. (A) la position d&#39;insertion de l&#39;électrode de référence dans thorax dorsal de la mouche. La flèche blanche indique l&#39;électrode de référence. (B) La position intermédiaire de l&#39;électrode de référence: avancé à travers le cou et la tête, trompe pas encore sortis. (C, D) Volez avec électrode de référence en position finale avec la pointe d&#39;électrode à l&#39;intérieur labelle, et trompeentièrement déployée. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a> <ol><li> Recueillir les mouches nouvellement éclos pour l&#39;enregistrement à partir de cultures de mouche bien entretenues, cultivées sous-et des conditions de température à humidité contrôlée, et les vieillir 5-10 jours dans des flacons de culture frais avant l&#39;enregistrement. </li><li> Réfrigérer plaque de microscope sur la glace pendant 15-30 min avant de préparer mouche. </li><li> Remblai électrode de référence en verre avec B &amp; E solution à l&#39;aide d&#39;une aiguille longue et fine en plastique de 0,5 mm de diamètre, comme une aiguille spinale et seringue de 1 ml et tapotez doucement les bulles. Cassez petite quantité de pointe hors aide d&#39;une pince et d&#39;utiliser l&#39;action capillaire à tirer toutes les bulles restantes avec un tissu, en observant sous un microscope à dissection. </li><li> Glisser B &amp; E-rempli électrode de référence sur le fil de support d&#39;électrode de référence, en prenant soin de ne pas introduire de bulles d&#39;air. </li><li> Aspirer voler dans une pointe de pipette P200, en utilisant la mouche aspirateur intégréà partir de tubes, maille, et la pointe de la pipette, 29 place dans un seau à glace et réfrigérer pendant 30-60 sec. </li><li> Retirer la plaque de microscope de la glace, essuyez l&#39;humidité, et la position sous microscope. Tapoter doucement décoller de pointe de la pipette sur la plaque de microscope. Remarque: la mouche doit être immobilisé suffisamment pour manipuler facilement. </li><li> À faible grossissement, retirez délicatement les pattes de devant avec une paire de pinces, tout en maintenant la stabilité du thorax avec l&#39;autre paire de pinces. Placez la mouche sur sa face ventrale, la face dorsale vers le haut. Remarque: Toujours faire attention à ne pas toucher le labelle avec la pince à tout moment pendant le processus de préparation afin de minimiser les dommages mécaniques. </li><li> Tout en maintenant la volée en place avec une paire de pinces, insérer l&#39;électrode de référence sur la ligne médiane de la partie postérieure dorsale du thorax. Un angle suggéré d&#39;entrée est d&#39;environ quarante cinq degrés, dans la direction de la tête (figure 3A). </li><li> Fixez le electrod de référenceporte-e avec la pâte à modeler de telle sorte que la mouche est visible sous le microscope à fort grossissement. Manoeuvrer et de l&#39;angle de l&#39;électrode de verre à travers le col et la tête, en faisant coulisser la volée vers le porte-électrode de référence au moyen de deux paires de pinces. Remarque: Travaillez rapidement mais en douceur, il est plus facile de réaliser cette étape alors que la mouche est toujours immobilisé contre le froid (figure 3B). </li><li> Étendre délicatement la trompe avec une paire de pinces, tout en faisant glisser la volée plus bas de l&#39;électrode de référence de verre, jusqu&#39;à ce que la pointe de l&#39;électrode est à l&#39;intérieur du labelle et la trompe est entièrement déployée (figures 3C et 3D). Note: Prenez soin de ne pas percer une partie du tissu trompe ou distendre le bord du labelle avec l&#39;électrode de référence, car cela pourrait endommager la volée et / ou un goût neurones et affecter la qualité d&#39;enregistrement. </li></ol> 3. Enregistrement à partir Labellar Sensilles <p class="jove_content" fo:keep-together.within page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> Figure 4. Enregistrement à partir volée. (A) labelle de préparation à la mouche sur la gauche avec l&#39;électrode d&#39;enregistrement aligné pour le contact sur ​​la droite, à fort grossissement. (B) électrode d&#39;enregistrement et sensille unique sur labelle en contact, à fort grossissement. