Les auteurs tiennent à remercier les Instituts de recherche en santé (MOP53116) et l&#39;Alberta Heritage Foundation for Medical Research de la subvention de fonctionnement et fonds d&#39;établissement, respectivement, pour soutenir le développement de ce modèle expérimental.

1. Anesthésie <ol><li> Régler le débit de la machine d&#39;anesthésie à 2L/min. Connectez l&#39;échappement à aspiration sous vide. </li><li> Masque charge avec anesthésie gazeuse (isoflurane) à 5% (~ 3 minutes). </li><li> Porcelets nouveau-nés sera induite par inhalation isoflurane 5% dans l&#39;oxygène à 100% (~ 3 minutes). </li><li> Maintenir l&#39;anesthésie à 2-3% d&#39;isoflurane. Réglage fin de l&#39;isoflurane de 0,5%, selon le cas, cependant, il peut aller de 0,5 à 5% en fonction de l&#39;état de porcelets. </li><li> Une fois l&#39;accès vasculaire a été mis en place, l&#39;anesthésie par inhalation peut être activé à l&#39;anesthésie par voie intraveineuse à l&#39;aide de fentanyl (5-50 mcg / kg / h) et le midazolam (200-500 mcg / kg / h) les injections. Pancuronium (50-100 mcg / kg / h) peut être nécessaire pour contrôler les mouvements musculaires excessives au cours de la chirurgie, tandis que la capacité d&#39;observer l&#39;état des animaux est préservé pour l&#39;ajustement des médicaments anesthésiques. </li><li> Le porcelet est contrôlée par oxymétrie de pouls (percutanée d&#39;oxygène saturation à 95-100%) et de l&#39;ECG (fréquence cardiaque à 130-170 battements / min). </li><li> La température rectale du porcelet est maintenue à 38-40 ° C avec une couverture de chauffage et chauffe radiant. </li><li> L&#39;état d&#39;anesthésie des porcelets est régulièrement évaluée tout au long de la période expérimentale utilisant neurologiques (taille de la pupille, déchirent les mouvements du corps,), comportement (agitation), cardiovasculaires (tachycardie et hypertension) et respiratoire (tachypnée) les paramètres selon les besoins. Paralysie minimale est donnée. L&#39;expérience antérieure de l&#39;anesthésie des porcelets avec ou sans paralysie serait utile pour l&#39;évaluation. </li><li> Le protocole est une procédure non-survie à l&#39;euthanasie de l&#39;animal à la fin de l&#39;expérience avec une overdose de pentobarbital (100 mg / kg) par voie intraveineuse. </li></ol> 2. Mise en place chirurgicale de cathéters vasculaires à l&#39;aine (Figure 1) <ol><li> Faire un 2-3cm de long incision dans l&#39;aine droite. </li><li> Disséquer 1cm de la veine fémorale droite et 1cm right artère fémorale. Mettez deux chaînes de 3-0 autour de chaque navire. </li><li> Droit cathétérisme veineux fémoral: ligaturer la partie distale de la veine. Insérer un cathéter Argyle (3,5 ou 5 français, à double lumière) (Covidien, Mansfield, MA) à 15 cm, ce qui mettra à l&#39;oreillette droite. Lier les deux chaînes pour fixer le cathéter. Le cathéter peut être utilisé pour l&#39;entretien et le fluide de perfusion médicaments (orifice secondaire) et veineuse centrale / mesure de la pression auriculaire droite (port primaire). </li><li> Droit cathétérisme artériel fémoral: ligaturer la partie distale de l&#39;artère. Soulevez la chaîne proximale pour arrêter l&#39;écoulement du sang. Insérer un cathéter Argyle (3,5 ou 5 français, à lumière unique) à 5cm. Cela permet de placer le cathéter artériel à l&#39;aorte sous-rénale pour une mesure continue de la pression artérielle moyenne et de prélèvement de sang. Lier les deux chaînes pour fixer le cathéter. </li><li> Fermez la peau. </li></ol> 3. Mettre en place une ventilation mécanique (Figure 2) <ol><li> Faire un 2-3cm de long horizontaleincision dans le cou. </li><li> Disséquer et exposer 1cm de la trachée. Mettez deux chaînes de 1-0 autour de la trachée. </li><li> Insérez un tube endotrachéal (3,0 ou 3,5) à 1 cm dans la trachée. Connectez-vous à un ventilateur et de commencer la ventilation mécanique. Fixer la sonde endotrachéale. </li><li> Disséquer et exposer l&#39;artère carotide commune. Encerclent le navire avec une sonde à ultrasons temps de transit de flux (2SB ou 