Nous sommes profondément reconnaissants au Dr Frank Kirchhoff pour fournir GFAP-EGFP et souches de souris CX3CR1-EGFP. Le travail a été soutenu par des subventions du Centre de mobilité internationale de la Finlande, Tekes, finlandais Graduate School of Neuroscience (FGSN) et l&#39;Académie de Finlande.

Toutes les procédures présentées ici ont été réalisées selon les recommandations locales pour les soins des animaux (La loi finlandaise sur l&#39;expérimentation animale 62/2006). licence d&#39;animaux (ESAVI/2857/04.10.03/2012) a été obtenu de l&#39;autorité locale (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Souris adultes de 1-3 mois d&#39;âge, poids 24-38 g, ont été maintenus dans des cages individuelles dans l&#39;animalerie de l&#39;Université certifié et fourni de la nourriture et de l&#39;eau ad libitum. Une. D&#39;imagerie cérébrale des blessures à travers une fenêtre crânienne <ol><li> Anesthésier les animaux et la préparation du champ opératoire <ol><li> Anesthésier les souris par injection peritoneale d&#39;un mélange de kétamine (Ketalar, 80 mg / kg) et de xylazine (Rompun, 10 mg / kg) dissous dans du tampon phosphate saline stérilisée par filtration (PBS), pH 7,4. Vérifiez les réflexes de la souris régulièrement (de la queue et de la sonde de pincement de l&#39;orteil) pour vérifier la profondeur de l&#39;anesthésie. Augmenter la dose si nécessaire, pour maintenir l&#39;anesthésie adéquate mais éviter Overdose. </li><li> Maintenir l&#39;animal à 37,0 ° C en utilisant un coussin chauffant pendant une opération chirurgicale, séance d&#39;imagerie et de la première heure après le réveil. </li><li> Pour protéger les yeux de la souris de se dessécher, appliquer du lubrifiant de l&#39;oeil. </li><li> Administrer la dexaméthasone (Rapidexon vétérinaire, 2 mg / kg) par injection sous-cutanée pour réduire l&#39;inflammation et l&#39;œdème cérébral. </li><li> Administrer un analgésique (par exemple, par voie intrapéritonéale Ketoprophene) jusqu&#39;à 30 min avant ou immédiatement après la chirurgie. Si l&#39;animal présente des symptômes de la douleur, comme la réticence à se déplacer, manger ou boire, ou la perte de poids, salivation, horripilation, ou respiratoire anormale sons après la chirurgie, répéter l&#39;injection d&#39;analgésique. </li><li> Raser la «tête de souris avec une machine de rasage (voir Matériel et équipement). Éviter d&#39;endommager les moustaches. </li><li> Traiter la peau sur la tête de la souris avec une solution d&#39;éthanol à 70% pour nettoyer la zone rasée. </li><li> Avec des ciseaux chirurgicaux (voir Matériaux etÉquipement) et une pince (voir Matériel et équipement), couper la peau de la ligne médiane entre les oreilles sur le front. </li><li> Gratter doucement le tissu conjonctif attaché au crâne avec une lame émoussée microchirurgie. </li><li> Faites glisser les frontières de la peau sur le côté et tirez barres d&#39;oreilles légèrement dans les orifices auditifs du crâne de la tête et la fixation de la peau. </li><li> Nettoyez le crâne avec du PBS stérile et traiter le site de la chirurgie sur la tête de la souris avec 0,5% de digluconate de chlorhexidine, puis séchez la surface du crâne à l&#39;aide d&#39;une combinaison de coton-tiges stériles et d&#39;air comprimé. </li></ol></li><li> Infliction de la blessure de piqûre <ol><li> Placez un petit instrument de stéréotaxique animal avec un support des animaux (voir Matériel et équipement). </li><li> Ajuster la position du microscope binoculaire à côté de l&#39;instrument stéréotaxique de se concentrer sur la surface du crâne de l&#39;animal. </li><li> En utilisant un microscope binoculaire, localisez le point sur le crâne de bregma. </li><li> Identifier la région d&#39;intérêt en utilisant les coordonnées stéréotaxiques. REMARQUE: Évitez les domaines d&#39;intérêt qui sont situées directement sur les navires corticales superficielles. Destruction de ceux-ci peuvent affecter fortement la progression de traumatisme. </li><li> Placez l&#39;aiguille au-dessus de la région choisie 30 G et marquer l&#39;emplacement cible en grattant la surface du crâne. </li><li> Percer le crâne avec toutes les précautions possibles pour éviter l&#39;élargissement inutile de la zone affectée de la surface de l&#39;os. Utilisez une perceuse chirurgicale à grande vitesse (voir Matériel et équipement) sous le microscope. Arrêter le forage si le liquide apparaît dans la zone de forage. </li><li> Toucher le fond du puits foré avec l&#39;aiguille. </li><li> Tremper l&#39;aiguille sans à-coup dans le cerveau (taux d&#39;insertion de 5 à 10 mm / min), à la profondeur de 0,5 à 2,0 mm en fonction des coordonnées du point d&#39;application de la piqûre. </li><li> Retirez l&#39;aiguille immédiatement après avoir atteint la profondeur souhaitée (taux de rétraction 5-10 mm / min) et essuyer le sang qui apparaît après la piqûre d&#39;un petit tampon (seMatériaux et équipements électroniques). </li><li> Exécuter la micro-injection de 100 uM sulforhodamine 101 ou un autre composé d&#39;intérêt dans le site de lésion à l&#39;aide d&#39;une pompe à microseringue (WPI) et 10 