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir l&#39;image.</a> <ol><li> Toujours à la terre en touchant une surface métallique de la table anti-vibration ou plate-forme avant de toucher l&#39;équipement pendant le processus d&#39;enregistrement! Remarque: Il est extrêmement important de ne pas livrer une charge statique à l&#39;headstage car cela peut endommager les circuits. </li><li> Sécurisé électrode de référence détenteur de micromanipulateur monté sur la table de l&#39;air de recording plate-forme. Position un lobe de labelle dans le champ de vision du microscope, à fort grossissement (typiquement au moins 140X), et en ligne avec le courant d&#39;air humidifié. </li><li> Mettez flux d&#39;air humidifié, ordinateur, DAS, et l&#39;amplificateur. Logiciel d&#39;acquisition ouvert. </li><li> Rincer et remplir le verre électrode d&#39;enregistrement avec exhausteur de goût désiré. <ol><li> Rincer verre électrode d&#39;enregistrement avec de l&#39;eau ultrapure à l&#39;aide d&#39;une seringue et un tube en plastique 28 pour tirer de petites quantités d&#39;eau à travers le tube au moins dix fois. </li><li> Rincer électrode d&#39;enregistrement avec exhausteur de goût, au moins cinq fois. Remplir l&#39;électrode d&#39;enregistrement d&#39;environ un tiers à la moitié pleine avec exhausteur de goût et retirer du tube. S&#39;il ya des bulles d&#39;air, appuyez sur pour libérer ou simplement remplir l&#39;électrode. </li><li> Faites glisser électrode sur fil d&#39;argent de la headstage rapidement et en douceur afin de ne pas introduire de bulles d&#39;air. </li></ol></li><li> Stimuler unique sensille avec électrode d&#39;enregistrement exhausteur de goût remplie. <ol><li> Utilisez le micromanipulateur pour amener l&#39;électrode d&#39;enregistrement aligné avec sensille d&#39;intérêt. </li><li> Appuyer sur une pédale pour déclencher le mode de l&#39;amplificateur d&#39;acquisition. </li><li> Avancer l&#39;électrode d&#39;enregistrement avec le bouton de réglage fin de micromanipulateur soigneusement jusqu&#39;à ce qu&#39;il entre en contact avec la pointe de sensille et l&#39;enregistrement commence. </li><li> Retirer l&#39;électrode après 1-2 sec. </li><li> Répétez l&#39;étape 3.5 avec d&#39;autres sensilles, si désiré. Remarque: Attendez au moins 1 minute entre les présentations à la même sensille. Si l&#39;enregistrement avec un exhausteur de goût unique pendant une période de temps prolongée, la solution d&#39;exhausteur de goût peut sécher la solution et à la pointe peut devenir plus concentré. Cela peut être résolu en mettant en contact en douceur de la pointe de l&#39;électrode de verre avec du papier lisse pour éliminer une petite quantité de liquide par capillarité. </li></ol></li><li> Pour enregistrer les réponses à un autre exhausteur de goût, rincer et l&#39;électrode d&#39;enregistrement de la charge avec une nouvelle exhausteur de goût et répétez l&#39;étape 3.4. Remarque: Bien rincer l&#39;électrode entre tastants est absolutely cruciale pour éviter la contamination croisée. </li><li> Enregistrer les fichiers de données périodiquement des informations d&#39;identification, telles que la date, le génotype, et sapides. Remarque: Il est important de garder une trace écrite de l&#39;exhausteur de goût et de l&#39;identité de chaque sensille présentation pendant la session d&#39;enregistrement pour l&#39;analyse des données. </li></ol>

