Commencez par ajouter un millilitre d’inoculum bactérien dans chaque puits d’une plaque de polystyrène stérile à 12 puits. Incubez l’assiette à 25 degrés Celsius pendant 24 heures. Ensuite, retirez le surnageant à l’aide d’une pipette.
Ajoutez soigneusement 1,5 millilitre de solution saline stérile tamponnée au phosphate ou PBS dans chaque puits, et encore une fois, retirez le surnageant avec la pipette. Après avoir ajouté un millilitre de PBS stérile dans chaque puits, utilisez des grattoirs à cellules ajustés pour gratter les surfaces du fond et des parois des puits. Transférez la suspension cellulaire récoltée dans un tube en plastique stérile marqué 10 au négatif contenant neuf millilitres de solution saline et 10 à 20 billes de verre.
Faites tourner le tube pendant 60 secondes à la vitesse maximale. Ensuite, effectuez une dilution en série décuplée en transférant un millilitre de la suspension cellulaire du tube précédent vers un autre tube stérile marqué 10 au moins deux contenant neuf millilitres de solution saline. Continuez ce processus de dilution en série jusqu’au tube 10 jusqu’au moins sept.
Étalez 100 microlitres de chaque dilution sur des plaques de gélose Acinetobacter séparées. Incuber les plaques de gélose à 30 degrés Celsius pendant 24 à 42 heures. Comptez ensuite manuellement le nombre de colonies rouges typiques sur chaque plaque, en tenant compte de celles qui se situent entre 10 et 250.
Tous les isolats d’Acinetobacter, à l’exception d’A. bouvetii, contenaient des cellules équivalentes à sept à huit log UFC par puits dans leurs biofilms. Alors qu’A. bouvetii avait un nombre de cellules beaucoup plus faible à 4,4 Log UFC.