2RB, Transonic Systems Inc, Ithaque, NY) pour mesurer en continu le débit sanguin. </li></ol> 4. Placement des sondes de débit à mésentérique supérieure (figure 3) et rénale gauche (Figure 4) artères <ol><li> Doses supplémentaires de fentanyl (5-10 mcg / kg) et l&#39;acépromazine (0,01-0,02 mg / kg) sont nécessaires avant l&#39;incision. </li><li> Faire un long sous-costale-flanc incision et soigneusement disséquer les couches musculaires. </li><li> Exposer l&#39;aorte abdominale. </li><li> Minimiser la manipulation vasculaire (spasme) et les blessures lymphatique. </li><li> Disséquer 0,5-1cm artère mésentérique supérieure etmettre une sonde de débit Transonic (3SB) autour de lui. </li><li> Disséquer 0,5-1cm artère rénale gauche et mettre une sonde de débit Transonic (2SB) autour de lui. </li><li> Fermez la peau et fixez la sonde de débit. </li></ol> 5. Mise en place de la sonde cathéter dans l&#39;artère pulmonaire (figure 5) et le débit (figure 6) <ol><li> Doses supplémentaires de fentanyl (5-10 mcg / kg) et l&#39;acépromazine (0,01-0,02 mg / kg) sont nécessaires avant l&#39;incision. </li><li> Lie l&#39;animal à la position latérale droite. </li><li> Thoracotomie à l&#39;espace intercostal gauche 4e. </li><li> Méfiez-vous de l&#39;artère mammaire interne et la veine, ligaturer si nécessaire. </li><li> Utilisez un coton-tige dentaire à appuyer sur le poumon gauche et augmenter l&#39;oxygène si nécessaire. </li><li> Ouvrez le péricarde. </li><li> Identifier le canal artériel qui va de l&#39;artère pulmonaire à l&#39;aorte. </li><li> Canal artériel peut être ligaturée en plaçant un clip ou d&#39;un épais &quot;3-O soie&quot; cravate à son origine. </li><li> Libérez la principale artère pulmonaire et passe avécharpe ascular l&#39;aide d&#39;un épais &quot;0&quot; cravate. </li><li> Effectuer une chaîne porte-monnaie (5-0 prolène) de suture à la base pour la mise en place de cathéter de l&#39;artère pulmonaire. </li><li> Insérez un Angiocath 20G (avec 3 orifices latéraux moins 1 cm de l&#39;extrémité du cathéter) par l&#39;intermédiaire du cordon de bourse un maximum de 1 cm. </li><li> Vérifiez la libre circulation du sang veineux. </li><li> Connectez-vous à transducteur de pression, vérifier la pression artérielle pulmonaire et de forme d&#39;onde. </li><li> Serrer la chaîne de sac à main et fixer le cathéter pulmonaire. </li><li> Placer une sonde de débit Transonic (6SB) autour de l&#39;artère pulmonaire. </li><li> Placez gel ultrasonore entre la sonde de débit et de l&#39;artère afin de permettre la transduction du signal optimale. </li><li> Recouvrez la plaie avec de la gaze humide saline. </li></ol> 6. L&#39;hypoxie réoxygénation et le protocole <ol><li> Diminuer la concentration d&#39;oxygène inspiré à 10%, en augmentant la concentration de l&#39;azote gazeux inhalé pour induire une hypoxémie. </li><li> Réglez l&#39;oxygène inspiréconcentration comprise entre 10% et 15% pour obtenir une PaO 2 de 20-40 mmHg ou SaO 2 de 30-40% pendant 2 heures. </li><li> Effectuer des analyses de sang artériel pour évaluer la PaCO 2 et régler le taux ventilateur en conséquence. </li><li> Avec l&#39;induction de l&#39;hypoxie, la première heure est consacrée à l&#39;induction d&#39;une tachycardie régulière (et le débit cardiaque) réponse. </li><li> Continuer à surveiller les changements dans la circulation sanguine à la carotide commune, mésentérique supérieure et gauche artères rénales. </li><li> Au cours de la deuxième heure de l&#39;hypoxie, le stress hypoxique est porté à la sortie constamment inférieure cardiaque à 30-40% du niveau de référence, la pression artérielle moyenne à 30-35 mmHg et un pH artériel 6,95 à 7,05. </li><li> Stress hypoxique peut être mis fin prématurément ou prolongée de 15 minutes, selon le cas. </li><li> Augmenter la concentration d&#39;oxygène inspiré brusquement à 100% en cessant brusquement de l&#39;azote gazeux, tout en continuant d&#39;oxygène pur. </li><li> Surveiller le débit cardiaque, la pression artérielle moyenne et hémodynamique par d&#39;autresmètres pour une