Intramural NIH program supported the development of this model. Publication support was provided by Harvard Apparatus Inc. and ADInstruments Inc. The work by the authors was done as part of US government&#8211;funded research; however, the opinions expressed are not necessarily those of the National Institutes of Health.

Les procédures décrites ci-dessous ont été réalisées dans le cadre d&#39;un protocole approuvé par le soin et l&#39;utilisation des animaux Comité du Centre clinique des Instituts nationaux de la santé. 1. Préparation pour l&#39;intervention <ol><li> Gaz stériliser les cathéters et les instruments. </li></ol> 2. Préparer les cathéters <ol><li> Rincer les cathéters avec le glycérol héparine (250 UI d&#39;héparine / ml de glycérol 1) pour assurer la perméabilité et éviter les fuites. Brancher extrémité du cathéter avec un bouchon métallique (20 ga, 15 mm) pour retenir glycérol hépariné. </li></ol> 3. Préparer aseptique Workstation <ol><li> Utilisez 70% d&#39;alcool pour pulvériser les postes de travail et instruments plateaux. Utilisez un champ stérile pour couvrir les instruments exploitation table et plateaux et place des instruments sur le plateau. </li></ol> 4. Préparer rats pour la chirurgie <ol><li> Lieu rat individuellement dans une chambre Lucite et exposer à un anesthésique; isoflurane (3-5%) mélangeed avec de l&#39;oxygène jusqu&#39;à inconscient. Retirer rat de la chambre et de se raser la fourrure des zones antérieures et postérieures du cou. Appliquer du lubrifiant onguent pour les yeux. </li></ol> 5. cathéter Implantation <ol><li> Placez rat anesthésié (confirmé par pincement de l&#39;orteil) sur une table chirurgicale chauffée en position ventrale; placer son nez dans le cône de nez pour maintenir l&#39;anesthésie avec respiration spontanée (isoflurane; 3,5%). Frottez doucement la zone chirurgicale 3 fois utilisation de Betadine et 70% d&#39;alcool en alternance. Faire une incision de 0,5 cm de la peau de la ligne médiane entre les omoplates en utilisant une paire de ciseaux chirurgicaux. </li><li> Repositionner rat dans la position dorsale; freiner doucement les jambes de chaque côté de la table à l&#39;aide de bandes de caoutchouc; maintenir l&#39;anesthésie. Placez deux laminés gaze de 4x4 stérile sous le cou pour hyperextension légèrement pour une meilleure exposition. Faire un col droit de l&#39;incision de la peau ventrale de 2 cm de la ligne médiane du cou au niveau de la clavicule au moyen d&#39;un scalpel. </li></ol> 6. DroitVeine jugulaire cathétérisme <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un hémostatique, disséquer carrément la veine jugulaire droite, séparer salivaires et les tissus lymphatiques de visualiser et d&#39;isoler une section de 5 mm du navire. En utilisant une suture de soie 4-0, placer un lien lâche sur les deux extrémités crânienne et caudale de la cuve afin de maximiser l&#39;exposition de la cuve. Utilisation d&#39;un ciseau chirurgical micro faire une incision assez grand pour passer le cathéter, conformément à la cuve entre les deux ligatures et attacher la ligature autour du vaisseau crânien. </li><li> Insérer le cathéter dans le vaisseau veineux vers le coeur à l&#39;aide du micro crochet et une pince de dissection et de faire avancer le cathéter jusqu&#39;à ce que tout le segment PU 3F est dans le récipient. Utiliser les ligatures aux extrémités crânienne et caudale pour fixer le cathéter dans le récipient. </li></ol> 7. artère carotide gauche de cathétérisme <ol><li> L&#39;utilisation d&#39;un hémostatique, disséquer le muscle omo-hyoïdien carrément longitudinalement pour exposer l&#39;artère carotide gauche et isolate une section de 5 mm de la cuve. Assurer le nerf vague (de couleur blanche) est complètement séparée de l&#39;artère. Prenez soin de ne pas déchiqueter ou rompre le nerf. </li><li> Utilisation 4-0 suture de soie, placer une cravate lâche sur l&#39;extrémité caudale du navire, attacher