L&#39;étude a été soutenue financièrement par la Fondation Lundbeck, les Karen Jensen Fondation Elise, Le Fonds de recherche en santé du Danemark Région Centrale et de l&#39;Institut de Médecine clinique Aarhus University Hospital. Nous reconnaissons avec gratitude l&#39;aide habile de Donald F Smith, Anders Steen Soerensen, Henrik Soerensen, Asbjoern Ettrup-Christensen, et le personnel de Paaskehoejgaard.

1. L&#39;intubation <ol><li> Equipement nécessaire pour l&#39;intubation endotrachéale: des moyens de ventilation assistée, élingues pour l&#39;ouverture de la bouche, l&#39;aspiration à basse pression avec la pointe émoussée, laryngoscope à lame droite vétérinaires entre 17 et 25 cm de long, stylet, une seringue avec de l&#39;air, un stéthoscope et le ruban adhésif. Pour les adultes Göttingen miniporcs une taille de sonde endotrachéale 5 à 7 mm est approprié 10. Dans cette vidéo, un tube de 5,5 mm a été utilisée 10. </li><li> Le porc miniature est placée sur son dos et correctement soutenue afin d&#39;assurer que le passage du larynx est bien droit. </li><li> La langue est sorti légèrement et la mâchoire maintenue ouverte par un assistant, sans étendre démesurément la tête. Rotation des voies respiratoires ou la prolongation excessive de la tête peut obstruer les voies respiratoires, rendant l&#39;ouverture du larynx plus difficiles à identifier et à compliquer la position endotrachéale du tube. </li><li> Le laryngoscope est passé dans la cavité du pharynx et utilisé pour abaisser la langue, faisant de l&#39;épiglotte visibles. La pointe de l&#39;aspiration est utilisé pour déplacer l&#39;épiglotte du palais mou. La pointe du laryngoscope est alors utilisé pour appuyer sur l&#39;épiglotte vers le haut vers la base de la langue, révélant l&#39;ouverture du larynx. </li><li> Les cartilages aryténoïdes et des cordes vocales entrent en vue et le tube endotrachéal est avancé doucement avec une légère rotation, dans la trachée pendant l&#39;expiration. </li><li> Le ballonnet du tube est gonflé selon les spécifications de fabrication tout en prenant soin d&#39;éviter l&#39;inflation excessive, qui peut provoquer un gonflement et un œdème des voies respiratoires. Les porcs ont une bronche pour ventiler le droit du lobe crânienne pulmonal. Il est donc important de placer le tube au-dessus de la bifurcation trachéale. Ceci est facilité par l&#39;utilisation de la taille du tube correct et surtout par l&#39;accrochage de l&#39;extrémité proximale du tube au niveau du museau à l&#39;aide de ruban adhésif. </li><li> Lorsque le cobaye est correctement intubé, un passage libre de l&#39;air doit être ressenti par le tube, et l&#39;auscultation du thorax devrait révéler les sons de respiration à la fois dans le côté gauche et droite du thorax. </li><li> Après la connexion du ventilateur avec le système de surveillance pour le cobaye, physiologiques expiratoire maximal des valeurs de dioxyde de carbone devraient être mesurables et la courbe de dioxyde de carbone qui suit le modèle de respiration décidé par le réglages du ventilateur 6,10 peuvent être observés. </li><li> Le dioxyde de carbone et des valeurs d&#39;oxymétrie peut d&#39;abord être affectés par la prémédication et l&#39;induction anesthésique. Cependant, ces valeurs devraient revenir rapidement à la normale avec une bonne ventilation 6,10. Tout signe de cyanose, malgré artificielle assistée de ventilation indiquent un mauvais positionnement du tube. L&#39;erreur la plus courante est le placement involontaire du tube dans l&#39;œsophage. </li></ol> 2. Cathétérisme vésical transurétrale <ol><li> Cette procédure est uniquement pour les porcs femelles. Pour miniporcs adulte une taille de sonde de Foley française 8 ou 10 est approprié. En raison de la courbure et la taille de l&#39;ouverture externe de l&#39;urètre, un cathéter avec le stylet est préférable. Un spéculum nasal peut être utilisé dans de petites miniporcs alors un spéculum avec lames plus longues peuvent être utiles pour les grands animaux. L&#39;équipement nécessaire comprend également une pointe émoussée pince-, une seringue avec une solution saline, du lubrifiant et un sac de système fermé d&#39;urine de drainage. </li><li> Afin de mieux visualiser l&#39;orifice urétral externe pendant un cathétérisme le cobaye est placé sur son dos avec un soutien en vertu de la région lombaire, pendant qu&#39;un assistant tire les pattes postérieures céphalique. </li><li> Le spéculum lubrifié est inséré et ouvert à visualiser la