ul de seringue Hamilton assembler avec pipette en verre. Remarque: Au cours de la préparation de la pipette capillaire de verre à partir de verre de borosilicate, d&#39;aiguiser la pointe d&#39;un diamètre de 10 à 20 um. </li><li> Infuser 250-1,500 nl de la solution d&#39;injection à un taux de 5.2 nl / sec. NOTE: Laisser la pipette après la fin de la perfusion pendant au moins 5 min dans le parenchyme cérébral, puis retirez-le doucement et lentement pour éviter solution sorties. </li></ol></li><li> Craniotomie pour fenêtre crânienne chronique <ol><li> Percer le crâne doucement et soigneusement pour faire une fenêtre de cercle autour du site de la lésion. Utilisez diamètre de 3-3,5 mm de fenêtre. </li><li> Appliquer une goutte de tampon de cortex (125 mM de NaCl, 5 mM de KCl, 10 mM de glucose, 10 mM d&#39;HEPES, 2 mM de CaCl2 2 mM et MgSO 4 dans H 2 O distillée) pour couvrir le wiNdow. </li><li> Placez une lamelle de verre ronde (# 1.5 d&#39;épaisseur) sur la fenêtre crânienne. </li><li> Enlever l&#39;excès de tampon de cortex autour de la lamelle couvre-objet. </li><li> Sceller les bords de la lamelle avec de la colle acrylique (voir Matériel et équipement). REMARQUE: Assurez-vous que la colle n&#39;est pas appliquée à la surface supérieure de la lamelle. Si le couvercle en verre est contaminé avec de la colle, attendre jusqu&#39;à ce que le verre est stable collé sur le crâne et la colle sur la surface du verre devient sèche, puis retirez soigneusement la colle contaminer avec un microlame. </li><li> Attendez 5 min pour laisser la colle sécher. </li><li> En utilisant la barre de l&#39;oreille vis de hauteur, ajuster la position de la tête de sorte que le support métallique peut être placé. </li><li> Appliquez une petite quantité de colle acrylique sur l&#39;anneau de la porte en acier (voir Matériel et équipement). </li><li> Coller l&#39;anneau de la porte en acier de la lamelle de verre avec la poignée de porte métallique dirigée vers l&#39;arrière. </li><li> Attendez 5 min pour laisser la colle sécher. </li><li> Mix ciment dentaire (voir Matériel et équipement) avec de la colle acrylique dans un plat de 3,5 cm de Pétri (ou analogique) pour obtenir des conditions visqueux. </li><li> Sceller les bords de la fenêtre crânienne avec le mélange + de la colle de ciment et de couvrir la surface exposée du crâne avec le même mélange jusqu&#39;à la frontière de la peau. </li><li> Attendre 15 minutes pour laisser le mélange de colle de + de ciment sécher puis enlevez barres d&#39;oreilles. </li><li> Effectuer excitation à deux photons microscopique (TPEM) imagerie pour la région d&#39;intérêt et une zone de contrôle comme il décrit dans le protocole 3. </li><li> Après l&#39;imagerie, permet à l&#39;animal de se remettre de l&#39;anesthésie sur un coussin chauffant et le garder dans une cage individuelle en observation jusqu&#39;à guérison complète. Nourriture humide ne peut être donnée pour faciliter la mastication et de l&#39;hydratation. </li></ol></li></ol> 2. Brain Injury imagerie à travers le crâne Diluée <ol><li> Anesthésier les animaux et la préparation du champ opératoire <ol><li> Anesthésier la souris et le préparer pour un traumatisme inductioncomme décrit dans l&#39;étape 1.1. </li></ol></li><li> Crâne amincissement et d&#39;infliger de la blessure de piqûre <ol><li> Placez un petit instrument de stéréotaxique animal avec le détenteur des animaux (voir Matériel et équipement). </li><li> Ajustez la position d&#39;un microscope binoculaire à côté de l&#39;instrument stéréotaxique de se concentrer sur la surface du crâne de l&#39;animal. </li><li> Localiser le point de bregma sur le crâne à l&#39;aide du microscope binoculaire, identifier la zone du cerveau à imager la base des coordonnées stéréotaxiques et marquer par le grattage. REMARQUE: Crâne situation éclaircie ne doit pas être situé sur ou à proximité sutures crâniennes, comme la stabilité du crâne est compromise dans ces domaines. En outre, les grands navires et des méninges situés sous les sutures du crâne corticales ou méningées sont susceptibles de provoquer des artefacts d&#39;imagerie. </li><li> Placer le support de métal revêtu de la colle sur la zone d&#39;intérêt sur le crâne de l&#39;animal, appliquer une légère pression et patienter pendant 5 min jusqu&#39;à ce que le support métallique est solidement collées au crâne. </li&gt; <li> Mélanger le ciment dentaire (voir Matériel et équipement) avec de la colle acrylique dans un plat de 3,5 cm de Pétri (ou analogique) pour obtenir des conditions visqueux. </li><li> Sceller les bords du support métallique avec le mélange + de la colle de ciment et de couvrir la surface exposée du crâne avec le même mélange jusqu&#39;à la frontière de la peau. </li><li> Attendre 15 minutes pour laisser le mélange de ciment et de colle sèchent. </li><li> Rincer la région amincie du crâne et les parties avoisinantes de la porte métallique à plusieurs reprises avec du PBS, de sorte que les restes de colle non polymérisée sont éliminés par lavage. NOTE: Il est essentiel d&#39;assurer une fixation stable de crâne à la porte. Ceci permet à