Les auteurs tiennent à remercier le Dr Andrew King, Ph.D. et Katrina Roi pour la contribution des illustrations. NIH: R00HL087927.

1. Avant de commencer la procédure chirurgicale Remarque: Avant de commencer toute procédure d&#39;animaux vous assurer que vous avez obtenu l&#39;autorisation appropriée auprès de votre institution / organisation. Comme avec toutes les chirurgies de survie, assurez-vous que la chirurgie est effectuée dans des conditions stériles et les médicaments contre la douleur approprié et nécessaire des antibiotiques sont utilisés pour un résultat réussi. <ol><li> Avant de commencer la procédure de cathétérisme évaluer les cathéters en leur rinçage avec une solution saline stérile, pour s&#39;assurer qu&#39;ils sont patentes. </li><li> Anesthésier les rats. </li><li> Préparer le rat pour la procédure chirurgicale. <ol class="lalpha"><li> Rasez les poils des régions chirurgicale, qui comprennent l&#39;arrière du cou (entre les omoplates) et la région jambe intérieure. </li><li> En utilisant la Bétadine et un gommage éthanol à 70%, respectivement, frottez les régions rasé chirurgicale à partir du centre vers l&#39;extérieur et faire un balayage de circulaire. Répéterceci 3 fois pour chaque région, en finissant avec un nettoyage final avec 70% d&#39;éthanol. </li><li> Placez l&#39;animal sur une surface stérile et drapent lieu stérile sur des zones chirurgicales. (L&#39;utilisation de Presse-n-Seal est un drapage chirurgicale idéale permettant à l&#39;enquêteur de suivre l&#39;animal tout au long de la procédure.) </li></ol></li><li> S&#39;assurer que tous les outils chirurgicaux pour la chirurgie ont été stérilisés. </li></ol> 2. Préparation de spécialités chirurgicales pour le positionnement du cathéter <ol><li> Avec le rat pose couché (sur le ventre), font environ une demi-pouce (12 mm) incision horizontale sur le dos de la nuque au niveau des omoplates avec des ciseaux ou un scalpel, puis émoussée disséquer un sous-cutanée «poche» dans le dos à peu près la taille d&#39;un quart. Ceci sera utilisé comme un espace pour placer une petite quantité de tubes qui vont compenser la croissance des animaux et / ou le mouvement, c&#39;est à dire de telle sorte que le cathéter n&#39;est pas tiré sur et donc retiré de l&#39;artère qu&#39;elle était le lieud po (variante, cette étape peut être effectuée immédiatement avant le tunneling du cathéter.) </li><li> Placez le rat sur son dos (position couchée) et faire une incision dans la région inguinale [approximativement ½ pouce (12 mm) incision le long de l&#39;angle naturel de la patte arrière. </li><li> Blunt décortiquer pour séparer le tissu conjonctif (figure 1) (peut utiliser émoussée pointe des ciseaux, pinces hémostatiques, des cotons-tiges, etc) (typiquement par la tenue de votre paire de ciseaux à pointe émoussée et / ou des tampons de coton à un angle de 45 degrés ce qui assure la meilleure localisation de la région d&#39;intérêt) jusqu&#39;à ce que l&#39;artère et la veine fémorales sont exposés. <ol class="lalpha"><li> La veine est de couleur rouge foncé et l&#39;artère est plus claire et plus brillante que la veine. Le nerf qui longe l&#39;artère est blanchâtre dans le ton. </li></ol></li><li> Blunt disséquer dans la région de la jambe pour faire une petite région ouverte sous la peau (poche soit environ la taille d&#39;un trimestre) en suivant l&#39;intérieur de la jambe pour le placement d&#39;une petite section de la catheter (à nouveau pour prendre en compte et les mouvements des animaux croissance de l&#39;animal si le placement chronique). </li><li> Placez les écarteurs dans la zone d&#39;incision afin que vous puissiez pleinement l&#39;avis de l&#39;artère et la veine. </li><li> En utilisant une pince à pointe fine délicatement séparés du nerf (couleur blanchâtre) qui est le long de l&#39;artère fémorale loin de l&#39;artère et la veine. (Figure 2) Attention à ne pas couper ou endommager le nerf. </li><li> Séparée de l&#39;artère et la veine comme une seule