paroi vaginale. La femelle l&#39;ouverture urétral externe est situé dans le plancher du vagin environ un tiers à la moitié de la distance sur le col (Fig. 1A). Cependant, parce que l&#39;animal est placé sur le dos, la position de l&#39;ouverture de l&#39;urètre sera semblent être inversé. </li><li> Le cathéter est contrôlé avec la pince émoussée-tip, donc l&#39;extrémité du cathéter est dans la continuation de la pince. Insérez soigneusement le cathéter dans l&#39;urètre (Fig. 1B). L&#39;urètre est facilement traumatisés si trop de force est utilisée pendant un cathétérisme. Toutefois, une légère résistance peut d&#39;abord se faire sentir avant le cathéter a passé le sphincter urinaire externe. Si ce problème persiste, cela peut indiquer que l&#39;animal n&#39;est pas assez profondément sous sédation. La solution est d&#39;attendre un peu et de laisser l&#39;anesthésie de prendre son effet. </li><li> Comme le cathéter atteint la vessie, retirer le stylet, et d&#39;urine seront vus couler. </li><li> Gonflez le ballon avec une solution saline, conformément aux spécifications de la fabrication et tirez doucement le cathéter jusqu&#39;à ce que le ballon rentre dans le col de la vessie. </li><li> Fixez le sac en système clos de drainage d&#39;urine. </li><li> Tape le cathéter à la queue pour éviter le déplacement accidentel de la sonde lors de la manipulation de l&#39;animal. </li></ol> 3. L&#39;artère fémorale et la veine catheterization <ol><li> L&#39;équipement nécessaire comprend: scalpel, émoussée pointe des ciseaux chirurgicaux, des forceps de tissu, de petites pointes émoussées pinces chirurgicales, petite écarteur auto-maintien, porte-aiguilles, des swaps chirurgicaux, suture avec aiguille, solution saline héparinée comme un ras-fluide pour maintenir la perméabilité du cathéter , deux de calibre 18 IV canule, deux 4-française gaines pointe brite avec introducteur et de guide-fil de Seldinger. </li><li> La profondeur de l&#39;anesthésie doivent être évalués en testant les réflexes douleurs interdigitaux avant d&#39;entamer la procédure. </li><li> L&#39;artère et la veine fémorales sont abordées avec le cobaye placé sur son dos et la jambe arrière rétracté latéralement. Identifier dans le pli de peau entre le muscle gracile et couturier, où la pulsation de la partie superficielle de l&#39;artère saphène médial disparaît. </li><li> Faire une incision cutanée longitudinale superficielle crânienne à ce point, évitant ainsi d&#39;endommager les vaisseaux inadvertance médial saphène. </li><li> Utiliser une pointe de ciseaux émoussés pour disséquer le tissu sous-cutané. </li><li> La division aponévrose du muscle couturier et gracile est divisé crânienne sur le site de pénétration des vaisseaux médial saphène, d&#39;abord avec une petite pointe émoussée-pinces chirurgicales et ensuite numériquement. </li><li> Les deux groupes de muscles sont séparés par un écarteur auto-statique petits tout en prenant soin de ne pas endommager le nerf fémoral et des vaisseaux. </li><li> L&#39;artère est isolée pour une longueur d&#39;environ 1 à 2 cm en utilisant une dissection. </li><li> Tournez l&#39;aiguille Venflon biseauté de sorte que le lumen est orientée vers le haut. Plier l&#39;aiguille un peu donc il va suivre la courbure des navires plus facilement. N&#39;oubliez pas de vérifier que l&#39;aiguille ne peut toujours aller et venir avec peu d&#39;effort. </li><li> L&#39;artère est percée, l&#39;aiguille rétracté et le fil-guide de Seldinger est insérée dans le tube Venflon. </li><li> Retirer le tube Venflon tout en douceur en appliquant une pression sur l&#39;artère afin d&#39;assurer la fixation du fil guide. </li><li> La gaine avec introducteur est inséré sur le fil de Seldinger et avancé à la position souhaitée, après quoi l&#39;introducteur et le fil de Seldinger est enlevé. </li><li> La veine fémorale est situé juste en dessous et en dedans de l&#39;artère. Après avoir isolé la veine à l&#39;aide dissection, la veine est canulée comme décrit précédemment pour l&#39;artère. </li><li> Pour vérifier que les artères et veines sont correctement cathétérisés, prélever du sang de deux gaines et de comparer la couleur des échantillons. Chaque fois que le dessin d&#39;un échantillon de sang, n&#39;oubliez pas de rincer ensuite avec une solution saline les cathéters héparinés afin de maintenir la perméabilité du cathéter. </li><li> Les cathéters sont sécurisés et la peau est fermée avec quelques points de suture. </li><li> Une boucle de navire