Pour commencer, utilisez une pipette Pasteur en plastique pour transférer délicatement les tranches de cerveau colorées par fluorescence dans des boîtes confocaux à fond en verre. Remplissez ces plats d’ACSF équilibré. À l’aide d’un treillis de fer, fixez les tranches de cervelle de rat en place.
Ensuite, placez les boîtes confocaux à fond de verre sur la platine d’un microscope confocal. Positionnez la tranche de cerveau aiguë au fond de la boîte et perfusez avec l’ACSF équilibrant pendant l’imagerie. À l’aide de l’objectif 40X, visualisez les cellules de la paroi de la microvascularisation corticale cérébrale.
Ensuite, utilisez un logiciel compatible pour capturer des piles d’images. Identifiez la microvascularisation cérébrale et les péricytes en fonction de leur réseau et de leur morphologie, puis localisez une région spécifique contenant un réseau de microvascularisation cérébrale sur chaque tranche de cerveau et capturez des images. Dans des conditions physiologiques normales, les péricytes cérébraux ne subissent pas de mort cellulaire.
Des péricytes viables qui n’ont pas été colorés à l’iodure de propidium ont été détectés. Les modèles SAH ont montré des péricytes vitaux dans la microvascularisation. Des péricytes non vitaux ont également été détectés.
L’iodure de propidium marqué péricytes non vitaux est resté détaché de l’ensemble de la microvascularisation.