l&#39;extrémité crânienne de la cuve et placer une pince bulldog caudale dessus de la suture pour arrêter l&#39;écoulement de sang après l&#39;incision. En utilisant une paire de ciseaux chirurgicaux micro, faire une incision, assez grand pour passer le cathéter, en ligne avec le navire entre les deux ligatures. Insérez le cathéter artériel vers le cœur avec l&#39;aide du micro crochet de dissection et une pince. </li><li> Utilisez un porte-aiguille lisse sans serrure pour maintenir la partie du cathéter intérieur de la cuve étanche avant de retirer la pince bulldog. Avancer le cathéter avec une paire de pinces lors du desserrage porte-aiguille lentement jusqu&#39;à ce que la totalité du segment de PU 2F cathéter est dans le vaisseau. Attachez la ligature caudale lâche autour du cathéter et du navire pour garantir, mais pas si tight à occlure, le cathéter. </li></ol> 8. Utilisation d&#39;un hémostatique droite, Tunnel à 5 ​​cm Tube de retour sous-cutanée derrière l&#39;oreille et à travers l&#39;incision entre les omoplates. Extérioriser les cathéters à travers le tube et retirer le tube. 9. Fermez l&#39;incision ventrale avec trois acier inoxydable Clips blessure, et l&#39;incision dorsale avec 4-0 sutures en soie pour sécuriser les cathéters extériorisés en place. 10. Moniteur post-chirurgicale et soins <ol><li> Après cathétérisme, mettre fin à l&#39;anesthésie et de récupérer le rat en décubitus latéral dans une cage avec une literie de cellulose. Respecter les rats à des intervalles de 2 h pendant au moins 4 heures ou jusqu&#39;à ce que ne montrant aucun signe de douleur, puis une fois par jour. Donnez kétoprofène [5 mg / kg, injection sous-cutanée (SQ)] poster immédiatement la procédure et toutes les 12 heures si le rat montre des signes de douleur ou de détresse. Dans notre expérience, pas de rats ont exigé une analgésie supplémentaire pour la douleur suite à l &#39;initiativel injection. Caractéristiques observées qui susciter contrepartie de doses supplémentaires de l&#39;analgésie comprennent, mais sans s&#39;y limiter; une posture anormale; augmentation / diminution de la fréquence respiratoire, unthrifty / non damées, infection / inflammation du site d&#39;incision, écoulement oculaire, horripilation (&quot;pelage pointes&quot;), la réduction de l&#39;activité en réponse à des stimuli auditifs ou tactiles. NOTE: Les rats récupérés pendant 72 heures qui gagnent&gt; 10 g de poids pré-cathétérisme seront recrutés dans l&#39;étude. </li></ol> 11. Raccordement au système hémodynamique <ol><li> Après la reprise, se inscrire rats sains (gain de poids&gt; 10g) dans l&#39;étude. Passer rats chambre Lucite et anesthésier comme décrit précédemment. </li><li> Placez champ stérile sur la table chirurgicale avec hémostatique stérile, pince micro, 1 ml seringues à aiguille émoussée attachés. NOTE: Les conseils de la pince hémostatique devraient être recouverts de caoutchouc pour éviter d&#39;endommager le cathéter. Passer sur un rat anesthésié chirurgicaletable à la position ventrale et le lieu nez dans le cône de nez pour maintenir l&#39;anesthésie (3-5%) avec la respiration spontanée. </li><li> Clamp cathéters artériels et veineux en utilisant une paire de pinces hémostatiques caoutchouc plafonné juste en dessous les broches de métal. Utiliser une paire de pinces pour retirer la broche métallique à l&#39;extrémité du cathéter et fixer une seringue de 1 ml rempli de solution saline à l&#39;héparine avec une aiguille émoussée joint. À son tour, retirer les pinces hémostatiques et de retirer 0,1 ml pour assurer les cathéters sont patentes. </li><li> Re-serrer les cathéters, retirer l&#39;aiguille et fixez cette fin à un cathéter plus (pré-rincée avec de l&#39;héparine solution saline) qui est relié à un pivot et attaché sur le dessus de la cage de boîte à chaussures. Connectez ces cathéters aux transducteurs d&#39;acquisition de données et l&#39;enregistrement, l&#39;échantillonnage, ou