peut être placée autour de l&#39;artère et la veine, afin de fixer les vaisseaux avant la ponction. Malgré ses avantages, nous avons généralement d&#39;éviter cette étape supplémentaire, car elle nécessite une dissection plus de vaisseaux et peut augmenter le risque d&#39;endommager les branches latérales et en profondeur. </li></ol> 4. Perfusion Transcardial <ol><li> Le matériel suivant est nécessaire pour la procédure: le système de perfusion (Fig. 2), les liquides de perfusion pertinents, un scalpel, émoussé pointe des ciseaux chirurgicaux, ciseaux os, et deux grandes auto-maintien d&#39;une pince dont au moins un a une pointe recourbée. Une auto en conservant écarteur sternal n&#39;est pas absolument nécessaire, mais elle facilite considérablement la procédure. </li><li> Perfusion Transcardial doit être effectuée dans une pièce bien aérée avec un système d&#39;extraction des fumées à haute puissance et des équipements qui permettent la collecte de liquides perfusat et de sang pour l&#39;élimination sans danger ultérieur. </li><li> Après injection intraveineuse d&#39;une dose létale de pentobarbital, le test du réflexe de la douleur interdigitaux avant de continuer. </li><li> Le meilleur accès vers le cœur et l&#39;aorte est fourni via une sternotomie médiane. Faire une incision cutanée longitudinale profonde, s&#39;étendant de la manubrium au processus xiphoïde du sternum. Accéder à la cavité thoracique en faisant une petite incision dans le diaphragme juste en dessous de la pointe du sternum. </li><li> Insérez la cisaille osseuse dans la cavité thoracique et coupent le sternum. Des précautions doivent être prises lors de l&#39;exécution de cette procédure, parce que le cœur peut être adhérent à un certain endroit à l&#39;intérieur du sternum. Par conséquent, assurez-vous que la lame de la cisaille os repose en tout temps dans la cavité thoracique, contre l&#39;intérieur du sternum. </li><li> Après le sternum a été divisé, mis dans le écarteur autostatique sternale et ouvrir la cavité thoracique. </li><li> Si encore intacte, faire une petite incision dans le péricarde à la pointe du cœur et ensuite numériquement ouvrir le sac péricardique. </li><li> Identifier le ventricule gauche, l&#39;oreillette droite et l&#39;aorte avec la veine cave supérieure (Fig. 1C) </li><li> Faire une petite entaille superficielle près de la pointe du cœur et de l&#39;accès du ventricule gauche par perforation du myocarde avec un instrument contondant pointe. </li><li> Insérez le perfusions canule à l&#39;intérieur du ventricule gauche et déplacer les extrémité de la canule dans l&#39;aorte céphalique. </li><li> Lorsque la canule se fait sentir entre les doigts de l&#39;aorte, pince la canule en place avec la pince à auto-maintien incurvé. </li><li> Faire une incision dans l&#39;oreillette droite et commencer le fixateur injection à travers la canule de perfusion. Le flux de perfusat dans l&#39;aorte peut se faire sentir, et le sang versera à travers l&#39;oreillette droite incisées que le débit du perfusat dans les vaisseaux miniporc continue. Remarquez comment perfusion systémique avec du paraformaldéhyde induit une hyperextension des membres et des spasmes de la musculature superficielle due à l&#39;aldéhyde-réticulation des nerfs et des muscles. Lorsque vous utilisez un système de perfusion alimentée par l&#39;air comprimé au lieu de la pesanteur, assurez-vous d&#39;enlever la canule, ou serrer le tube de silicone clair, avant que la cartouche est vide, afin d&#39;éviter l&#39;air de pénétrer dans le système vasculaire. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. R: La femelle Göttingen miniporc ouverture urétral externe. B: L&#39;ouverture urétrale après l&#39;insertion d&#39;un cathéter C:. Vue ventrale du cœur miniporc après sternotomie médiane. <img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. R: Le système de perfusion se compose de tubes en entrée avec une valve de pression réglable et d&#39;un levier utilisé pour contrôler l&#39;entrée d&#39;air comprimé dans le récipient contenant le liquide de perfusion. Tube en silicone clair relie le récipient à une canule émoussée pointe faite d&#39;un tuyau de 4 mm d&#39;acier B et C:. En compressant le levier d&#39;entrée, la pression monte dans le conteneur et le perfusat est propulsé à travers la canule D:. Lorsque le clair tube en silicone et la canule sont remplis de liquide de perfusion, l&#39;écoulement est arrêté avec une pince et le système est prêt à l&#39;emploi.