la stabilité de la préparation pendant l&#39;imagerie. </li><li> Utilisation du mode de grossissement de la loupe binoculaire, enlever les couches supérieures de l&#39;os du crâne avec un micro-forage à grande vitesse pour créer une zone de crâne amincie de ~ 0,5-1,5 mm de diamètre. Utiliser de l&#39;air comprimé en cours de forage pour enlever les débris osseux. Effectuer le intermittentl de foragey durant la procédure d&#39;amincissement, afin d&#39;éviter une surchauffe provoquée par friction. On refroidit le trépan de forage en utilisant la solution de la température ambiante et à appliquer périodiquement un tampon de la zone amincie pour absorber la chaleur. REMARQUE: Pour éviter d&#39;endommager le cortex, ne pas percer sur de grandes régions (&gt; 1,5 mm) jusqu&#39;à une couche mince (&lt;50 um). NOTE: La structure rongeurs d&#39;os de crâne se compose de deux couches minces d&#39;os compact séparées par une couche épaisse d&#39;os spongieux. Minuscules cavités de la forme de l&#39;os cercles concentriques et canalicules spongieux, qui contiennent des vaisseaux sanguins. Utiliser le micro-foret pour éliminer à la fois la couche externe de l&#39;os compact et plus de la couche spongieuse. Rupture des vaisseaux sanguins au sein de l&#39;os spongieux peut provoquer des saignements. Utilisez l&#39;hémostase éponge de collagène pour arrêter cette hémorragie. </li><li> Utilisez génération de seconde harmonique (SHG) Imagerie d&#39;examiner si la majorité de l&#39;os spongieux a été supprimé. Soyez prudent pour éviter un amincissement excessif, assurez-vous que l&#39;os restant est eIcker de 50 um à ce stade de la préparation. </li><li> Mettre une goutte de tampon chaude (35-37 ° C) au-dessus de la région amincie. Utilisez une lame de microchirurgie ou Micro finition Bur pour éliminer encore des couches osseuses et former une zone lisse de ~ 700 m de diamètre avec une épaisseur de l&#39;os de ~ 20 um. Au cours de cette étape, il est utile d&#39;effectuer une imagerie de SHG répétitif et mesurer régulièrement l&#39;épaisseur de l&#39;os. </li><li> Effectuer une imagerie de TPEM pour la région d&#39;intérêt et une zone de contrôle. </li><li> Ajustez la position de la tête en utilisant la barre de l&#39;oreille vis de la hauteur de manière à ce que amincie région est positionné strictement horizontalement. Placez l&#39;aiguille au-dessus de la région amincie et assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de grands navires sous le site ciblé. </li><li> Faire une lésion par immersion de l&#39;aiguille dans le cerveau, à la profondeur de 0,5 à 2,0 mm de la surface du crâne amincie et en fonction des coordonnées du point d&#39;application de la piqûre. </li><li> Retirez l&#39;aiguille et supprimer hémorragie apparaissant après til aiguë lésion cérébrale avec tampon hémostatique (voir Matériel et équipement). Attendez jusqu&#39;à ce que la formation de caillots sanguins et forme navire pulsation au site de la lésion s&#39;arrête. </li><li> Exécuter la micro-injection de 100 uM sulforhodamine 101 ou un autre composé d&#39;intérêt dans le site de la lésion, comme décrit ci-dessus dans la section 1.2.10. </li><li> Effectuer une imagerie de TPEM pour surveiller la progression de la blessure et de récupération comme décrit dans le protocole 3. </li><li> Après l&#39;imagerie, permet à l&#39;animal de reprendre conscience de l&#39;anesthésie sur un coussin chauffant. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance et le retourner à sa cage seulement après la récupération physique complet. </li></ol></li></ol> 3. Imagerie <ol><li> Placer l&#39;animal sous le microscope par la fixation du support métallique au châssis construit sur mesure. </li><li> Pour l&#39;imagerie, par exemple, utiliser la FV1000MPE deux photons microscope équipé laser Mai Tai DeepSee et XLPLN 25X 1,05 NA objectif à immersion d&#39;eau optimisé pour in vivo à deux photonsl&#39;imagerie. </li><li> Identifier le site de la lésion au microscope à fluorescence en utilisant le mode grand champ. Utilisez des filtres passe de longues visualiser vascularisation cérébrale et sélectionnez la zone de contrôle en fonction de la tendance observée des vaisseaux sanguins. </li><li> À l&#39;image du signal génération de seconde harmonique (SHG), régler le laser femtoseconde à la longueur d&#39;onde de 800 nm et de recueillir la lumière émise à l&#39;aide du filtre 380-410 nm de dérivation. Pour l&#39;imagerie de fluorescence, en utilisant le filtre passe-bande (515 à 560 nm) pour collecter la lumière émise, et les longueurs d&#39;onde suivantes sont utilisées pour exciter la fluorescence: 860 nm-GFP, YFP-950 nm. </li><li> Utilisez un logiciel Fluoview pour l&#39;acquisition de l&#39;image. </li><li> Coordonnées de chaque magasin ROI pour l&#39;imagerie répétitive ultérieure. L&#39;image de la même ROI cours du temps, et ajuster à chaque fois les coordonnées de maximiser le recouvrement de l&#39;image. </li><li> Analyser les images avec le logiciel approprié (par exemple. ImageJ). Reconstructions présentées ici ont été réalisées en utilisant le logiciel Imaris. </li></ol>

