Ce travail a été soutenu par une subvention du Wellcome Trust LP

1. Équipement et matériel <ol><li> Ces expériences utilisent une configuration standard électrophysiologie composé d&#39;un stimulateur, une unité d&#39;isolement de relance, deux amplificateurs microélectrode, un système d&#39;acquisition de données et un ordinateur avec un logiciel de collecte. L&#39;équipement supplémentaire comprend une cage de Faraday, un stéréomicroscope sur une perche, une table anti-vibrations, une source de lumière, et une plateforme d&#39;enregistrement. </li><li> Cinq micromanipulateurs sont utilisés. Deux micromanipulateurs exigent des contrôles très bien pour le positionnement des électrodes d&#39;enregistrement, tandis que les trois autres micromanipulateurs seulement exigent des contrôles brute à la position des deux électrodes de stimulation et l&#39;électrode de masse. Le micromanipulateur pour l&#39;électrode d&#39;enregistrement DLM est placé à la toute fin de la préparation (à gauche de l&#39;expérimentateur) et le micromanipulateur pour l&#39;électrode d&#39;enregistrement TTM est placée entre l&#39;expérimentateur et le côté de la préparation (légèrement à gauche de l&#39;expérimentateur). Les deux micromanipulateurs qui contiendra les électrodes de simulation sont placés à la tête de la préparation (à droite de l&#39;expérimentateur). Le micromanipulateur pour l&#39;électrode de masse est placé à l&#39;extrémité de la préparation </li><li> Tirez microélectrodes d&#39;enregistrement en verre avec des résistances de 40-60 MQ et stocker à plat dans un plat soutenu par la cire. Pour la stimulation, deux électrodes de tungstène par électrolyse (NaOH) aiguisés sont utilisés. Un fil de tungstène, ou une troisième électrode électrolyse fabriquée est utilisée comme un motif. Les électrodes de stimulation et la terre sont préparés et attachés à la micromanipulateurs avant le début de la session expérimentale et ne doit pas être remplacé pour la durée de la session. </li></ol> 2. Préparation de la D. melanogaster <ol><li> Une fois que votre équipement est mis en place, il est temps de préparer les mouches. Anesthésier les mouches par le refroidissement de la glace sur eux ou en utilisant du CO 2. Si le CO 2 est utilisé, puis laisser suffisamment de temps (environ 20mn) pour les effets des gaz à s&#39;user avant le début de l&#39;expérience. </li><li> Utilisez une pince pour transférer les mouches doucement par leurs jambes pour un plat contenant une plate-forme de cire molle incliné à un angle de 45 ° environ. Les quatre prochaines étapes sont effectuées sous un microscope à dissection loin (mais proche de) l&#39;équipement d&#39;enregistrement. </li><li> La prochaine étape est de sécuriser la volée dans la cire. Orienter le côté voler ventrale vers le bas, avec ses antérieure orientée vers le haut sur la pente. En utilisant une paire de pinces fines, étendre les jambes vers l&#39;extérieur, par paires, et les pousser dans la cire. </li><li> Familiarisez-vous avec l&#39;emplacement des muscles pour être enregistrées à partir de: le muscle dorsal longitudinal ou DLM, et le muscle tergotrochanteral ou TTM. Les sites de fixation de l&#39;subcuticulaires DLMS correspondre à la région située entre la ligne médiane thoracique et de la dorsale antérieure poils (ou soies). Les sites de fixation sont situés dorsalement TTM de l&#39;antérieur et postérieur supra-alaires poils. Faire en sorte que les ailes ne seront pas gêner l&#39;accès aux fibres DLM ou TTM, maintenez les ailes vers l&#39;extérieur et «coller» à la cire. </li><li> Utiliser une belle paire de pinces, tirez la trompe vers l&#39;extérieur avec soin, et fixez-le en l&#39;immergeant dans la cire. Ceci est une étape critique qui nécessite une certaine pratique depuis la trompe est souple et se détache facilement du reste de la tête. Si cela arrive, jetez la volée et recommencer. Faute d&#39;obtenir la tête de cette manière conduit à des problèmes lors de l&#39;insertion des électrodes de stimulation par les yeux. </li></ol> 3. Placement des électrodes <ol><li> Une fois que la mouche est ancré à la cire, le transfert du plat avec la mouche fixé sous le stéréomicroscope qui est situé à l&#39;intérieur de la cage de Faraday. Orienter la volée sur le côté avec la tête de la mouche à la droite de l&#39;expérimentateur. </li><li> L&#39;étape suivante consiste à insérer les électrodes. Électrodes de masse et la stimulation peut être inséré sans regarder dans le microscope. De bons enregistrements comptent sur empalement précis, c&#39;est donc une bonne idée de pratiquer la manipulation des micromanipulateurs. Apportez les électrodes à proximité des sites d&#39;insertion avec