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Toutes les procédures ont été approuvées par l&#39;Agence danoise des animaux d&#39;expérimentation Inspection, Ministère danois de la Justice et ont été menées conformément aux &quot;Principes de soins des animaux de laboratoire» (NIH Publication No. 86-23, révisée en 1985).

Cette présentation fournit, étape par étape les instructions visuelles sur la façon d&#39;effectuer quatre procédures fréquemment utilisés dans la recherche miniporc 12,13. Les techniques décrites peuvent être utilisées avec peu ou aucune adaptation chez les porcs Landrace et autres animaux de recherche importants tels que les chiens et les moutons 14. Une technique aseptique doit être utilisée pour éviter les infections, lorsqu&#39;il accomplit les procédures décrites dans les études de survie. L&#39;induction de l&#39;anesthésie est important pour le bien-être animal et des raisons scientifiques, et devrait fournir l&#39;absence de réflexes cornéens et une bonne relaxation musculaire, avant l&#39;intubation endotrachéale est tentée. Cependant, parce que les anesthésiques utilisés pour l&#39;induction ne sont pas donnés à doses fixes, mais administré jusqu&#39;à l&#39;effet désiré est observé, il est important de surveiller de près l&#39;animal en raison du risque d&#39;apnée, surtout si vous utilisez le propofol 6,10. Pour l&#39;intubation trachéale, l&#39;utilisation de spray xylocaïne ou un relaxant musculaire peut faciliter l&#39;introduction du tube, mais l&#39;utilisation de bloqueurs neuromusculaires ne doit être effectué par du personnel qui sont bien formés à ces procédures afin de se conformer aux règles d&#39;éthique. Il faut prendre soin de ne pas traumatiser le passage du larynx pendant l&#39;intubation, afin d&#39;éviter un gonflement de la trachée et l&#39;oedème. Oedème des voies respiratoires peut être traitée avec des AINS ou similaire anti-inflammatoires 10. Les porcs peuvent être intubé à partir de positions différentes, mais ayant l&#39;animal sur son dos a tendance à être plus facile pour ceux qui effectuent régulièrement l&#39;intubation humaine, car elle présente les voies respiratoires de façon similaire 6. L&#39;erreur la plus commune pendant l&#39;intubation est le placement involontaire du tube dans l&#39;œsophage, qui est situé juste en dessous du passage du larynx lorsque l&#39;animal est placé sur le dos. Remarque, le tube ne doit jamais être avancé sans avoir d&#39;abord identifier clairement les cartilages aryténoïdes et des cordes vocales. Cathétérisme transurétrale de la vessie par l&#39;urètre se fait facilement chez les porcs femelles, alors que cette procédure est extrêmement difficile, voire impossible, chez les hommes 6. Il faut noter que depuis l&#39;orifice urétral féminine est antérieure du vagin, la plus grande ouverture vaginale peut être tort cathétérisés. L&#39;utilisation de lubrifiant stérile et de désinfection est conseillé pour les études de survie. Par ailleurs, lubrifiant avec effet anesthésique local peut faciliter la procédure de cathétérisme. Lorsque vous effectuez l&#39;artère fémorale et cathétérisme veine, le choix de cathéters navire et comment ils sont sécurisés diffèrent entre la non-survie et les études de survie, surtout lorsque les cathéters sont implantés pour une période de temps prolongée 6. Pour les cathéters par exemple pour l&#39;implantation chronique devraient être hautement biocompatible, des perles de rétention ou les poignets pour fixation ainsi que ne pas traumatiser la paroi des vaisseaux avec le temps, induisant ainsi une thrombose ou d&#39;érosion 6. Dans la vidéo, nous utilisons un système fermé alimenté par l&#39;air comprimé pour perfusion transcardial. Une autre option est d&#39;utiliser un système piloté par la gravité. L&#39;avantage des systèmes de gravité par rapport aux systèmes utilisant l&#39;air comprimé est qu&#39;ils sont simples, efficaces et ne présentent aucun risque d&#39;air sous pression dans le système vasculaire. Cependant, la pression hydrostatique exercée par les systèmes de gravité change continuellement durant la perfusion, et cela peut affecter les résultats histologiques 15. Selon le type d&#39;études histopathologiques l&#39;on veut réaliser, il peut être avantageux pour perfuser l&#39;animal avec une solution saline héparinée premier. C&#39;est notamment lors de l&#39;exécution importantance coloration par immunofluorescence afin d&#39;éviter les problèmes causés par autofluorescence érythrocytes. Par ailleurs, si l&#39;organe d&#39;intérêt est le cerveau, l&#39;aorte descendante pourrait être serrée pour sauver fixateur. Cependant, chez les porcs, cette étape implique la dissection supplémentaires et prolonger la procédure.