unité, en essayant d&#39;exposer une section d&#39;environ ¼ pouces de longueur (5-7 mm) de l&#39;artère / veine. </li><li> Répétez le processus en séparant la veine de l&#39;artère. Gardez vos instruments chirurgicaux (pinces à-dire à pointe fine) perpendiculaire aux navires et à séparer les vaisseaux en parallèle. Cela aide à éviter les déchirures, piquant ou d&#39;endommager les vaisseaux. En plaçant la pince fine pointe doucement entre l&#39;artère et la veine du dessous et lentement l&#39;ouverture de la pince et en répétant cela, vous détachera lentement les vaisseaux. Remarque: si vous ne lacrymogènes ou d&#39;observer une certainesaignements utiliser un coton-tige stérile et / ou 2 x 2 de la gaze et la pression placer sur la zone jusqu&#39;à ce que le saignement s&#39;est arrêté, puis continuer avec la chirurgie. </li></ol> 3. Tunneling le cathéter <ol><li> Placez salines stériles trempées 2 x 2 gaze sur l&#39;incision et tourner à l&#39;animal de son estomac. </li><li> Placez la pince Rochester Pean (longue pince droite) dans l&#39;incision sur le dos qui a été fait auparavant et guider la pince sous-cutanée en bas du dos au niveau des hanches [assurer le bout des pinces hémostatiques sont pointés vers le haut (pas vers la colonne vertébrale ) pour éviter de blesser la moelle épinière]. Vers la région de la hanche tour de la pointe hémostatique vers l&#39;incision qui a été faite dans la région de la jambe et pousser la pointe de l&#39;hémostatiques hors de l&#39;incision jambe préparée. </li><li> Saisir doucement la fin des cathéters (pas la fin qui sera inséré dans l&#39;artère / veine) avec la pince et tirez doucement le cathéter dans la cavité qui a été faiteet finalement hors de l&#39;incision du cou. </li><li> Placez la seringue aiguille appropriée émoussé la pointe-rempli de 20 U / ml d&#39;héparine / salée à l&#39;extrémité des cathéters respectifs et remplir les cathéters (s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;ya pas de bulles d&#39;air) avec l&#39;héparine / salées. Une fois encore vérifier que les cathéters sont des brevets et qu&#39;aucun dommage est venu de les cathéters. Laisser les seringues attaché à l&#39;extrémité des lignes de sonde pour assurer l&#39;air n&#39;est pas en mesure d&#39;obtenir dans les lignes de sonde et tourner le rat sur son dos une fois de plus. </li></ol> 4. Insertion des cathéters dans la veine fémorale et l&#39;artère (figure 3) <ol><li> Placer un morceau plié de 4,0 stériles soie / fil sous la veine fémorale, puis couper la soie à l&#39;extrémité pliée. Il y aura maintenant deux morceaux de soie sous la veine. Ou encore, placez 2 morceaux de 4,0 soie sous la veine individuellement. </li><li> Séparée de la soie que vous avez placé sous la même veine, un morceau vers la jambe (extrémité distale) et l&#39;autre vers le corps. Tsoit une ligature lâche sur le côté le plus proche du corps, puis à l&#39;aide de petites pinces hémostatiques, saisir la soie et tirez enseigné, mais ne pas serrer le noeud. Tirez l&#39;autre morceau de soie, autant que possible vers la jambe (extrémité distale) et une cravate dans un noeud de cette triple, saisir la soie avec de petites pinces hémostatiques et tirez enseigné. Cette méthode permettra la veine se remplir de sang, ce qui rend plus facile de faire l&#39;incision de la ce qui est nécessaire pour insérer le cathéter (étape 4). </li><li> Placer 1-2 gouttes de lidocaïne sur la veine. </li><li> Utilisation de la micro-dissection Vanna ciseaux, faire une petite incision dans la veine d&#39;environ ¼ à travers et à un angle de 45 degrés. </li><li> Placez à pointe fine pince (45 forceps) dans l&#39;incision et en utilisant une autre paire de forceps; attentivement l&#39;alimentation dans le cathéter veineux. Ouvrez doucement les pinces qui sont placés dans la veine, car cela va permettre au chercheur de placer délicatement le cathéter veineux sous le forceps et dans la veine. </li><li> Lorsque le cathéter est entièrement insérée (approx. 