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A, Neuroethology. 199, 403-416 (2013).</li><li>Marion-Poll, F., Der Pers, J. V. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Un-filtered+recordings+from+insect+taste+sensilla.">Un-filtered recordings from insect taste sensilla.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 80, 113-115 (1996).</li><li>Wieczorek, H., Wolff, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+labellar+sugar+receptor+of+Drosophila.">The labellar sugar receptor of Drosophila.</a> J. Comp. Physiol. A. Neuroethol Sens. Neural Behav. Physiol. 164, 825-834 (1989).</li><li>Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initiation+of+spike+potentials+in+contact+chemosensory+hairs+of+insects.+III.+D.C.+stimulation+and+generator+potential+of+labellar+chemoreceptor+of+calliphora.">Initiation of spike potentials in contact chemosensory hairs of insects. III. D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora.</a> Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).</li><li>Lacaille, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inhibitory+sex+pheromone+tastes+bitter+for+Drosophila+males.">An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males.</a> PLoS One. 2, e661 (2007).</li><li>Benton, R., Dahanukar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla.</a> Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

Sensilla Labellar varient dans la facilité d&#39;enregistrement en raison de différences de morphologie et de l&#39;organisation anatomique. Parfois, un sensille ne répond pas à toutes les substances sapides, même celui qui est connu pour déclencher une réponse positive. La fréquence à laquelle cela se produit varie en fonction du type sensille. L sensilles sont les plus constamment réceptifs et sont relativement faciles d&#39;accès en raison de leur longueur. En général, S sensilles sont toujours sensibles...

Le sens du goût permet un insecte de détecter une vaste gamme de produits chimiques solubles et joue un rôle important dans l&#39;acceptation d&#39;une substance nutritive, ou le rejet d&#39;un être nocif ou toxique. Le goût est aussi pensé pour jouer un rôle dans le choix du conjoint, grâce à la détection des phéromones 1-5. Ces fonctions importantes et diversifiées ont rendu le système de goût insecte une cible irrésistible de l&#39;enquête sur la façon dont les systèmes sensoriels traduisent les signaux environnementaux en sorties comportementales pertinentes. L&#39;unité principale du système de goût de Drosophila melanogaster est le poil de goût, ou sensille. Molécules entrent dans le sensille via un pore à son extrémité 2,6. Sensilles se trouvent sur ​​le labelle, les jambes, le bord de l&#39;aile, et le pharynx 6. Sur le labelle, le nombre et l&#39;emplacement des sensilles est stéréotypés. Il existe trois classes morphologiques de sensilles fonction de la longueur: long (L), intermédiaire (I), et court (S<html> ) Sensilles 7,8. Chaque sensille contient soit deux (de type I) ou quatre (L-et S-type) neurones récepteurs gustatifs (GRNS 9). Différents GRNS répondre aux différentes catégories de stimuli du goût: amer, le sucre, le sel et l&#39;osmolarité 7,10 et expriment différents sous-ensembles de récepteurs gustatifs 8,11-13. Seulement I et de type S sensilles contiennent GRNS amères sensible 8,10. Le projet GRNS au ganglion subesophageal (SOG) et leur activation par des molécules de goût est relayé vers le système nerveux central supérieur pour le décodage, ce qui entraîne une réponse comportementale 6. Le nombre relativement faible de neurones et la susceptibilité à l&#39;analyse moléculaire et comportementale rendre le système de goût Drosophila un excellent modèle pour l&#39;étude des systèmes gustatives en général. La relative facilité avec laquelle le système peut être manipulé par une mutation génétique ou le système d&#39;expression GAL4 UAS est aussi un outil précieux 14,15. ontenu &quot;&gt; Parce que ces sensilla dépassent de la surface de la labellum, ils sont d&#39;excellentes cibles pour l&#39;électrophysiologie. L&#39;allumage des GRNS peut être contrôlée en utilisant l&#39;enregistrement extracellulaire. Historiquement, le procédé d&#39;enregistrement de paroi latérale, qui utilise une électrode de verre inséré dans le sensille pour enregistrer l&#39;activité neuronale, 26 a été la méthode d&#39;enregistrement d&#39;extrémité, qui mesure la réponse des neurones avec une électrode utilisée. Cependant, cette méthode est techniquement difficile à réaliser, et il est difficile d&#39;enregistrer pendant longtemps à partir de chaque préparation. que délivre simultanément un exhausteur de goût, devenu depuis la méthode de choix 9,16. Il a été utilisé pour étudier le système de goût de Drosophila melanogaster 8,10,17,18 ainsi que d&#39;un certain nombre d&#39;autres espèces d&#39;insectes 19-23. Elle a été grandement facilité par le développement de l&#39;amplificateur tastePROBE, qui a surmonté l&#39;un des principaux inconvénients de la méthode d&#39;enregistrement de pointe en compensantla grande différence de potentiel entre l&#39;électrode de référence et la sensille d&#39;insecte, ce qui permet les potentiels d&#39;action de GRN à être enregistrées sans amplification excessive ou de filtrage 24. Un autre développement important a été l&#39;utilisation de tricholine citrate comme électrolyte enregistrement 25. STC supprime les réponses du GRN de l&#39;osmolarité sensible et ne stimule pas la GRN sensible au sel, faire les réponses générées par tastants amères et le sucre beaucoup plus facile à analyser 25. Nous décrivons ici l&#39;enregistrement de la drosophile labellar sensilles de pointe est actuellement effectué dans le laboratoire Carlson. Ce protocole explique comment établir une plate-forme appropriée de l&#39;électrophysiologie, la façon de préparer la volée, et la façon d&#39;effectuer des enregistrements de goût. Nous présentons également des données représentatives obtenues par l&#39;enregistrement de sous-ensembles de la drosophile sensilles, ainsi que certains problèmes courants et les solutions possibles qui peuvent survenir lors de l&#39;utilisation de cettetechnique.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