<table border="1"><tbody><tr><th> Procédure </th><th> Équipement </th><th> Société </th><th> Catalogue numéro </th></tr><tr><td> L&#39;intubation </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Respirateur </td><td> Datex-Ohmeda S / S Avance, GE Healthcare </td><td> 1009-9002-000 </td></tr><tr><td></td><td> D&#39;aspiration avec la pointe émoussée </td><td> Unomedical </td><td> 34091181 </td></tr><tr><td></td><td> Laryngoscope </td><td> Miller </td><td> 85-0045 (ensemble Laryngoscope) </td></tr><tr><td></td><td> Tube endotrachéal 5,5 mm ID </td><td> Smiths Medical International Ltd </td><td> 100/199/055 </td></tr><tr><td></td><td> Stylet </td><td> Hudson RCI </td><td> 5-151001 </td></tr><tr><td></td><td> Seringue 5ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Stéthoscope </td><td> Martin </td><td> 17-262-00 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cathétérisme de la vessie </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> AquaFlate glycérine silicone sonde de Foley 8-française avec le stylet </td><td> Rüsch </td><td> 178003 </td></tr><tr><td></td><td> Spéculum nasal </td><td> Martin </td><td> 36-859-50 </td></tr><tr><td></td><td> Speculum rectale </td><td> Martin </td><td> 30-613-15 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt pointe pince </td><td> Martin </td><td> 13-374-16 </td></tr><tr><td></td><td> Gel lubrifiant cathéter </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Cathejell lidocaïne </td><td> Montavit </td><td> CJL08501 </td></tr><tr><td></td><td> Peigne Instillagel. </td><td> Farco Pharma </td><td> 08-40-200 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Sac de drainage d&#39;urine A4 </td><td> Unomedical </td><td> 38 155 1S </td></tr><tr><td></td><td> Ruban adhésif </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> L&#39;artère fémorale et cathétérisme veineuse </</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Scalpel </td><td> Martin </td><td> 10-295-11 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt pointe des ciseaux chirurgicaux </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Pinces Tissu </td><td> Martin </td><td> 12-100-14 </td></tr><tr><td></td><td> Petite pointe émoussée pinces chirurgicales </td><td> Martin </td><td> 13-375-13 </td></tr><tr><td></td><td> Petit enrouleur tissu auto-maintien </td><td> Martin </td><td> 15-753-13 </td></tr><tr><td></td><td> Needleholder </td><td> Martin </td><td> 20-634-14 </td></tr><tr><td></td><td> Swaps chirurgicale </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Suture avec aiguille </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Saline </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Héparine </td><td> LEO </td><td> 585679 </td></tr><tr><td></td><td> De calibre 18 Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393206 </td></tr><tr><td></td><td> 4-française gaines pointe brite avec introducteur et de guide-fil de Seldinger </td><td> Cordis </td><td> 154-2629-1/0017 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Perfusion Transcardial </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Système de perfusion sous pression </td><td> Accueil à partir de pièces disponibles dans la plupart des magasins de matériel professionnel </td><td></td></tr><tr><td></td><td> Système d&#39;extraction des fumées </td><td> Gram A / S </td><td> 01750000 et 0303700 </td></tr><tr><td></td><td> Perfusant 5L </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Blunt pointe des ciseaux chirurgicaux </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Cisailles à os </td><td> TSF </td><td> 16150-24 </td></tr><tr><td></td><td> Grandes courbes pointe de l&#39;auto-Davier </td><td> Martin </td><td> 13-421-18 </td></tr><tr><td></td><td> Auto conservant écarteur sternal </td><td> Rudolf médicale </td><td> 7520-10 </td></tr><tr><td></td><td> Pentobarbital</td><td> The Royal vétérinaire et agricole de l&#39;Université (KVL) </td><td> 200 mg / ml </td></tr><tr><td></td><td> De calibre 22 Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393202 </td></tr></tbody></table>