6-7 cm) (en faisant le cathéter une marque est placée sur le cathéter pour aider le chirurgien dans l&#39;identification lorsque le cathéter est complètement inséré) (cette place le cathéter veineux dans la veine cave abdominale), serrer la ligature antérieure autour de la veine et le cathéter, un nœud triple (s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;est pas d&#39;occlusion de la veine). Utilisez la suture de soie près de la jambe (ligature postérieure) à la fois sécuriser le cathéter (noeud triple) et assurer le placement. Lentement reculer la seringue jusqu&#39;à ce qu&#39;il y est un peu de sang visible dans le cathéter, ce qui contribue à garantir que les nœuds de suture ne sont pas trop serrés et que le cathéter est fonctionnel. Après vérification, appuyez sur le piston jusqu&#39;à ce que le sang n&#39;est plus visible dans le cathéter. Remarque: il est possible d&#39;insérer deux cathéters dans la veine fémorale, si nécessaire. </li><li> Répétez les étapes 9-13 pour placer un cathéter dans l&#39;artère fémorale avec les exceptions suivantes: <ol class="lalpha"><li> Attachez la plus proche de la soie à la jambe (postérieure) avec un noeud triple et tirez tauGHT avant d&#39;attacher la ligature lâche près du corps (antérieure) avant de faire l&#39;incision pour la pose du cathéter. Cela permettra l&#39;artère se remplir de sang rend plus facile à couper. Assurer la suture proximale est tiré appris à obstruer l&#39;artère avant de couper l&#39;artère. Cela permettra d&#39;éviter la perte de sang lorsque la coupe est faite. </li><li> Insérer le cathéter artériel d&#39;environ 5 cm de l&#39;artère fémorale (cela place le cathéter dans l&#39;aorte abdominale). </li><li> Lors de la fixation du cathéter avec la suture, assurez-vous que la suture n&#39;est pas trop serré et occlusion du cathéter. </li></ol></li></ol> 5. Chirurgie Wrap-up <ol><li> Faire un centime à la boucle de taille trimestre dans les cathéters et les placer sur l&#39;intérieur de la jambe (la boucle doit tenir dans la zone qui a été émoussée disséqué plus tôt). Après avoir placé deux cathéters, les sécuriser avec 1-2 points de suture chirurgicale 5,0 dans la couche musculaire. </li><li> Fermer l&#39;incision avec 4,0 Ethilon avec des non-continues Sutures. </li><li> Tourner le rat sur son estomac et une autre boucle dans les cathéters de la taille d&#39;un quart et la place dans la poche disséquée dans le dos. Fermer l&#39;incision avec une suture. </li><li> En utilisant une goutte de Vetbond, sécuriser les cathéters dans le dos. </li><li> Fixer le cathéter à proximité de l&#39;incision avec des pinces hémostatiques retour rembourré et enlever les seringues des extrémités. </li><li> Monter le rat avec une veste de type rouleau, le plafond du cathéters (pour maintenir le verrou héparine), et retirez les pinces hémostatiques rembourré. </li></ol> - Pour l&#39;entretien à long terme remplacer la solution saline avec un cathéter 20 U / ml d&#39;héparine / salées. 6. Entretien du cathéter (port de gants stériles devraient être portés durant la procédure) <ol><li> Fixer le cathéter avec une pince rembourrée. </li><li> Enlevez le bouchon du cathéter. </li><li> Placez une seringue avec une solution à pointe émoussée verrouiller sur le cathéter. </li><li> Desserrer la pince. </li><li> Remplir le cathéter avec la solution de blocage (le volume est pré-DETErmined-typiquement 0,3 ml). </li><li> Fixer le cathéter tandis rinçage pour empêcher tout reflux du sang dans l&#39;extrémité du cathéter et retirer la seringue. </li><li> Remplacer le bouchon du cathéter. </li><li> Desserrer la pince et poussez doucement le bouchon en un peu pour s&#39;assurer qu&#39;aucun sang est à la pointe du cathéter. </li></ol> 7. Prélèvement de sang (port de gants stériles devraient être portés durant la procédure) Fixer le cathéter avec une pince rembourrée. <ol><li> Enlevez le bouchon du cathéter. </li><li> Lentement retirer solution de verrouillage aide d&#39;une seringue à pointe