perfusion. REMARQUE: Tous les cathéters sont protégées par des conduits de ressort hélicoïdal assez longtemps pour permettre gamme complète de mouvement d&#39;un animal dans leur cage. </li><li> Après connexion du cathéter, anesthésie et finrécupérer les animaux en position sternale dans une cage avec une literie de cellulose. Pour maintenir la perméabilité artérielle du cathéter, rincer manuellement les lignes avec 0,05 ml d&#39;héparine solution saline (50 UI / ml) toutes les 1 h pour 24 h, ce qui coïncide avec les évaluations régulières des animaux. </li></ol> 12. Prélèvement de sang, surveillance de la pression et de l&#39;administration des médicaments <ol><li> Fixez la seringue vide robinet relié à cathéter artériel et de retirer 0,6 ml ras ligne. Fixez échantillon seringue, prélever des échantillons, et retourner le 0,6 ml ras ligne suivie par 0,7 ml héparine chasse d&#39;une solution saline. </li><li> Utiliser les données matérielles et logicielles acquisition pour mesurer et enregistrer le PAM et le rythme cardiaque en continu. </li><li> Connectez le système de délivrance de médicaments automatisé (ADDS) au cathéter veineux. REMARQUE: ADDS ajuste le débit de perfusion de vasopresseur (dose élevée, faible, ou 0) basée sur la carte détectée à des pressions maintenues dans la fourchette physiologique normale. </li></ol>

<ol>
	<li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat.">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li><li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proceedings:+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat.">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li><li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection.">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model.">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li><li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock.">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li><li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis.">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li><li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model.">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model.">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li><li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats.">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling,+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements.">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).</li></ol>

The authors have no potential conflicts of interest.

<html> Enquête approches thérapeutiques à un modèle clinique de la maladie nécessite de la capacité d&#39;exécuter avec précision surveillance hémodynamique, nécessitant ainsi l&#39;accès vasculaire. Dans notre modèle de septicémie, le cathétérisme artériel assure la surveillance systémique de pression et cathétérisme veineux permet l&#39;application de la thérapie clinique standard. La thérapie standard pour le sepsis comprend la perfusion d&#39;antibiotiques pour traiter une infection bactérienne et la perfusion de liquides et de vasopresseurs pour maintenir la pression artérielle dans la plage souhaitée. Les cathéters sont utilisés pour le prélèvement sanguin. Dans cette conception, l&#39;application de la perfusion programmable pompes à déclenchement automatique de la vitesse de perfusion de vasopresseur sur la base en temps réel artérielle moyenne est une avance sur le milieu clinique qui exige titrage manuel par le personnel médical et dans le cadre pré-clinique rend le l&#39;utilisation de cette modalité de traitement possible d&#39;étudier un grand nombre d&#39;animaux. . e_content &quot;&gt; Certaines complications ont été observées tôt dans le développement du modèle Ces inclus occlusion partielle des deux cathéters artériels et veineux de plus de resserrement des liens, sur PU2 et PU3 composants, (1-2%); mauvais placement d&#39;un cathéter jugulaire dans un petite