basic surgical techniques in the g&ouml;ttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion

L&#39;émergence de l&#39;miniporc Göttingen dans la recherche de sujets tels que la neuroscience, de la toxicologie, le diabète, l&#39;obésité et la chirurgie expérimentale reflète l&#39;étroite ressemblance de ces animaux à l&#39;anatomie et la physiologie humaines 1-6. La taille de la miniporc Göttingen permet l&#39;utilisation des instruments chirurgicaux modalités d&#39;imagerie des équipements et avancées similaires à celles utilisées chez l&#39;homme 6-8. Le but de cette vidéo pédagogique est d&#39;augmenter la sensibilisation sur la valeur de miniporcs dans la recherche biomédicale, en démontrant comment effectuer une intubation trachéale, cathétérisme vésical transurétrale, l&#39;artère fémorale et cathétérisme de la veine, ainsi que la perfusion transcardial. L&#39;intubation endotrachéale doit être effectuée chaque fois qu&#39;un miniporc subit une anesthésie générale, car elle maintient une perméabilité des voies respiratoires, permet une ventilation assistée et protège les voies respiratoires d&#39;aspiration. Cathétérisme vésical transurétrale peuvent fournir des informations utiles sur l&#39;état d&#39;hydratation sujet ainsi que la fonction rénale et cardiovasculaire pendant de longues procédures chirurgicales. Par ailleurs, le cathétérisme urinaire peut empêcher la contamination de délicates médico-technique des équipements et l&#39;extension vessie douloureuse qui peut nuire à l&#39;animal et inutilement l&#39;influence de l&#39;expérience en raison de tonus vagal augmenté et modifié les paramètres physiologiques. Cathétérisme artériel et veineux est utile pour obtenir des échantillons de sang répétées et la surveillance de divers paramètres physiologiques. Cathétérisme des vaisseaux fémoraux est préférable à un cathétérisme des vaisseaux du cou pour faciliter l&#39;accès, lors de la réalisation des expériences impliquant basée sur des trames neurochirurgie stéréotaxique et l&#39;imagerie cérébrale. Lorsque vous effectuez un cathétérisme navire dans les études de survie, une stricte asepsie doivent être respectées pour éviter les infections 6. Perfusion Transcardial est la méthode de fixation le plus efficace, et donne des résultats prééminent lors de la préparation des organes miniporc pour l&#39;histologie et histochimie 2,9. Pour plus d&#39;informations sur l&#39;anesthésie, la chirurgie et les techniques expérimentales chez le porc en général, nous nous référons à Swindle 2007. Informations supplémentaires sur une prémédication et l&#39;induction de l&#39;anesthésie, la ventilation assistée, l&#39;analgésie, les soins pré-et postopératoire des miniporcs Göttingen sont disponibles via Internet à l&#39;adresse <a href="http://www.minipigs.com">http://www.minipigs.com</a> 10. Pour des informations détaillées sur l&#39;anatomie porcine nous nous référons à Nickel et al. Vol. 1 au 5 novembre.