émoussée et le jeter. </li><li> Attacher une seringue d&#39;échantillonnage pour le cathéter et retirer lentement l&#39;échantillon. </li><li> Fixer le cathéter avec une pince rembourrée et le lieu d&#39;une seringue avec une solution de verrouillage sur le cathéter et re-remplir le cathéter avec la solution de verrouillage. </li><li> Fixer le cathéter tout en re-remplissage du cathéter avec la solution. </li><li> Re-insérer la fiche du cathéter. </li><li> Retirer les pinces rembourré et poussez doucement t<html> Il brancher un peu plus loin. </li></ol> 8. La perfusion de médicaments <ol><li> Fixer le cathéter avec une pince rembourrée. </li><li> Enlevez le bouchon du cathéter. </li><li> Lentement retirer solution de verrouillage aide d&#39;une seringue à pointe émoussée et le jeter. </li><li> Attacher une seringue remplie de drogue au cathéter et laisser infuser la substance dans l&#39;animal. <ul><li> on peut utiliser un robinet 3 voies ainsi que d&#39;un intermédiaire si plusieurs injections sont nécessaires, ce qui nécessite une perfusion moins fluide dans l&#39;animal. </li><li> on peut aussi joindre une pompe à perfusion constante seringue avec un filtre stérile pour perfusions continues. </li></ul></li><li> Clamp avec une pince rembourrée et le lieu d&#39;une seringue avec une solution de verrouillage sur le cathéter et re-remplir le cathéter avec la solution de verrouillage. </li><li> Fixer le cathéter tout en re-remplissage du cathéter avec la solution. </li><li> Re-insérer la fiche du cathéter. </li><li> Retirer les pinces rembourré et poussez doucement le bouchon dans un peu plus. </li></ol>e &quot;&gt; 9. pression artérielle et d&#39;échantillonnage de la fréquence cardiaque <ol><li> Fixer le cathéter artériel avec une pince rembourrée et enlever le bouchon du cathéter. </li><li> Fixer la ligne artérielle au transducteur de pression. </li><li> Suivez les instructions de fabrication pour utiliser le logiciel pour la collecte de pression artérielle. </li><li> A l&#39;issue de la période de surveillance de la pression artérielle, l&#39;aide de pinces de serrage rembourré le cathéter et se déconnecter du transducteur. </li><li> Rincer le cathéter avec la solution de verrouillage et de remplacer le bouchon du cathéter comme décrit ci-dessus. </li></ol> 10. Les résultats représentatifs Une mesure de pression sanguine représentant a été prise à partir d&#39;un animal conscient déplaçant librement et est présenté dans la Figure 4. Phényléphrine (3 ug / kg, iv), un alpha 1 agoniste des récepteurs adrénergiques, a été administré dans la veine fémorale en ligne pour augmenter la pression sanguine, tout en mesurant la pression artérielle de l&#39;artère fémorale en ligne. Phentolamine (4 mg / kg, iv),un inhibiteur non sélectif alpha-adrénergiques antagonistes, a ensuite été administré à abaisser la tension artérielle. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" /> Figure 1. Dissection du tissu. Avec le rat sur son dos, vous aurez fait environ un demi-pouce (12 mm) incision sur l&#39;angle de la patte arrière et l&#39;utilisation de ciseaux émoussés ou hémostatiques vous émoussée disséquer les tissus conjonctifs pour exposer l&#39;artère et la veine fémorales. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" /> Figure 2. Séparation de l&#39;artère et la veine fémorales du tissu conjonctif. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" /> Figure 3. Cathéter. L&#39;utilisation de micro-dissection Vanna ciseaux place une petite incision d&#39;environ ¼ de la manière à travers le vaisseau à un angle de 45 degrés (en haut) et le lieu à pointe fine pince dans ee et l&#39;incision en utilisant une autre paire de pinces nourrir le cathéter dans le vaisseau (au milieu). Enfin, à la fin du placement de la sonde de suture le cathéter en place (en bas). <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" /> Figure 4. Représentant mesurer la pression artérielle prises à partir d&#39;un animal conscient déplaçant librement.