récupération rapide. </li><li> Réanimation avec 100% d&#39;oxygène peut être poursuivi pendant 0,5 heure. Après cette période de temps, de réduire la concentration d&#39;oxygène inspiré rapidement à 21%. </li><li> Continuer réoxygénation avec 21% d&#39;oxygène pour la période restante de l&#39;expérience. La concentration d&#39;oxygène inspiré peut être augmentée à 25% si nécessaire. </li><li> Bolus de liquide de 10 ml solution de lactate / kg de Ringer peut être nécessaire, le cas échéant au cours de la période expérimentale. Son utilisation doit être protocolized. </li></ol> 7. Les résultats représentatifs: L&#39;induction de l&#39;hypoxémie chez le porcelet nouveau-né au cours de la première heure de l&#39;hypoxie devrait augmenter le débit cardiaque (débit artériel pulmonaire) à 120% -130% du niveau de référence (figure 7A) et la fréquence cardiaque (figure 7B). Typiquement, le débit cardiaque devrait atteindre son pic de rémunération entre la première et 0,5 h 1h de l&#39;hypoxie. En outre, le flux sanguin devrait être centralisée résultant en moi a diminuéperfusion rénale et senteric mais une nature préservée ou augmentée ordinaires accréditives carotide (figure 8). Au cours de la deuxième heure de l&#39;hypoxie, il ya une diminution constante du débit cardiaque, de l&#39;hypotension développement (Figure 9A), ralentissement du rythme cardiaque, avec ou sans arythmie s&#39;est produite. L&#39;hypoxie devrait induire une hypertension artérielle pulmonaire avec augmentation de la pression artérielle pulmonaire (Figure 9B), ce qui peut parfois réduire dans la finale de 30 min d &#39;hypoxie que les diminutions du débit cardiaque. Après la réanimation, tous les paramètres hémodynamiques sera immédiatement rétabli à la valeur initiale normoxique, à l&#39;exception du débit sanguin rénal, qui récupère peu à peu au cours de la première heure de réoxygénation. Toutefois, les paramètres hémodynamiques en particulier pour le débit cardiaque et la pression artérielle moyenne va progressivement se détériorer au cours des 2 premières heures de la réoxygénation à environ 70-75% du niveau de référence normoxique et 35-45 mmHg, respectivement. Cette cardiovasculaires dysfunctisur au moins en partie, pour la sidération myocardique et garantit cardiovasculaires thérapies de soutien tels que vasoactif et agents inotropes. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" /> Figure 1: incision inguinale avec la mise en place de cathéters fémoraux artériels et veineux <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" /> Figure 2: incision du cou avec la mise en place d&#39;une sonde endotrachéale et une sonde de flux autour de l&#39;artère carotide commune <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" /> Figure 3: incision du flanc de l&#39;isolement de l&#39;artère mésentérique supérieure <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" /> Figure 4: incision du flanc avec l&#39;isolement de l&#39;artère rénale gauche <img alt="Figure 5" src = &quot;/ files/ftp_upload/3166/3166fig5.jpg&quot; /&gt; Figure 5: thoracotomie avec la mise en place d&#39;un cathéter artériel pulmonaire <img alt="Figure 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" /> Figure 6: thoracotomie avec la mise en place d&#39;une sonde de flux transsonique autour artère pulmonaire principale <img alt="Figure 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" /> Figure 7: Changements dans le temps (A) du débit cardiaque (débit artériel pulmonaire) et la fréquence cardiaque (B) au cours de l&#39;hypoxie réoxygénation et <img alt="Figure 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" /> Figure 8: Changements temporels dans la circulation sanguine à (A) carotide commune, (B) et mésentériques supérieure (C) gauche artères rénales au cours de l&#39;hypoxie réoxygénation et <img alt="Figure 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" /> Figure 9: Temporalvariation de (A) la pression artérielle moyenne et (B) la pression artérielle pulmonaire au cours de l&#39;hypoxie réoxygénation et