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Les auteurs n&#39;ont rien à révéler.

traumatisme du cerveau est, un événement imprévisible brusque. Ici, nous décrivons le modèle animal qui reproduit un spectre de changements pathologiques observés chez des patients humains après une lésion cérébrale telle que la neurodégénérescence, l&#39;élimination des dendrites, un oedème cérébral, une cicatrice gliale, des hémorragies dans le cortex cérébral associé à une hémorragie sous-arachnoïdienne focal et une perméabilité accrue de l&#39; barrière hémato-encéphalique. Pour étudier...

Lésion cérébrale aiguë est un problème important de santé publique avec une incidence élevée de blessures dans des accidents de véhicules à moteur, les chutes ou les agressions, et la forte prévalence de l&#39;incapacité chronique ultérieure. Approches thérapeutiques pour le traitement des lésions du cerveau restent totalement symptomatique, limitant ainsi l&#39;efficacité des soins préhospitaliers, chirurgicale et critique. Cela rend l&#39;impact social et économique de la lésion cérébrale particulièrement sévère. Pour une variété de raisons, la plupart des essais cliniques n&#39;ont pas réussi à démontrer l&#39;amélioration de la récupération après une lésion cérébrale à l&#39;aide de nouvelles approches thérapeutiques. Les modèles animaux sont cruciales pour le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques vers un stade où l&#39;efficacité du médicament peut être prédite chez les patients avec des lésions cérébrales. À l&#39;heure actuelle, plusieurs modèles animaux bien établies de traumatisme crânien existent, y compris l&#39;impact contrôlé corticale 1, percussion fluide blessure 2, déformation dynamique corticale 3, à chute de poids4, et 5 photo blessures. Un certain nombre de modèles expérimentaux ont été utilisés pour étudier certains aspects morphologiques, moléculaires et comportementaux de traumatisme crânien-pathologie associée. Toutefois, aucun modèle animal unique est tout à fait réussi à valider de nouvelles stratégies thérapeutiques. Développement de modèles animaux fiables, reproductibles et contrôlées de lésion cérébrale est nécessaire d&#39;évaluer les processus pathologiques complexes. La nouvelle combinaison des dernières technologies d&#39;imagerie microscopique et journalistes fluorescentes codées génétiquement offre une occasion sans précédent d&#39;étudier toutes les phases de la lésion cérébrale, qui comprennent des blessures primaire, la propagation de la lésion primaire, secondaire blessures et la régénération. En particulier, in vivo microscopie à deux photons est une technique optique non linéaire unique qui permet la visualisation en temps réel des structures cellulaires et sous-cellulaires, même dans les couches corticales profondes du cerveau de rongeurs. Plusieurs types de cellules et des organelles peuvent être visualisés simultanément en combinant différents marqueurs fluorescents. Grâce à cet outil puissant, nous pouvons visualiser les changements morphologiques et fonctionnels dynamiques cerveau vivant dans des conditions post-traumatiques. Les avantages de in vivo microscopie à deux photons dans l&#39;étude des lésions cérébrales ont été récemment démontré par Kirov et ses collègues 6. L&#39;utilisation d&#39;un modèle de convergence de contusion corticale doux, ces auteurs ont montré que la blessure aiguë dendritique dans le cortex pericontusional est déclenché par la baisse du débit sanguin local. En outre, ils ont démontré que le cortex métaboliquement compromis autour du site de contusion est en outre endommagé par la dépolarisation d&#39;étalement. Ce dommage secondaire affecte circuit synaptique, rendant les conséquences de la lésion cérébrale traumatique plus sévère. Ici, nous proposons la méthode de piqûre stéréotaxique avec une aiguille de seringue, qui peut être combinée avec l&#39;application du médicament topique simultanée, en tant que modèle avancée de cerveau localeblessure et comme un outil pour étudier les conséquences physiopathologiques de traumatisme aigu dans le cerveau des mammifères in vivo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2A-sa dumb Tweezers, 115mm</td>
			<td style="width:71px;">XYtronic</td>
			<td style="width:119px;">XY-2A-SA</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">30G &#189;&#8217;&#8217; needle</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 304000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal trimmer, shaving machine</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">Isis GT420</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Binocular Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Zeiss&#160;</td>
			<td style="width:119px;">Stemi 2000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad</td>
			<td style="width:71px;">Supertech</td>
			<td style="width:119px;">TMP-5b</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Blunt microsurgical blade</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 374769</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Borosilicate tube with filament</td>
			<td style="width:71px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:119px;">BF120-69-10</td>