La réponse du périphérique goût des insectes peut être puissamment étudié avec des techniques électrophysiologiques. La méthode décrite ici permet au chercheur de mesurer les réponses gustatives directe et quantitative, reflétant l&#39;entrée sensorielle que le système nerveux des insectes reçoit de stimuli du goût de son environnement. Ce protocole décrit les principales étapes de l&#39;exécution de cette technique. Les étapes essentielles de l&#39;assemblage d&#39;un appareil de l&#39;électrophysiologie, tels que la sélection de l&#39;équipement nécessaire et un environnement approprié pour l&#39;enregistrement, sont délimitées. Nous décrivons également comment se préparer à l&#39;enregistrement en faisant électrodes de référence et d&#39;enregistrement appropriés et des solutions exhausteur de goût. Nous décrivons en détail la méthode utilisée pour la préparation de l&#39;insecte par insertion d&#39;une électrode de référence de verre dans la volée pour immobiliser la trompe. On montre les traces des impulsions électriques alimentées par les neurones gustatifs en réponse à un sucre et d&#39;un composé amer. Aspects du protocole sont techniquement difficile et nous incluons une description détaillée de certaines difficultés techniques communes que l&#39;on peut rencontrer, comme l&#39;absence de signal ou de bruit excessif dans le système, et les solutions possibles. La technique a ses limites, comme l&#39;impossibilité de livrer stimuli temporellement complexes, observer fond de tir juste avant stimulus livraison, ou utiliser des composés de goût insolubles dans l&#39;eau facilement. Malgré ces limites, cette technique (y compris les variations mineures mentionnées dans le protocole) est une procédure standard largement accepté pour l&#39;enregistrement des réponses neuronales Drosophila goûter composés.

La figure 5A montre la réponse d&#39;un L sensille à un sucre, le saccharose. Le même sensille ne répond pas à un composé amer, la berbérine. Figure 5B montre que l&#39;sensille de type I, qui contient un neurone sensible amer, affiche de plus grands pics d&#39;amplitude en réponse à la berbérine, et de plus petites pointes d&#39;amplitude en réponse au saccharose. L sensilles afficher une réponse de fond minimale pour le contrôle solvant, TCC, alors que je sensilles affich...

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Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Ce protocole décrit l&#39;enregistrement extracellulaire des réponses potentielles d&#39;action tirés par les neurones gustatifs labellar chez la drosophile.