l&#39;aide de micromanipulateurs afin de faciliter leur placement judicieux et des enregistrements ultérieurs. </li><li> L&#39;électrode de masse inférieure à l&#39;extrémité postérieure de l&#39;abdomen en utilisant les roues de réglage sur le micromanipulateur. Pour placer les électrodes de tungstène affûté stimulant dans le cerveau, l&#39;utilisation du micromanipulateur pour positionner la pointe de l&#39;une des électrodes de sorte qu&#39;il touche juste l&#39;un des yeux de mouche. Faites de même avec l&#39;autre afin que les deux électrodes sont juste toucher l&#39;extérieur de chaque oeil. Ensuite, poussez les électrodes, à leur tour, à travers chaque œil de sorte que le bout des électrodes atteindre le cerveau située à l&#39;arrière de la capsule céphalique (environ 2-3mm). </li><li> Électrodes placées correctement pour activer le système de fibre géante. Pour vérifier que les électrodes de stimulation sont placés correctement, appliquer une courte (0,03 ms) Relance de 30-60 V sur les électrodes de stimulation, et regarder pour le mouvement des ailes et des tics du muscle vol / jambe » </li><li> L&#39;étape suivante consiste à remblayer les microélectrodes en verre avec 3M KCl en utilisant un Hamilton ou à la chaleur tirée seringue en plastique et les placer dans le micromanipulateurs beaux-contrôle. Microélectrodes insérées correctement peuvent être utilisés pour plusieurs séries d&#39;expériences. </li><li> L&#39;électrode premier enregistrement sera inséré dans une fibre DLM. Il ya deux DLMS bilatéralement symétriques, chacune est composée de six fibres musculaires individuelles. Les enregistrements peuvent être fait à partir de n&#39;importe laquelle des six fibres; cependant, les plus couramment utilisés sont les fibres de DLM 45a et 45b en raison de leur bonne accessibilité grâce à la face dorsale de la cuticule thoracique, et le fait que les deux fibres sont innervées par les motoneurones mêmes . </li><li> Utilisation du micromanipulateur sur le côté le plus éloigné de vous, insérez une électrode d&#39;enregistrement en fibre de DLM 45a ou b. La pente de la plate-forme permet à l&#39;électrode DLM pour entrer dans la cuticule dorsale à un angle de ~ 60 à 90 °, ce qui favorise la pénétration. Utilisez le logiciel en mode oscilloscope et de regarder l&#39;écran d&#39;ordinateur tout en insérant des électrodes d&#39;enregistrement dans le thorax. Lorsque l&#39;électrode est entré dans un muscle de la ligne de base passera à près de zéro ou une valeur négative. Test avec un stimulus unique de voir si vous pouvez observer la réponse musculaire. </li><li> Insérer l&#39;électrode d&#39;enregistrement autre dans le TTM proche de chez vous. Cette électrode est insérée latéralement, en face de vous, à cause de l&#39;emplacement du site d&#39;attachement du muscle. Encore une fois d&#39;observer le moniteur tout en faisant cela et de tester avec un stimulus unique fois la trace indique l&#39;électrode est dans le muscle. </li></ol> 4. Stimulation et d&#39;enregistrement <ol><li> Vous êtes maintenant prêt à commencer la stimulation du cerveau et de l&#39;enregistrement des réponses de la jambe et les muscles de vol. Appliquer une courte (0,03 ms) relance à travers les électrodes de stimulation à partir de 30 V et 60 V augmente jusqu&#39;à ce que vous observez une réaction (à savoir une contraction musculaire, et une dépolarisation des cellules musculaires comme observé sur l&#39;écran d&#39;ordinateur). Pour le reste de l&#39;expérience, régler la tension V 50-10 dessus du seuil de réponse. </li><li> Pour mesurer la latence de réponse, donnez au moins 5 des stimuli simples avec une durée de 5 secondes de repos entre chaque stimulus. </li><li> Déterminer la &quot;fréquence de suivre&quot; en fournissant des trains de stimuli à des rythmes différents. Typiquement 10 trains de 10 stimuli sont donnés à 100Hz (10ms entre chaque stimulus), 200Hz (5ms entre chaque stimulus) et 300Hz (3ms entre chaque stimulus). Autoriser une période de repos de 2 secondes entre chaque train de stimuli. </li></ol> 5. Résultats: latences de réponse et fréquence de la suite dans la voie des fibres géantes <ol><li> La latence de réponse est le temps entre la stimulation du cerveau et de la dépolarisation du muscle. Ce chiffre se compare les latences de réponse pour DLM et TTM à un stimulus unique. Latences entre 0,7 et 1,2 ms pour la voie de GF-TTM et entre 1,3 et 1,7 ms pour la voie de GF-DLM indiquent une préparation saine et technique d&#39;enregistrement approprié. Les latences peuvent varier avec le génotype, le patrimoine génétique, de la température et l&#39;âge. La figure 1 (A et B). Représentant des traces montrant les réponses