			<td style="width:167px;">For glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofene</td>
			<td style="width:71px;">Pfizer</td>
			<td style="width:119px;">Rimadyl vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Chlorhexidine digluconate</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">C9394</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dental cement</td>
			<td style="width:71px;">DrguDent, Dentsply</td>
			<td style="width:119px;">REF 640 200 271</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dexamethasone</td>
			<td style="width:71px;">FaunaPharma</td>
			<td style="width:119px;">Rapidexon vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Disposable drills</td>
			<td style="width:71px;">Meisinger</td>
			<td style="width:119px;">HP 310&#160;104&#160;001&#160;001&#160;008</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dulbeco&#8217;s PBS 10X</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D1408</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dumont #5 forceps, 110 mm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91150-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Ealing microelectrode puller</td>
			<td style="width:71px;">Ealing</td>
			<td style="width:119px;">50-2013</td>
			<td style="width:167px;">Vertical puller for glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eyes-ointment</td>
			<td style="width:71px;">Novartis</td>
			<td style="width:119px;">Viscotears</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom drill control</td>
			<td style="width:71px;">Foredom&#160;</td>
			<td style="width:119px;">FM3545</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom micro motor handpiece</td>
			<td style="width:71px;">Foredom</td>
			<td style="width:119px;">MH-145</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Gas anesthesia platform for mice</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">50264</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Hemostasis Collagen Sponge</td>
			<td style="width:71px;">Avitene, Ultrafoam BARD</td>
			<td style="width:119px;">Ref 1050050</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Imaris</td>
			<td style="width:71px;">Bitplane</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ketamine</td>
			<td style="width:71px;">Intervet</td>
			<td style="width:119px;">Ketaminol vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Mai Tai DeepSee laser</td>
			<td style="width:71px;">Spectra-Physics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Metal holder</td>
			<td style="width:71px;">Neurotar</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro dressing forceps, 105 mm</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">BD302R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Microfil</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">MF34G-5</td>
			<td style="width:167px;">Micro syringe filling capillaries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mineral oil</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">M8410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Multiphoton Laser Scanning Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">FV1000MPE</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NanoFil Syringe 10 microliter</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">NANOFIL</td>
			<td style="width:167px;">Hamilton syringe</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Nonwoven swabs 5&#215;5</td>
			<td style="width:71px;">Molnlycke Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Mesoft</td>
			<td style="width:167px;">Surgical tampons</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">polyacrylic glue</td>
			<td style="width:71px;">Henkel</td>
			<td style="width:119px;">Loctite 401</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Round glass coverslip&#160;</td>
			<td rowspan="2" style="width:71px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td rowspan="2" style="width:119px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1.5 thickness&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Small animal stereotaxic instrument</td>
			<td style="width:71px;">David Kopf Instruments</td>
			<td align="right" style="width:119px;">900</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Stoelting mouse and neonatal rat adaptor</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">51625</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument.</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Student iris scissors, straight 11.5 cm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91460-11</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Sulforhodamine 101</td>
			<td style="width:71px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:119px;">S-359</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">UMP3-1</td>
			<td style="width:167px;">Microinjector and controller</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Xylazine</td>
			<td style="width:71px;">Bayer Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Rompun vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acute brain trauma in mice followed by longitudinal two-photon imaging

