Pour marquer les péricytes, ajoutez le colorant fluorescent TO-PRO-3 au liquide céphalo-rachidien artificiel ou ACSF. Maintenant, incubez le cerveau de rat fraîchement tranché dans l’ACSF chargé de colorant pendant 20 minutes dans un environnement sombre à température ambiante. Ensuite, transférez la crépine en nylon avec les tranches de cerveau dans une chambre de rinçage à plaque à six puits.
Laissez reposer les tranches de cerveau dans la chambre pendant 10 minutes. Pour marquer les péricytes non vitaux, incuber les tranches de cerveau marquées TO-PRO-3 dans de l’isolectine B4 conjuguée à 37 degrés Celsius pendant 30 minutes dans l’obscurité. Après incubation, rincez les tranches de cerveau dans du liquide céphalo-rachidien artificiel pendant 15 minutes.
Ensuite, placez les tranches de cerveau dans de l’ACSF gazé avec 5% de dioxyde de carbone et 95% d’oxygène. À cela, ajoutez de l’iodure de propidium à une concentration de 37 micromolaires à 37 degrés Celsius. Pour arrêter l’absorption du colorant et minimiser l’étiquetage de fond, rincez les préparations pendant 15 minutes dans ACSF.
Dans des conditions physiologiques normales, les péricytes cérébraux ne subissent pas de mort cellulaire. Des péricytes viables qui n’ont pas été colorés à l’iodure de propidium ont été détectés. Les modèles d’HSA devraient vitaliser les péricytes au sein de la microvascularisation.
Des péricytes non vitaux ont également été détectés. Les péricytes non vitaux marqués à l’iodure de propidium sont restés attachés à l’ensemble de la microvascularisation.