<ol>
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Artérielle et cathétérisme de la veine ont historiquement été utilisés à la fois aiguë et chronique de surveiller la pression artérielle échantillon de sang, et de livrer des substances dans le modèle animal de rats expérimentaux 1-4. Un avantage majeur de ces instrumentations chirurgicales est qu&#39;il permet des procédures de surveillance, y compris la prise de sang l&#39;administration du médicament et de la pression artérielle, qui sera réalisée avec des perturbations minimales et / ou de stress à l&#39;animal 1. De nombreux chercheurs ont écrit des protocoles et des méthodologies spécifiques ont par lequel leur laboratoire effectue la procédure chirurgicale 5-8. La vidéo et des illustrations démontrent que notre laboratoire a trouvé le succès en ce qui concerne l&#39;artère fémorale et à la procédure de cathétérisme veineux. Les rats sont couramment utilisées en laboratoire pour une multitude d&#39;études scientifiques en raison de leur petite taille et de la commodité de la manipulation. Il ya plusieurs endroits où une maladie chroniquecathéter peut être placé dans un animal, y compris la veine jugulaire, l&#39;aorte abdominale, l&#39;artère carotide et l&#39;artère fémorale, pour n&#39;en nommer que quelques-uns. L&#39;emplacement de rats pour des résultats fémorale cathétérisme chronique dans la longueur accrue de perméabilité du cathéter et avait la récupération la plus rapide du poids des animaux pré-opératoire par rapport aux endroits autre cathéter 9. De nombreux chercheurs ont utilisé cathéters pour le prélèvement sanguin aiguë ainsi que chronique 1-5,11-13. Dans de nombreuses études de sang tirages multiples sont nécessaires d&#39;un animal et canulation externes / cathétérisme est une méthodologie qui est avantageux en raison de sa non-traumatique la nature, d&#39;ailleurs il peut être fait alors que l&#39;animal est conscient, n&#39;est donc pas limitée par les effets des anesthésiques et aussi les animaux peuvent être librement déplacer 1,10. La meilleure méthode par laquelle pour obtenir des échantillons de sang et de mesurer les hormones de stress chez les rongeurs a été longtemps débattu 6,13. En ce qui concerne pharmacocinétiques studies, le cathétérisme de l&#39;animal permet la recherche des prélèvements sanguins répétés avec retenue minimale lorsque vous utilisez un système de cathéter chroniquement implanté. En outre, des études ont montré une réduction des concentrations basales d&#39;adrénaline, la noradrénaline et la dopamine dans le plasma des rats se déplaçant librement (cathéter jugulaire) par rapport aux animaux qui ont été traitées (30 secondes) et ou bloqués (5 minutes) 14. Une autre méthode permettant de déceler une augmentation du stress est de mesurer les concentrations plasmatiques de corticostérone. Auparavant, il a été suggéré que, même après trois à quatre jours de temps de récupération chirurgicale que les niveaux de corticostérone plasmatique était élevée chez le rat chronique canule 15. Toutefois, les récentes améliorations de la méthodologie ont déterminé qu&#39;il n&#39;y a pas de différences dans les taux plasmatiques de corticostérone de base chez les rats veine jugulaire une canule par rapport aux rats uncannulated 16. En outre, la méthodologie pour l&#39;analyse HPLC corticostérone a également révélé que corticosterun niveaux sont élevés par le stress de retenue, mais stable après cathétérisme jugulaire 16. Une utilisation supplémentaire de cathétérisme chronique est la mesure de la pression artérielle et fréquence cardiaque chez les rongeurs. Il ya de multiples méthodes qui sont utilisées pour mesurer la pression artérielle et fréquence cardiaque chez le rat, telles que la non-invasive des méthodologies coiffe la queue, les procédures de radiotélémétrie et direct cathéters. Chaque méthode a ses avantages et ses inconvénients, qui sont décrits en détail dans d&#39;autres publications. Indwelling remplie de liquide cathéters peuvent être implantés dans des artères multiples au sein du rat. L&#39;artère fémorale est une artère, mais qui peuvent être utilisées pour cette mesure. Pour les mesures de taux de pression artérielle / coeur, l&#39;extrémité distale du cathéter est relié à un capteur de pression calibrée. Le cathéter peut être logé dans un ressort de protection qui est relié à un pivot pour permettre la libre circulation de l&#39;animal, ou attaché à un bouton de Surgiquement implanté à l&#39;animal. Les sondes à demeure ont l&#39;avantage de minimiser le stress à long terme sur l&#39;animal 17,18. De plus les matériaux sont peu coûteux, l&#39;étalonnage est facile de prendre des mesures de pression et continue à long terme des mesures peuvent être obtenus dans des conditions de stress relativement faible pour de nombreuses semaines 19. Nous serions négligents si nous ne mentionnions pas qu&#39;il ya des inconvénients à cette technique, y compris, il s&#39;agit d&#39;une technique chirurgicale invasive, l&#39;entretien du cathéter est nécessaire pour maintenir la perméabilité, des dommages à l&#39;artère due à l&#39;implantation du cathéter et le potentielle d&#39;infection pour en nommer quelques uns. Pour les mesures de chronique de la pression artérielle des enregistrements directs chroniquement implantés cathéters artériels sont techniquement plus difficiles mais ils sont plus précis et peut être effectué en continu, sans déranger l&#39;animal. Queue-coiffe des mesures sont moins précises, mais ils ne nécessitent pas de chirurgie et peuvent également être répétéeséd. Queue-coiffe des méthodologies ne nécessitent la manipulation ainsi que le chauffage de l&#39;animal à dilater les vaisseaux de queue pour faciliter la détection de l&#39;impulsion 