Bien traumatisme cérébral aigu entraîne souvent des dommages de tête dans différentes accidents et affecte une fraction importante de la population, il n&#39;existe aucun traitement efficace pour le moment. Limites de modèles animaux actuellement utilisés empêchent la compréhension du mécanisme de la pathologie. La microscopie multiphotonique permet d&#39;étudier les cellules et les tissus dans le cerveau des animaux intacts longitudinalement dans des conditions physiologiques et pathologiques. Ici, nous décrivons deux modèles de lésion cérébrale aiguë étudiés au moyen de l&#39;imagerie à deux photons du comportement des cellules du cerveau dans des conditions post-traumatiques. Une région du cerveau est lésé choisi avec une aiguille pour produire un traumatisme, d&#39;une largeur et une profondeur contrôlée dans le parenchyme cérébral. Notre procédé utilise stéréotaxique piqûre avec une aiguille de seringue, qui peut être combinée avec l&#39;application simultanée de médicaments. Nous proposons que cette méthode peut être utilisée comme un outil de pointe pour étudier les mécanismes cellulaires de conséquences physiopathologiques de traumatisme aigu dans le cerveau des mammifères <em&gt; In vivo. Dans cette vidéo, nous combinons une lésion cérébrale aiguë avec deux préparations: crânienne fenêtre et crâne éclaircie. Nous discutons également des avantages et des limites des deux préparations pour l&#39;imagerie multisession de régénération du cerveau après un traumatisme.

Nous avons optimisé deux procédures de fonctionnement: 1) la fenêtre crânienne chronique et 2) crâne éclaircie, pour l&#39;imagerie du cerveau post-traumatique chez les souris transgéniques. Vue schématique de la préparation expérimentale est présentée dans la figure 1. Traumatique piqûre par aiguille en acier de 0,3 mm de diamètre extérieur (30 U) est appliquée à la puits foré (figure 1A). Une préparation crânienne succès de la fenêtre permet l&#39;imagerie à des...

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Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Traumatisme cérébral aigu est une blessure grave qui n&#39;a pas de traitement adéquat à ce jour. La microscopie multiphotonique permet d&#39;étudier longitudinalement le processus de développement du cerveau de traumatisme aigu et stratégies thérapeutiques sondage chez les rongeurs. Deux modèles de traumatisme cérébral aigu étudié avec in vivo à deux photons imagerie cérébrale sont démontrées dans ce protocole.

Aiguë traumatisme cérébral chez la souris Suivi par longitudinale à deux photons imagerie

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

acute-brain-trauma-in-mice-followed-by-longitudinal-two-photon-imaging

Research

JoVE Journal

Medicine

12.3K vues.  University of Helsinki.  Traumatisme cérébral aigu est une blessure grave qui n'a pas de traitement adéquat à ce jour. La microscopie multiphotonique permet d'étudier longitudinalement le processus de développement du cerveau de traumatisme aigu et stratégies thérapeutiques sondage chez les rongeurs. Deux modèles de traumatisme cérébral aigu étudié avec in vivo à deux photons imagerie cérébrale sont démontrées dans ce protocole. 

Vidéo: Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Pseudofracture: An Acute Peripheral Tissue Trauma Model

Following trauma there is an early hyper-reactive inflammatory response that can lead to multiple organ dysfunction and high mortality in trauma patients; this response is often accompanied by a delayed immunosuppression that adds the clinical complications of infection and can also increase mortality.1-9 Many studies have begun to assess these changes in the reactivity of the immune system following trauma.10-15 
Immunologic studies are greatly supported through the wide variety of transgenic and knockout mice available for in vivo modeling; these strains aid in detailed investigations to assess the molecular pathways involved in the immunologic responses.16-21
The challenge in experimental murine trauma modeling is long term investigation, as fracture fixation techniques in mice, can be complex and not easily reproducible.22-30
This pseudofracture model, an easily reproduced trauma model, overcomes these difficulties by immunologically mimicking an extremity fracture environment, while allowing freedom of movement in the animals and long term survival without the continual, prolonged use of anaesthesia. The intent is to recreate the features of long bone fracture; injured muscle and soft tissue are exposed to damaged bone and bone marrow without breaking the native bone.
The pseudofracture model consists of two parts: a bilateral muscle crush injury to the hindlimbs, followed by injection of a bone solution into these injured muscles. The bone solution is prepared by harvesting the long bones from both hindlimbs of an age- and weight-matched syngeneic donor. These bones are then crushed and resuspended in phosphate buffered saline to create the bone solution.
Bilateral femur fracture is a commonly used and well-established model of extremity trauma, and was the comparative model during the development of the pseudofracture model. Among the variety of available fracture models, we chose to use a closed method of fracture with soft tissue injury as our comparison to the pseudofracture, as we wanted a sterile yet proportionally severe peripheral tissue trauma model. 31
Hemorrhagic shock is a common finding in the setting of severe trauma, and the global hypoperfusion adds a very relevant element to a trauma model. 32-36 The pseudofracture model can be easily combined with a hemorrhagic shock model for a multiple trauma model of high severity. 37

Pseudofracture, a reproducible murine model of sterile musculoskeletal trauma, allows for evaluation of late term post-traumatic immune responses. This article describes the procedural execution of the model step by step, including the potential for experimental model combinations to permit study of multiple trauma.