enregistrées à partir du TTMS et DLMS suite à un stimulus unique appliquée au cerveau. </li><li> Comme le montre ici, les enregistrements de la TTM montrent plus de variabilité en termes d&#39;amplitude et la forme des potentiels postsynaptiques (PSP) comparativement à ceux des fibres DLM grande; cette variabilité accrue est due à la faible taille des fibres musculaires TTM. Cette variabilité, cependant, n&#39;affecte pas les valeurs de latence de réponse pour le géant de fibre-to-TTM voie. «Latence de réponse» La figure 1 (C et D). En outre des traces de 4 mouches individuels à la fois pour la TTM et DLM. Notez la variabilité présentent des traces en forme de TTM PSP mais la latence de réponse n&#39;est pas affectée. Pour DLM il ya moins de variabilité dans la forme PSP. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="Figure 1-D" /> </li><li> Comparez la «fréquence de suivre&quot; à 100 Hz, 200 Hz, 300 Hz et en calculant la proportion de réponses réussies (sur 10) pour les deux voies de DLM et TTM à chaque fréquence de stimulation. A 100 Hz, les deux TTM et DLM suivre les stimuli 01h01. Au fréquences de stimulation supérieures à 100 Hz, les réponses DLM commencer à montrer des défaillances en raison de la synapse chimique intermédiaire entre deux interneurones n&#39;a pas suffisamment de temps pour récupérer entre les stimuli. Les réponses TTM, cependant, restent 1:1 avec des stimuli au-delà même 300Hz. Figure 2. Représentant des traces montrant la &quot;fréquence de la suite&quot; des enregistrements. A 100Hz, deux TTMS et DLMS répondre à toutes les 10 stimuli (à gauche). A 200 Hz, les réponses commencent à échouer DLM (astérisque). <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="Figure 2"> </li></ol> 6. Les résultats représentatifs Sauvage de type court temps de latence des réponses (électrodes stimulés sont placés dans les yeux, sans passer par les récepteurs sensoriels et de déclencher le circuit GF directement) dépendent du génotype, le patrimoine génétique, la température et l&#39;âge, et se situent entre 0,7 et 1,2 ms pour la voie de GF-TTM et 1,3 ms pour and1.7 la voie GF-DLM (Tanouye et Wyman, 1980; Thomas et Wyman, 1984; Engel et Wu, 1992; Allen et Murphey, 2007; Phelan et al, 2008;. Augustin et al, non publié.) . Cette latence très court TTM est dû à la robustesse des synapses GF-TTMn électrochimique de la voie monosynaptique et la latence plus DLM se produit parce que la nature disynaptique de la voie ainsi que la présence d&#39;une synapse chimique (PSI-DLMn). Intermédiaire et à long temps de latence des réponses (&gt; 3 ms) résultent de l&#39;activation des afférences GF et sont réalisés soit en utilisant une stimulation de faible intensité ou de fournir un visuel («light-off») du signal. À la fois 100Hz TTM et DLM devrait suivre les stimuli 01h01. Au-dessus de 100Hz réponses DLM va commencer à montrer des défaillances que la synapse chimique entre l&#39;ISP et le DLMns n&#39;a pas suffisamment de temps pour récupérer entre les stimuli moins de 10ms d&#39;intervalle. Réponses TTM, toutefois, restera à 1:1 avec des stimuli au-delà même 300Hz (Tanouye et Wyman, 1980; Engel et Wu, 1992;. Allen et al, 2007;. Martinez et al, 2007). Des mutations dans le gène shakB, codant pour une drosophile écart de jonction canal (&quot;innexin&quot;), augmenter considérablement la latence de réponse de la voie de GF-TTM (~ 1,5 ms) tandis que la branche GF-DLM est insensible (Allen et Murphey, 2007; Phelan et al., 2008). La réponse mutant peut être restauré par la stimulation directe ganglions thoraciques, démontrant que l&#39;effet retard n&#39;est pas dû à la transmission neuromusculaire perturbé. La capacité à suivre une stimulation à haute fréquence est également altérée chez ces mutants par rapport au type sauvage mouches, où les voies de GF-DLM et GF-TTM sont généralement en mesure de suivre 10 stimuli avec un rapport de 1:1 jusqu&#39;à 100 Hz et 300 Hz, respectivement. Il est important de noter que ces fréquences sont nettement au-dessus des fréquences de stimulation normale perçue par les muscles contracter pendant le vol soutenue (3-10 Hz) (Hummon et Costello, 1989). Un autre paramètre utilisé pour décrire la stabilité des sorties GFS est la «période réfractaire», ou le temps minimal entre les impulsions de stimulation jumeaux qui produit encore deux réponses du muscle. Le temps varie entre 1-4 réfractaires ms pour TTMS et 7-15 ms pour DLMS. La période relativement longue pour les réfractaires DLMS est due à relativement labile synapses chimiques, à la jonction PSI-DLMn (Tanouye et Wyman, 1980; Gorczyca et Hall, 1984; Engel et Wu, 1992; Banerjee et al, 2004;. Allen et Godenschwege, 2010).