Enregistrement électrophysiologique De<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Goût Sensilles

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K vues.  Yale University.  Ce protocole décrit l'enregistrement extracellulaire des réponses potentielles d'action tirés par les neurones gustatifs labellar chez la drosophile. 

Vidéo: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Electrophysiological Measurements from a Moth Olfactory System

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively. These approaches have been exploited for getting a better understanding of insect chemical communication. The identified stimuli can then be used as either attractants or repellents in management strategies for insect pests.

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single sensillum recordings (SSR), which are summed responses from all odorant receptor neurons (ORNs) located on the antenna and from those housed in individual sensilla, respectively.

Mesures électrophysiologiques à partir d&#39;un système de Moth olfactive

Insect olfactory systems provide unique opportunities for recording odorant-induced responses in the forms of electroantennograms (EAG) and single ...

Recherche

Neurosciences

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Enregistrement simultané des signaux calciques de neurones identifiés et le comportement alimentaire des Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Prosencéphale enregistrement électrophysiologique des larves dans le poisson-zèbre

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Simultanée pré-et post-synaptique enregistrement électrophysiologique de<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerf-muscle co-cultures

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with increasing connective tissue and decreased neuronal viability that occur with age. Here, we describe a methodology for the dissociation of healthy hypothalamic neurons from adult-aged mice. The ability to study neurons from adult-aged mice allows the use of disease models that manifest at a later age and might be more developmentally accurate for certain studies. Fluorescence imaging of dissociated neurons can be used to study the activity of a population of neurons, as opposed to using electrophysiology to study a single neuron. This is particularly useful when studying a heterogeneous neuronal population in which the desired neuronal type is rare such as for hypothalamic glucose sensing neurons. We utilized membrane potential dye imaging of adult ventromedial hypothalamic neurons to study their responses to changes in extracellular glucose. Glucose sensing neurons are believed to play a role in central regulation of energy balance. The ability to study glucose sensing in adult rodents is particularly useful since the predominance of diseases related to dysfunctional energy balance (e.g.&#160;obesity) increase with age.

The activity of single neurons from adult-aged mice can be studied by dissociating neurons from specific brain regions and using fluorescent membrane potential dye imaging. By testing responses to changes in glucose, this technique can be used to study the glucose sensitivity of adult ventromedial hypothalamic neurons.

Potentiel de membrane Dye Imaging de ventromédian hypothalamus neurones de souris adulte à étudier Glucose Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d&#39;Intact poisson zèbre adulte

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant characteristics.&#160;This precludes a rational selection of a particular implant as optimal for a particular application and the development of new materials based on the most critical performance parameters.&#160;This article develops a protocol for in vitro and in vivo testing of neural recording electrodes.&#160;Recommended parameters for electrochemical and electrophysiological testing are documented with the key steps and potential issues discussed.&#160;This method eliminates or reduces the impact of many systematic errors present in simpler in vivo testing paradigms, especially variations in electrode/neuron distance and between animal models.&#160;The result is a strong correlation between the critical in vitro and in vivo responses, such as impedance and signal-to-noise ratio.&#160;This protocol can easily be adapted to test other electrode materials and designs.&#160;The in vitro techniques can be expanded to any other nondestructive method to determine further important performance indicators.&#160;The principles used for the surgical approach in the auditory pathway can also be modified to other neural regions or tissue.

Different electrode coatings affect neural recording performance through changes to electrochemical, chemical and mechanical properties. Comparison of electrodes in vitro is relatively simple, however comparison of in vivo response is typically complicated by variations in electrode/neuron distance and between animals. This article provides a robust method to compare neural recording electrodes.

Une méthode pour électrochimique systématique et l&#39;évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d&#39;enregistrement

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Méthode électrophysiologique de réponses d&#39;enregistrement intracellulaire tension de<em&gt; Drosophila</em&gt; Photorécepteurs et Interneurones à Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Goût préférence Essai pour adultes<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...