branche, (&lt;1%), la mort subite inexpliquée après récupération (pas thrombus pulmonaire ou d&#39;autres dommages d&#39;organes évidente), (1-2%) résolu en gardant la concentration de 2 à 3,5% isoflurane avec un taux de 2 L / min de débit 2 O . D&#39;autres complications chirurgicales courantes d&#39;hémorragie, infection locale et des lésions auto-infligées ne ont pas été respectées. Une fois la compétence chirurgicale est atteint, chaque procédure devrait pouvoir être achevée en pas plus de 15 min. Le taux de réussite mesurée comme une reprise saine et cathéters de brevets, peuvent se attendre à dépasser 90% une fois entièrement formé. Un animal supplémentaire est inclus dans chaque étude afin de minimiser la perte de données et le nombre total d&#39;animaux nécessaires et représentent un cathéter qui peut être échoué »dansfusion seulement »ou la mortalité due à des complications. L&#39;étape la plus critique de ce procédé est la conception et la mise en place des cathéters. Les matériaux doivent être doux à la pointe afin de ne pas percer la paroi du vaisseau sans sertissage trop facilement. Le corps du cathéter doit être plus rigide (à la pointe) pour pouvoir avancer dans le récipient suffisamment et être fixé en place. La figure 1 montre les trois diamètres de tubes qui sont connectés pour le cathéter artériel et deux tubes de diamètre différent connecté pour les cathéters veineux. Ces composants sont glissés à l&#39;intérieur de l&#39;autre pour réduire le diamètre du cathéter à l&#39;extrémité et sont collées ensemble avec des ancrages supplémentaires pour assurer le placement du cathéter dans le vaisseau ou le coeur est maintenue. Une fois récupéré et relié à l&#39;émerillon et attache, la carte et CVP formes d&#39;onde doivent être similaires aux données représentées sur la figure 2. Pour maintenir artérielle patenc de cathétery lors de la surveillance, un rinçage héparine saline horaire (0,05 ml) doit être effectuée. Perfusion continue maintient la perméabilité d&#39;un cathéter veineux. Lors de la connexion de la ligne et chasse d&#39;eau, une attention particulière doit être accordée à assurer qu&#39;il n&#39;y ait pas de bulles d&#39;air dans la ligne. Une bulle d&#39;air de ≥0.1ml peut conduire à une embolie dans les poumons, le cerveau ou d&#39;autres organes. Les formes d&#39;onde hémodynamiques sont enregistrées et analysées au cours de l&#39;étude. Lors de la compression du temps dans l&#39;axe x, figure 3 montre les changements dans le PAM et le CVP au cours de 1 h ainsi que les changements dans le taux et l&#39;effet de la perfusion de vasopresseur. La procédure comporte plusieurs limites potentiels. Dans nos études, les cathéters restent brevet pour un maximum de 11 jours. On ne sait pas combien de temps les cathéters resteraient brevet au-delà de cette période. Pour monter les cathéters comme décrit, il ya une taille minimale vasculaire, qui correspond à peu près avec le poids des rongeurs, obligeant les animaux inscrits dans cette étude soit supérieur à200 g. L&#39;utilisation d&#39;un plus petit diamètre du cathéter se traduirait par l&#39;augmentation des résistances à l&#39;écoulement en réduisant la perméabilité. Atteindre les mesures de la pression veineuse centrale nécessite un placement précis du cathéter dans l&#39;atrium suffisante pour tenir compte de la taille et de la croissance au cours de la période d&#39;étude et peut être un défi. Une fois maîtrisé, cathétérisme artériel et vasculaires peuvent servir de base à une grande variété de modèles de rongeurs nécessitant une surveillance hémodynamique, le prélèvement de sang, et l&#39;infusion de fluides ou de thérapies tout en minimisant la douleur et la détresse durant l&#39;instrumentation ou de la manipulation, une fois récupéré. En fait, en conjonction avec un précédente publication de cathétérisme décrivant JOVE 10 de la veine fémorale, on a effectué avec succès avec ce modèle trois cathéters implantés.