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	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

Une des choses les plus importantes on doit prêter attention lorsque vous essayez d&#39;obtenir des enregistrements de haute qualité est le bon sens et la santé de la préparation. Idéalement, la mouche doit être encore en vie à la fin de la session d&#39;enregistrement et de répondre à des stimuli électriques. Pour les électrodes d&#39;enregistrement le plus efficacement pénétrer l&#39;exosquelette thoracique, la mouche doit être collé à la surface de manière à former un angle droit avec les électrodes, si nécessaire, l&#39;insertion d&#39;électrodes peut être facilitée par la suppression d&#39;une partie du dorsale thoracique cuticules avec un scalpel, de tungstène exposant ainsi les muscles de vol DLM (cette étape offre un avantage supplémentaire de rendre plus difficile pour les conseils d&#39;électrodes de verre à briser). En outre, les soins doivent être prises pour éviter de pousser les électrodes à travers la DLMS subcuticularly situé et TTMS. La tête de la mouche doit être bien sécurisé pour permettre les électrodes de stimulation pour être correctement insérée dans le cerveau et à les empêcher d&#39;être tiré au cours de la session d&#39;enregistrement. Grâce à sa taille et bien décrit la morphologie, la SFP représente l&#39;une des voies les plus accessibles neuronale chez la drosophile. La perméabilité des synapses électriques aux petites moléculaires colorants traceurs de poids permet la visualisation des neurones couplés électriquement, et plusieurs lignes disponibles GAL4 permettent de manipuler les niveaux d&#39;expression de gènes dans un sous-ensemble de cellules ou groupes de cellules (Jacobs et al, 2000;. Allen et al., 2006) En plus des avantages mentionnés ci-dessus, les deux composantes afférentes et thoraciques des propriétés d&#39;affichage du circuit tels que l&#39;accoutumance, la récupération spontanée et déshabituation, faisant de la SFP drosophile un système modèle commode pour étudier la plasticité neuronale (Engel et Wu, , 1996).