20. Manipulation et le stress thermique ajoutée peuvent affecter les mesures de pression artérielle, ce qui ne fournissent pas de mesures vraiment précis. Par ailleurs, le non-directe queue coiffe méthode ne permet pas facilement de prélèvement sanguin simultané ou l&#39;administration du médicament. Une autre méthode par laquelle une mesure directe peut être réalisé en utilisant la méthodologie est télémétrique. Télémétrie permet de haute qualité des enregistrements de la pression artérielle (et d&#39;autres mesures) en continu pendant de longues périodes de temps dans conscients animaux se déplacent librement, sans contrainte ou anesthésiques 18. Cependant, les dispositifs de télémétrie tout idéal sont très coûteux. Par rapport à la télémétrie, des prestations de cathétérisme comprennent: une diminution de &quot;setup&quot; et les coûts opérationnels, la capacité à facilement administrer des médicaments et de prendre facilement des échantillons de sang dans la conscience des animaux se déplacent librement. L&#39;administions de drogues et substances, et l&#39;obtention d&#39;échantillons de sang de l&#39;animal de recherche peut être effectuée pendant minimalement déranger l&#39;animal, réduisant ainsi le stress à l&#39;animal et en permettant une mesure plus précise.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nom </td><td> Tapez </td><td> Société </td><td> Nombre de catalogue </td></tr><tr><td> Cathéter artériel </td><td> Consommables </td><td> ISC perfusion </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Cathéter veineux </td><td> Consommables </td><td> Commodities Scientific, Inc </td><td> BB518-20 &amp; BB31785-V / 2 </td></tr><tr><td> 27g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Équipement </td><td> Solutions intégrées de distribution, Inc </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Équipement </td><td> Solutions intégrées de distribution, Inc </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Équipement </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 / &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Quad Pont</a> </td><td> Équipement </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7.2</a> </td><td> Logiciel </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">Transducteur BP avec robinet &amp; Cable</a> </td><td> Équipement </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Swivel Single Channel </td><td> Équipement </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Simple Axe-contrepoids support pivotant </td><td> Équipement </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Harnais de perfusion Covance </td><td> Équipement </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Tableau Unité Haut anesthésie à l&#39;isoflurane </td><td> Équipement </td><td> Protech International, Inc </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Masque d&#39;anesthésie des rongeurs </td><td> Équipement </td><td> Protech International, Inc </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Chambre à induction rongeurs </td><td> Équipement </td><td> Protech International, Inc </td><td> CIR-01 </td></tr><tr><td> Bonbonne de gaz d&#39;anesthésie Filtre </td><td> Équipement </td><td> Protech internationalal, Inc </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Hotte à flux laminaire de table </td><td> Équipement </td><td> Sentry Air Systems, Inc </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster Golden A5 </td><td> Équipement </td><td> Oster Professional Products </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> Éclairage à fibres optiques avec le Guide col de cygne double </td><td> Équipement </td><td> LW Scientific, Inc </td><td> PEB-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> DeltaPhase Pad isotherme </td><td> Équipement </td><td> Braintree scientifique </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Coton-tige </td><td> Consommables </td><td> Manufacturing Company Solon </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Compresses de gaze 2 &quot;x2&quot; </td><td> Consommables </td><td> Curity Kendall </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> 5-0 Nylon </td><td> Consommables </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> Suture soie 4-0 </td><td> Consommables </td><td> DekNATEL </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Colle tissulaire </td><td> Consommables </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Splinter &amp; fixation forceps </td><td> Équipement </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Pinces Tissu étudiants </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Forceps / Bracken forceps </td><td> Équipement </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Pince extra fine Graefe </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Porte-aiguille Olsen Hegar </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Étudiant Halsted-Mosquito hémostatique </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean forcep </td><td> Équipement </td><td> Biomedical Research Instruments, Inc </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Ciseaux étudiants chirurgicale </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Dumont forceps </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro Ciseaux de dissection </td><td> Équipement </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Ciseaux Strabisme </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hémostatique Hartman </td><td> Équipement </td><td> Beaux-Sciences Tools, Inc </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Ciseaux Tissu </td><td> Équipement </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Rétracteur </td><td> Équipement </td><td> Custom Made </td><td></td></tr></tbody></table>

femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements

Dans plusieurs champs d&#39;étude, l&#39;accès au système circulatoire dans les études en laboratoire est nécessaire. Les études pharmacologiques chez des rats en utilisant des cathéters implantés chroniquement permettre à un chercheur de manière efficace et humaine administrer des substances, effectuer des prélèvements sanguins répétés et aide à conscientes des mesures directes de la pression artérielle et fréquence cardiaque. Une fois le cathéter est implanté de longue durée d&#39;échantillonnage est possible. La perméabilité de vie et le cathéter dépend de multiples facteurs, y compris la solution de verrouillage utilisé, le schéma de rinçage et matériau du cathéter. Cette vidéo va montrer la méthodologie de l&#39;artère fémorale et cathétérisme veineux chez le rat. En plus la vidéo sera de démontrer l&#39;utilisation de l&#39;veineuse fémorale et cathéters artériels pour le prélèvement sanguin, l&#39;administration du médicament et l&#39;utilisation du cathéter artériel en prenant des mesures de pression artérielle et fréquence cardiaque chez le rat dans une conscience libre-déplacement. Une sangle et harnais attaché à un système pivotant permet à l&#39;animal de se houtilisés et ont des échantillons prélevés par le chercheur avec une perturbation minimale de l&#39;animal. Pour maintenir la perméabilité du cathéter, prudent entretien quotidien du cathéter est nécessaire avec une solution de blocage (100 U / ml héparine salin), les machines-chaussée aiguilles émoussées seringue pointe et l&#39;utilisation de filtres seringue pour minimiser la contamination potentielle. Avec attention asepsie des techniques chirurgicales, les matériaux du cathéter adéquate et judicieuse des techniques d&#39;entretien du cathéter, il est possible de maintenir les cathéters de brevets et des animaux sains pour de longues périodes (plusieurs semaines).

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Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Cathétérisme chronique des vaisseaux sanguins chez le rat est souvent nécessaire pour l&#39;administration de substances, d&#39;obtenir un échantillon de sang sur une période de temps ou pour directement conscients de la pression artérielle. Cathétérisme artériel fémoral du rat et les mesures correspondantes de la pression artérielle chez l&#39;animal éveillé sera démontrée.

Fémorale cathétérisme artériel et veineux pour le prélèvement sanguin, Drug Administration et la pression artérielle Conscient et Mesures du rythme cardiaque

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

123.9K vues.  Michigan State University. Cathétérisme chronique des vaisseaux sanguins chez le rat est souvent nécessaire pour l'administration de substances, d'obtenir un échantillon de sang sur une période de temps ou pour directement conscients de la pression artérielle. Cathétérisme artériel fémoral du rat et les mesures correspondantes de la pression artérielle chez l'animal éveillé sera démontrée.

Vidéo: Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cathétérisme de l&#39;artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Recherche

Médecine

Quantification of the Immunosuppressant Tacrolimus on Dried Blood Spots Using LC-MS/MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United States. Tacrolimus is a narrow therapeutic index drug and as such requires therapeutic drug monitoring and dose adjustment based on its whole blood trough concentrations. To facilitate home therapeutic drug and adherence monitoring, the collection of dried blood spots is an attractive concept. After a finger stick, the patient collects a blood drop on filter paper at home. After the blood is dried, it is mailed to the analytical laboratory where tacrolimus is quantified using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) in combination with a simple manual protein precipitation step and online column extraction.
For tacrolimus analysis, a 6-mm disc is punched from the saturated center of the blood spot. The blood spot is homogenized using a bullet blender and then proteins are precipitated with methanol/0.2 M ZnSO4 containing the internal standard D2,13C-tacrolimus. After vortexing and centrifugation, 100 &#181;l of supernatant is injected into an online extraction column and washed with 5 ml/min of 0.1 formic acid/acetonitrile (7:3, v:v) for 1 min. Hereafter, the switching valve is activated and the analytes are back-flushed onto the analytical column (and separated using a 0.1% formic acid/acetonitrile gradient). Tacrolimus is quantified in the positive multi reaction mode (MRM) using a tandem mass spectrometer.
The assay is linear from 1 to 50 ng/ml. Inter-assay variability (3.6%-6.1%) and accuracy (91.7%-101.6%) as assessed over 20 days meet acceptance criteria. Average extraction recovery is 95.5%. There are no relevant carry-over, matrix interferences and matrix effects. Tacrolimus is stable in dried blood spots at RT and at +4 &#176;C for 1 week. Extracted samples in the autosampler are stable at +4 &#176;C for at least 72 hr.

Here we describe a high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) assay to quantify the immunosuppressant tacrolimus in dried blood spots using a simple manual protein precipitation step and online column extraction.