Pseudofracture: Un modèle périphérique aiguë traumatisme tissulaire

Following trauma there is an early hyper-reactive inflammatory response that can lead to multiple organ dysfunction and high mortality in trauma patients; ...

Recherche

Médecine

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

The Use of Pharmacological-challenge fMRI in Pre-clinical Research: Application to the 5-HT System

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel underlying neurobiological mechanisms behind drug action and neurotransmitter-related disorders, such as depression and ADHD. Like most of the imaging methods (PET, SPECT, CT) it represents a progress in the investigation of brain disorders and the related function of neurotransmitter pathways in a non-invasive way with respect of the overall neuronal connectivity. Moreover it also provides the ideal tool for translation to clinical investigations. MRI, while still behind in molecular imaging strategies compared to PET and SPECT, has the great advantage to have a high spatial resolution and no need for the injection of a contrast-agent or radio-labeled molecules, thereby avoiding the repetitive exposure to ionizing radiations. Functional MRI (fMRI) is extensively used in research and clinical setting, where it is generally combined with a psycho-motor task. phMRI is an adaptation of fMRI enabling the investigation of a specific neurotransmitter system, such as serotonin (5-HT), under physiological or pathological conditions following activation via administration of a specific challenging drug.
The aim of the method described here is to assess brain 5-HT function in free-breathing animals. By challenging the 5-HT system while simultaneously acquiring functional MR images over time, the response of the brain to this challenge can be visualized. Several studies in animals have already demonstrated that drug-induced increases in extracellular levels of e.g. 5-HT (releasing agents, selective re-uptake blockers, etc) evoke region-specific changes in blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signals (signal due to a change of the oxygenated/deoxygenated hemoglobin levels occurring during brain activation through an increase of the blood supply to supply the oxygen and glucose to the demanding neurons) providing an index of neurotransmitter function. It has also been shown that these effects can be reversed by treatments that decrease 5-HT availability16,13,18,7. In adult rats, BOLD signal changes following acute SSRI administration have been described in several 5-HT related brain regions, i.e. cortical areas, hippocampus, hypothalamus and thalamus9,16,15. Stimulation of the 5-HT system and its response to this challenge can be thus used as a measure of its function in both animals and humans2,11.

The goal of this technique is to assess serotonin (5-HT) neurotransmitter function in the live and free-breathing animal with pharmacological magnetic resonance imaging (phMRI) and an intravenous challenge with a selective serotonin reuptake inhibitor (SSRI), fluoxetine.

L&#39;utilisation de l&#39;IRMf pharmacologique-défi en recherche pré-clinique: Application à la System 5-HT

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel ...

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Un modèle de souris orthotopique glioblastome maintien contraintes physiques et parenchyme cérébral Convient pour intravitale deux microscopie biphotonique

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Ultrasound Imaging-guided Intracardiac Injection to Develop a Mouse Model of Breast Cancer Brain Metastases Followed by Longitudinal MRI

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 months. It is critical to have suitable animal models to mimic the hemodynamic spread of the metastatic cells in the clinical scenario. Here, we are introducing the use of small animal ultrasound imaging to guide an accurate injection of brain tropical breast cancer cells into the left ventricle of athymic nude mice. Longitudinal MRI is used to assessing intracranial initiation and growth of brain metastases. Ultrasound-guided intracardiac injection ensures not only an accurate injection and hereby a higher successful rate but also significantly decreased mortality rate, as compared to our previous manual procedure. In vivo high resolution MRI allows the visualization of hyperintense multifocal lesions, as small as 310 &#181;m in diameter on T2-weighted images at 3 weeks post injection. Follow-up MRI reveals intracranial tumor growth and increased number of metastases that distribute throughout the whole brain.

A breast cancer brain metastasis mouse model is established with ultrasound imaging-guided intracardiac injection of MDA-MB231/Br-GFP cells. Development of multifocal intracranial metastases has been monitored longitudinally using high-resolution 9.4 T MRI.

Ultrasound Imaging guidée injection intracardiaque de développer un modèle de souris de cancer du sein métastases cérébrales Suivi par IRM longitudinale

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 ...