<table border="1"><tbody><tr><td> NOM </td><td> ENTREPRISE </td><td> CAT. # </td><td> COMMENTAIRES </td></tr><tr><td> S48 Place Pulse stimulateur </td><td> Instruments Herbe </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> Unité de stimulation </td><td> Instruments Herbe </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 Unité RF transformateur d&#39;isolement </td><td> Instruments Herbe </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A Amplificateur à deux canaux microélectrodes intracellulaires </td><td> Obtenir Instruments </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata 1440A système d&#39;acquisition de données </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Analogique-numérique Digidata 1320 et 9,0 Axoscope logiciels </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Plateforme d&#39;enregistrement avec micromanipulateurs manuels </td><td> Narishige, Sutter Ins., Ins précision mondiale. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Source de lumière </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> Sauvage M5 stéréomicroscope </td><td> Wild Heerbrugg </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> Table d&#39;isolation vibratoire </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> Tube de borosilicate pour microélectrodes </td><td> Instrument Sutter </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P-95 Micropipette extracteur </td><td> Instrument Sutter </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil 34 de calibre, 67 mm (charge d&#39;électrode) </td><td> Instruments de précision du monde </td><td> MF34G-5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Outils de microdissection (forceps, ...) </td><td> Outils Fine Science </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> Dissection (stéréo) microscope </td><td> Leica </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> Cage de Faraday </td><td> Fabricant inconnu </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Autres: les seringues en plastique, fil de terre de tungstène et de NaOH-aiguisé électrodes de tungstène, KCl, la plate-forme de cire, un PC avec écran ...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