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Basic Surgical Techniques in the G&amp;#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

L&#39;utilisation de porcs domestiques et les miniatures dans la science a considérablement augmenté ces dernières années. En démontrant comment effectuer une intubation, cathétérisme vésical transurétrale, l&#39;artère fémorale et cathétérisme de la veine, ainsi que la perfusion transcardial, nous visons à accroître davantage la valeur de miniporcs Göttingen en recherche biomédicale.

Techniques de base chirurgical chez le cobaye Göttingen: intubation, cathétérisme vésical, cathétérisme des vaisseaux fémoraux, et perfusion Transcardial

The emergence of the G&ouml;ttingen minipig in research of topics such as neuroscience, toxicology, diabetes, obesity, and experimental surgery reflects ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

69.0K vues.  Aarhus University Hospital. L'utilisation de porcs domestiques et les miniatures dans la science a considérablement augmenté ces dernières années. En démontrant comment effectuer une intubation, cathétérisme vésical transurétrale, l'artère fémorale et cathétérisme de la veine, ainsi que la perfusion transcardial, nous visons à accroître davantage la valeur de miniporcs Göttingen en recherche biomédicale.

Vidéo: Basic Surgical Techniques in the G&#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Fémorale cathétérisme artériel et veineux pour le prélèvement sanguin, Drug Administration et la pression artérielle Conscient et Mesures du rythme cardiaque

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Recherche

Médecine

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

Test de stress cardiaque induite par la dobutamine et surveillé par cathétérisme cardiaque chez la souris

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cathétérisme de l&#39;artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Cathétérisme cardiaque chez la souris pour mesurer le volume de pression Relation: Étudier les effets Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normothermique machine perfusion de foies de donneurs

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Cathétérisme à long terme de l&#39;Intestinal lymphe Tronc et Collection de lymphe dans néonatales Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Harvest of Endothelial Cells from the Balloon Tips of Swan-Ganz Catheters after Right Heart Catheterization

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further diagnose and manage PH, patients undergo repeated right heart catheterizations (RHC) wherein a Swan-Ganz catheter is advanced into a branch of the pulmonary artery and a balloon is inflated to wedge the catheter tip. This article illustrates a protocol whereby pulmonary artery endothelial cells (PAECs) may be harvested from the balloon tips of Swan-Ganz catheters after RHC, and purified with an anti- CD146 affinity column technique to purify putative PAECs. These cells might be used to provide an in situ snapshot of the biological state of the pulmonary vasculature endothelium to complement hemodynamic measurements obtained during RHC. Harvested and purified PAECs may be used for either cell culture or for subsequent analytical assays such as flow cytometery.

This protocol describes the removal and purification of pulmonary artery endothelial cells (PAECs) that adhere to the balloon tips of Swan-Ganz catheters while they are wedged in the pulmonary artery during right heart catheterization and remain adherent to the deflated balloon following removal from the patient's body.

Récolte des cellules endothéliales de l’info-bulles des cathéters Swan-Ganz après cathétérisme cardiaque droit

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further ...

Brachial Artery Catheterization in Swine

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood pressure continuously and collect arterial blood samples to assess arterial blood gas measurements. Arterial blood pressures and arterial blood gases are important physiological parameters to monitor during experimental procedures. In swine, four common methods of arterial catheterization have been described, including catheterization of the carotid, femoral, auricular, and medial saphenous arteries. Each of these techniques have advantages, such as ease of access for the auricular artery, and disadvantages that include deep tissue dissection for carotid artery catheterization. The described alternative method of arterial catheterization in swine, the catheterization of the distal aspect of the brachial artery, is a rapid procedure that requires relatively minimal tissue dissection and provides information that is in line with data collected from other arterial catheterization sites. The procedure uses a medial approach along an oblique plane of the lower brachium, positioned between the olecranon and the flexor aspect of the elbow joint, and this approach allows researchers the major advantage of unimpeded freedom for procedures that involve the caudoventral, caudodorsal back, or hind limbs of the pig. Due to the location of the upper forelimb of the catheterized vessel and potential challenges of effective homeostasis following catheter removal from the artery, this technique may be limited to non-recovery procedures.

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This procedure accurately measures arterial blood pressure and is a simple and fast method to collect samples for arterial blood gas measurements.

Cathétérisme de l’artère brachiale chez le porc

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...