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	<li>Borke, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+myocardial+matrix+metalloproteinases+in+hypoxic+newborn+pigs+during+resuscitation:+effects+of+oxygen+and+carbon+dioxide.">Increased myocardial matrix metalloproteinases in hypoxic newborn pigs during resuscitation: effects of oxygen and carbon dioxide.</a> Eur. J. Clin. Invest. 34, 459-466 (2004).</li><li>Munkeby, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resuscitation+of+hypoxic+piglets+with+100%+O2+increases+pulmonary+metalloproteinases+and+IL-8.">Resuscitation of hypoxic piglets with 100% O2 increases pulmonary metalloproteinases and IL-8.</a> Pediatr. 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Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Le protocole expérimental actuel a l&#39;avantage d&#39;examiner les changements systémiques et régionales hémodynamiques chez les sujets nouveau-nés pendant le processus de l&#39;hypoxie et de la réoxygénation. Nous pouvons aussi examiner l&#39;effet respectif des interventions visant à améliorer la fonction cardio-vasculaire lors de la récupération. Nous et d&#39;autres ont rapporté l&#39;expérience et les résultats de l&#39;étude de l&#39;asphyxie néonatale concernant les effets cardiovasculaires à <...

a swine model of neonatal asphyxia

Chaque année, plus de 1 million de nouveau-nés meurent dans le monde entier comme liée à l&#39;asphyxie. Nouveau-nés asphyxiés ont généralement une défaillance multiviscérale, y compris déficit de perfusion hypotension,, encéphalopathie hypoxique-ischémique, l&#39;hypertension pulmonaire, entérocolite vasculopathic, l&#39;insuffisance rénale et de complications thrombo-emboliques. Les modèles animaux sont mis au point pour nous aider à comprendre la physiopathologie et de la pharmacologie de l&#39;asphyxie néonatale. En comparaison avec les rongeurs et les agneaux nouveau-nés, le porcelet nouveau-né a été prouvé d&#39;être un modèle utile. Le porcelet nouveau-né présente plusieurs avantages, notamment le développement similaire à celle de 36-38 semaines de grossesse le fœtus humain avec les systèmes du corps comparables, la taille du corps de grande taille (~ 1,5 à 2 kg à la naissance), qui permet l&#39;instrumentation et le contrôle de l&#39;animal et de contrôler les variables confondantes de dérangements hypoxie et hémodynamiques. Nous décrivons ici un protocole expérimental pour simuler l&#39;asphyxie néonatale et nous permettent d&#39;examiner la systématisationmicro et régionales changements hémodynamiques au cours du processus asphyxiant et réoxygénation ainsi que les effets respectifs des interventions. En outre, le modèle a l&#39;avantage d&#39;étudier une défaillance multiviscérale ou un dysfonctionnement simultanément et l&#39;interaction avec les différents systèmes du corps. Le modèle expérimental est une procédure non-survie qui implique l&#39;instrumentation chirurgicale des porcelets nouveau-nés (1-3 day-old et 1,5-2,5 kg de poids, race mixte) afin de permettre la mise en place de la ventilation mécanique, vasculaire (artériel et veineux central) accès et la mise en place de cathéters et les sondes d&#39;écoulement transsonique (rl) pour la surveillance en continu de la pression intra-vasculaire et la circulation sanguine dans différentes artères pulmonaires incluant principal, la carotide commune, mésentérique supérieure et gauche artères rénales. L&#39;utilisation de ces porcelets chirurgicalement instrumentés, après stabilisation pendant 30-60 minutes tels que définis par la variation de Z &lt;10% dans les paramètres hémodynamiques et les gaz sanguins normaux, nous commençons un protocole expérimentald&#39;hypoxémie sévère qui est induite par l&#39;hypoxie alvéolaire normocapnic. Le porcelet est ventilé avec de l&#39;oxygène à 10-15% en augmentant la concentration d&#39;azote inhalé pendant 2h, dans le but de saturation en oxygène artériel de 30-40%. Ce degré d&#39;hypoxémie va produire l&#39;asphyxie clinique avec une acidose métabolique sévère, hypotension systémique et choc cardiogénique avec une hypoperfusion des organes vitaux. L&#39;hypoxie est suivie d&#39;une réoxygénation de l&#39;oxygène à 100% pendant 0,5 heure, puis 21% d&#39;oxygène pour 3.5h. Les interventions pharmacologiques peuvent être introduits en temps voulu et de leurs effets étudiés en aveugle, randomisée bloc-mode.

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A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Modèles animaux de grande taille ont de bonnes valeurs de translation dans l&#39;examen de la physiologie et de la pharmacologie de l&#39;asphyxie néonatale. Utilisation porcelets nouveau-nés, nous développons un protocole expérimental pour simuler l&#39;asphyxie néonatale, qui a des avantages de l&#39;étude des paramètres hémodynamiques systémiques et régionales, transport de l&#39;oxygène aux voies biochimiques et pathologiques et des corrélations.

Un modèle porcin de l&#39;asphyxie néonatale

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

Research

JoVE Journal

Medicine

14.2K vues.  University of Alberta. Modèles animaux de grande taille ont de bonnes valeurs de translation dans l'examen de la physiologie et de la pharmacologie de l'asphyxie néonatale. Utilisation porcelets nouveau-nés, nous développons un protocole expérimental pour simuler l'asphyxie néonatale, qui a des avantages de l'étude des paramètres hémodynamiques systémiques et régionales, transport de l'oxygène aux voies biochimiques et pathologiques et des corrélations.