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans biofilms have been studied predominantly in vitro but there is a crucial need for better understanding of this dynamic process under in vivo conditions. We developed an in vivo subcutaneous rat model to study C. albicans biofilm formation. In our model, multiple (up to 9) Candida-infected devices are implanted to the back part of the animal. This gives us a major advantage over the central venous catheter model system as it allows us to study several independent biofilms in one animal. Recently, we adapted this model to study C. albicans biofilm development in BALB/c mice. In this model, mature C. albicans biofilms develop within 48 hr and demonstrate the typical three-dimensional biofilm architecture. The quantification of fungal biofilm is traditionally analyzed post mortem and requires host sacrifice. Because this requires the use of many animals to perform kinetic studies, we applied non-invasive bioluminescence imaging (BLI) to longitudinally follow up in vivo mature C. albicans biofilms developing in our subcutaneous model. C. albicans cells were engineered to express the Gaussia princeps luciferase gene (gLuc) attached to the cell wall. The bioluminescence signal is produced by the luciferase that converts the added substrate coelenterazine into light that can be measured. The BLI signal resembled cell counts obtained from explanted catheters. Non-invasive imaging for quantifying in vivo biofilm formation provides immediate applications for the screening and validation of antifungal drugs under in vivo conditions, as well as for studies based on host-pathogen interactions, hereby contributing to a better understanding of the pathogenesis of catheter-associated infections.

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

We present an experimental procedure of Candida albicans biofilm development in a mouse subcutaneous model. Fungal biofilms were quantified by determining the number of colony forming units and by a non-invasive bioluminescence imaging, where the amount of light that is produced corresponds with the number of viable cells.

Candida albicans biofilm développement sur ​​les organismes étrangères médicalement pertinents dans une souris modèle sous-cutanée Suivi par bioluminescence Imaging

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie du Cerebrovasculature: Pertinence pour les maladies du système nerveux central

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induire une lésion pulmonaire aigue chez la souris par instillation directe du lipopolysaccharide intratrachéal

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Orthopedic Robot-Assisted Femoral Neck System in the Treatment of Femoral Neck Fracture

Cannulated screw fixation is the main therapy for femoral neck fractures, especially in young patients. The traditional surgical procedure uses C-arm fluoroscopy to place the screw freehand and requires several guide wire adjustments, which increases the operation time and radiation exposure. Repeated drilling can also cause damage to the blood supply and bone quality of the femoral neck, which can be followed by complications such as screw loosening, nonunion, and femoral head necrosis. In order to make fixation more precise and reduce the incidence of complications, our team applied robot-assisted orthopedic surgery for screw placement using the femoral neck system to modify the traditional procedure. This protocol introduces how to import a patient's X-ray information into the system, how to perform screw path planning in software, and how the robotic arm assists in screw placement. Using this method, the surgeons can place the screw successfully the first time, improve the accuracy of the procedure, and avoid radiation exposure. The whole protocol includes the diagnosis of femoral neck fracture; the collection of intraoperative X-ray images; screw path planning in the software; precise placement of the screw under the assistance of the robotic arm by the surgeon; and verification of the implant placement.

This article introduces a method of robot-assisted orthopedic surgery for screw placement during the treatment of femoral neck fracture using the femoral neck system, which allows for more accurate screw placement, improved surgical efficiency, and fewer complications.

Système orthopédique du col fémoral assisté par robot dans le traitement de la fracture du col du fémur

Cannulated screw fixation is the main therapy for femoral neck fractures, especially in young patients. The traditional surgical procedure uses C-arm ...

Urethral Stricture Induction Followed by Buccal Mucosa Graft Urethroplasty in a Rat Model

Urethral reconstruction is an important area of expertise for urologists. The buccal mucosa is considered the best option when urethral grafting is necessary, although in some cases, it is inappropriate or needs to be optimized to repair a given stricture. Therefore, developing innovative procedures and evaluating their putative success in experimental models is crucial to fit the clinical need. With this goal, this study describes a protocol in which urethral stricture was induced by electrocautery in Wistar rats. Urethral reconstruction was performed 1 week later with a buccal mucosa graft, harvested from the lower lip, and placed in a ventral onlay fashion. A retrograde urethrogram showed a significant improvement in urethral diameter after urethroplasty compared to the respective value after stricture induction. Additionally, the graft placement was assessed by blood perfusion analysis using laser Doppler. As expected, a dark blue area corresponded to the non-vascularized buccal mucosa graft. This procedure can successfully simulate the normal pathophysiological process of urethral injury and tissue modulation, as well as urethral reconstruction using a buccal mucosa graft in a reproducible manner, and serve as the basis for future research based on tissue engineering or urethral grafts.

In the present protocol, a urethral stricture induction was developed in Wistar rats, followed by urethral reconstruction with a buccal mucosa graft. A retrograde urethrogram and laser Doppler assessment were performed, validating urethral reconstruction (after stricture formation) and graft placement.

Induction de la sténose urétrale suivie d’une urétroplastie de greffe de muqueuse buccale dans un modèle de rat

Urethral reconstruction is an important area of expertise for urologists. The buccal mucosa is considered the best option when urethral grafting is ...