Quantification de l&#39;immunosuppresseur tacrolimus sur des taches de sang séché en utilisant LC-MS / MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring cardiomyocytes lost due to injury and disease. In contrast to the robust cardiac regeneration of certain lower vertebrates, adult mammalian hearts typically show minimal capacity for heart regeneration and repair. However, recent studies have sparked considerable scientific interest with the finding that, between postnatal day 1 to 7 (P1 to P7), the neonatal mouse heart retains significant regenerative potential after apical resection (i.e., surgical amputation and exposure of left ventricular apex). One major controversy over this finding might be due to the diverse surgery-related procedures used in efforts to replicate or expand upon this important finding. These instructions dynamically present the materials and methodology for apical resection in a mouse model. The salient steps of this rodent survival surgery involve hypothermia anesthesia, thoracotomy, surgical amputation of heart ventricular apex, and suture and recovery of mice. The approach described could expand the application of the apical resection mouse model for cardiovascular research.

A step-by-step video protocol of apical resection is demonstrated in this study. Apical resection is a recently highlighted surgical approach in mammalian heart regeneration research. This study may promote the application of apical resection as a standard methodology in research into the mechanism underlying heart regeneration.

Modèle apicale résection souris pour étude au début de régénération de coeur de mammifère

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Nouvelle approche pour l’enregistrement simultané de l’activité nerveuse sympathique rénale et de la pression artérielle avec une perfusion intraveineuse, conscients, souris sans retenue.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Un modèle d’ischémie cardiaque chronique chez les porcs à l’aide d’un Constrictor Améroïde

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Routine Screening Method for Microparticles in Platelet Transfusions

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood banks. Cells fragment off microparticles (MP) when they are stressed. Blood and blood components may contain cellular fragments from a variety of cells, most notably from activated platelets. When performing their roles as innate immune cells and major players in coagulation and hemostasis, platelets change shape and generate microparticles. With dynamic light scattering (DLS)-based microparticle detection, it is possible to differentiate activated (high microparticle) from non-activated (low microparticle) platelets in transfusions, and optimize the use of this scarce blood product. Previous research suggests that providing non-activated platelets for prophylactic use in hematology-oncology patients could reduce their risk of becoming refractory and improve patient care. The goal of this screening method is to routinely differentiate activated from non-activated platelets. The method described here outlines the steps to be performed for routine platelet inventory management in a hospital blood bank: obtaining a sample from a platelet transfusion, loading the sample into the capillary for DLS measurement, performing the DLS test to identify microparticles, and using the reported microparticle content to identify activated platelets.

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative in hospital blood banks. The goal is to differentiate activated from non-activated platelets to optimize the use of platelets. Providing non-activated platelets to hematology-oncology patients might reduce their high risk to become refractory.

Routine de procédé de criblage de microparticules dans les Transfusions de plaquettes

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood ...

Absorbent Microbiopsy Sampling and RNA Extraction for Minimally Invasive, Simultaneous Blood and Skin Analysis

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, we describe the protocol for using&#160;an absorbent microneedle-based device, absorbent microbiopsy, for minimally invasive sampling of skin and blood mixture. Our goal is to help facilitate rapid progress in clinical research, the establishment of biomarkers for skin disease and reducing the risk for clinical research participants. In contrast to conventional skin biopsy techniques, the absorbent microbiopsy can be performed within seconds and does not require intensive training due to its simple design. In this report, we describe the use of absorbent microbiopsy, including loading and application, on a&#160;volunteer. Then, we show how to isolate RNA from the absorbed sample. Finally, we demonstrate the use of quantitative reverse transcription PCR (RT-qPCR) to quantify mRNA expression levels of both blood (CD3E and CD19) and skin (KRT14 and TYR). The methods that we describe utilize off the shelf kits and reagents. This protocol offers a minimally invasive approach for simultaneous sampling of skin and blood within the same absorbent microbiopsy matrix. We have found human ethics committees, clinicians and volunteers to be supportive of this approach to dermatological research.

In this article, we demonstrate how the absorbent microbiopsy technique is performed and how the sample can be used for RNA extraction for simple and simultaneous sampling of skin and blood in a minimally invasive manner.

Microbiopsy absorbant d’échantillonnage et d’Extraction de l’ARN pour mini-Invasive, simultané de sang et analyse de la peau

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

Enregistrement simultané de l’électrocardiographie et envahissantes sang pression mesure chez les Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

Un modèle d’interposition veineuse de lapin imitant la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine pour évaluer l’hyperplasie intimale sous la tension artérielle

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...