Lorsque les adultes effrayés D. melanogaster réagissent en sautant en l&#39;air et de s&#39;envoler. Dans de nombreuses espèces d&#39;invertébrés, dont D. melanogaster, la &quot;fuite&quot; (ou &quot;sursaut&quot;) de réponse lors de la phase adulte est médiée par le circuit multi-composants neuronaux appelé le Système de fibre géante (GFS). La taille comparée grande des neurones, leur morphologie distinctive et une connectivité simple faire la SFP un système modèle intéressant pour étudier les circuits neuronaux. La voie de SFP est composé de deux bilatéralement symétriques géant en fibre (GF) interneurones dont les axones descendent du cerveau, le long de la ligne médiane dans le ganglion thoracique via le connectif cervical. Dans le neuromere mesothoracic (T2) des ganglions ventraux le formulaire GFS électro-chimique des synapses avec 1) la dendrite grande médial de la motoneurones ipsilatéraux (TTMn) qui entraîne le muscle tergotrochanteral (TTM), l&#39;extenseur principal pour le fémur mesothoracic / jambe , et 2) le périphérique synapse interneurone controlatéral (PSI) qui, à leur tour des formes chimiques (cholinergique) des synapses avec les motoneurones (DLMns) des muscles dorsaux longitudinaux (DLMS), l&#39;abaisse-aile. La voie neuronale (s) pour les muscles dorsovental (DVM), les ascenseurs aile, n&#39;a pas encore été élaboré (le DLMS et les docteurs vétérinaires sont connus conjointement comme muscles de vol indirect - ils ne sont pas fixés directement sur les ailes, mais plutôt déplacer le ailes indirectement par fausser la cuticule proximité thoraciques) (King et Wyman, 1980;. Allen et al, 2006). L&#39;activation de di-synaptique de la DLMS (via PSI) provoque un petit retard, mais important dans le calendrier de la contraction de ces muscles par rapport à l&#39;activation monosynaptique du TTM (~ 0,5 ms), permettant l&#39;TTMS d&#39;abord étendre le fémur et propulser le volée sur le sol. Le TTMS simultanément extensible activer la DLMS qui à son tour mutuellement extensible activer le DVM pour la durée du vol. La voie GF peut être activé soit indirectement par l&#39;application d&#39;une sensorielles (par exemple &quot;l&#39;air-puff» ou «lampes-off&quot;) de relance, ou directement par un stimulus supra-seuil électriques au cerveau (décrite ici). Dans les deux cas, un potentiel d&#39;action atteint la TTMS et DLMS uniquement par le GFS, ISPE, et TTM / DLM motoneurones, bien que le TTMns et DLMns avez d&#39;autres, non encore identifié, des entrées sensorielles. Mesure «réponse de latence&quot; (le temps entre la stimulation et la dépolarisation du muscle) et la &quot;suite à la stimulation à haute fréquence» (le nombre de réponses de succès à un certain nombre de stimuli à haute fréquence) fournit un moyen d&#39;évaluer quantitativement reproductible et l&#39;état fonctionnel des composants SFP, y compris les synapses centrales (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) et les produits chimiques (glutamatergique) jonctions neuromusculaires (TTMn-TTM et DLMn-DLM). Il a été utilisé pour identifier les gènes impliqués dans la formation des synapses centrales et pour évaluer la fonction du SNC.

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Le système de fibre Giant est un simple circuit neuronal de l&#39;adulte<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Contenant le plus grand des neurones chez la mouche. Nous décrivons le protocole pour la surveillance de la transmission synaptique dans cette voie par l&#39;enregistrement des potentiels après synaptique dans dorsale longitudinale (DLM) et tergotrochanteral (TTM) des muscles suite à une stimulation directe de la fibre interneurones géants.

Enregistrements électrophysiologiques de la voie des fibres Géant de D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.4K vues.  University College London - UCL. Le système de fibre Giant est un simple circuit neuronal de l'adulte Drosophila melanogaster Contenant le plus grand des neurones chez la mouche. Nous décrivons le protocole pour la surveillance de la transmission synaptique dans cette voie par l'enregistrement des potentiels après synaptique dans dorsale longitudinale (DLM) et tergotrochanteral (TTM) des muscles suite à une stimulation directe de la fibre interneurones géants.

Vidéo: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Recherche

Neurosciences

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Préparation Mont entiers de l&#39;Adulte Drosophile Chaîne nerveuse ventrale pour injection fibre Dye Géant

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection paires et test d&#39;électrophysiologie à l&#39;écran de la bioactivité des composés en utilisant le Drosophila melanogaster Système de fibre géant

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Deux enregistrements électrophysiologiques des synapses-réponses évoquées astrogliales et neuronales aiguës dans des coupes d&#39;hippocampe

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d&#39;Intact poisson zèbre adulte

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Conception et de fabrication de Ultralight Poids, réglables sondes multi-électrodes pour électrophysiologiques enregistrements chez la souris

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Détermination du photorécepteur cellulaire Sensibilité spectrale dans un modèle Insecte de<em&gt; In Vivo</em&gt; intracellulaires Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using &#039;SpikeSorter&#039;

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

Un guide visuel Tri électrophysiologique Recordings Utilisation &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Enregistrements de patch-clamp à cellules entières pour la détermination électrophysiologique de la sélectivité ionique dans les canarhodopsines

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

poisson zèbre<em&gt; In Situ</em&gt; Préparation à la moelle épinière électrophysiologiques Les enregistrements de la colonne vertébrale et sensorielle motoneurones

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...