Cathétérisme artériel et veineux de rats a longtemps été utilisé dans la recherche de laboratoire. 1, 2 cathétérisme peut être utilisé pour la surveillance des paramètres hémodynamiques y compris systolique, diastolique et la pression artérielle moyenne (PAM), la fréquence cardiaque (FC) et la pression veineuse centrale (CVP) 3,4. En outre, ces cathéters permettent l&#39;infusion de traitements standard ou thérapies potentielles ainsi que le prélèvement de sang pour analyser davantage le mécanisme sous-jacent d&#39;une maladie ou d&#39;un traitement. Par conséquent, avoir accès vasculaire dans un petit modèle animal est essentielle pour l&#39;étude de mesures de performance clinique et les effets du traitement. Pour étudier les causes sous-jacentes de maladies graves, il est important d&#39;abord de développer un modèle pour simuler la condition humaine. Inoculation intra-trachéale d&#39;une quantité connue de bactéries a été utilisée avec succès pour reproduire la pathogenèse de la pneumonie, une infection pulmonaire sévère qui se développe ensuite dans la septicémie.3, 5 Suivi des mesures hémodynamiques et fournir un traitement clinique standard est essentiel pour simuler les soins de soutien de routine. Traitement clinique standard comprend perfusion d&#39;antibiotiques qui aide à effacer l&#39;infection sous-jacente et l&#39;administration de liquides et de vasopresseurs, deux thérapies employées chez les patients septiques pour maintenir la pression sanguine. 5-7 l&#39;accès vasculaire, en particulier l&#39;implantation de cathéters de brevets est particulièrement important lorsque nous étudions thérapies expérimentales pour la septicémie. Pendant de nombreuses années, la capacité d&#39;administrer un traitement clinique standard pour les rongeurs a été limitée par la disponibilité des matériaux avec les propriétés nécessaires pour la construction de cathéters implantables et la capacité de la technologie d&#39;infusion de fournir de petits volumes précision dans le temps. En outre, la capacité de déclencher une perfusion en réponse à la surveillance continue d&#39;une mesure hémodynamique spécifique permet une position constante et reproductiblemodèle ard de traitement lors de l&#39;utilisation plus grande des tailles d&#39;échantillon typique de études sur les rongeurs. 8, 9 Ces limitations technologiques dans les matériaux et le matériel de précision ont été surmontés mais de fournir simultanément des thérapies de routine tout en surveillant les paramètres hémodynamiques, à la fois artérielle et l&#39;accès vasculaire veineuse doivent être disponibles. La vidéo détaille la technique chirurgicale pour implanter l&#39;artère carotide et cathéters de veine jugulaire communes dans un rat anesthésié. Après une période de récupération de 72 heures, les animaux sont anesthésiés de nouveau et reliées à une installation d&#39;attache pivotant et fixé au boîtier de rongeur utilisé pour connecter les cathéters implantés dans le système de surveillance hémodynamique. Pendant l&#39;étude, le système permet une perfusion de fluide à base de part et délivrer un volume donné, à un certain débit de perfusion ou d&#39;un système automatisé qui fournit un débit de perfusion en fonction de la pression artérielle moyenne détectée afin de maintenir une plage de pression donnée. Système de perfusion de fluideutilise seringue programmable pompes qui interface avec sorties numériques du système d&#39;acquisition de données et sont contrôlés par le logiciel de surveillance du MAP. L&#39;installation d&#39;attache pivotant et permet la libre circulation du rat au cours de l&#39;étude, tout en surveillant la pression, la perfusion des fluides et des vasopresseurs, et en effectuant un prélèvement de sang sans avoir à manipuler les animaux. Surveillance simultanée de jusqu&#39;à 12 animaux instrumentés avec deux cathéters chacun (dans notre configuration) avec le matériel extensible à surveiller 24 animaux instrumentés permet une grande souplesse pour étudier plusieurs groupes stratifiés dans chaque expérience. Cette procédure de cathétérisme peut être bénéfique aux installations de recherche qui utilisent des modèles de rongeurs similaires nécessitant un accès vasculaire pour la surveillance, l&#39;échantillonnage et le traitement pour un maximum de 11 jours. Si le centre de recherche compte tenu de cette procédure a de l&#39;expérience avec des rongeurs et une structure de soutien adéquate pour maintenir ces animaux puis developing ces compétences peuvent fournir une économie significative des coûts, réduisant le coût total par rat cathétérisé de plus de 180 $ à moins de 50 $ (incluant rat naïf, composants du cathéter et les coûts techniques) et accroître la flexibilité de planification (rats naïfs sont facilement disponibles vs calendrier de livraison de l&#39;entreprise des rats implantés). Le succès de cette procédure dépend des compétences de la personne effectuant les cathétérismes. Les animaux de formation requis pour devenir compétent dans cette procédure a varié de 20 à 40 rats avec un taux de perméabilité du cathéter résultant de&gt; 90%.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="715">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:299px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro dissecting forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-8102</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate straight hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-7114</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate curved hemostatic forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">&#160;7-4</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">serrefine curved, very delicate micro clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5471</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro dissecting hook</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">19-220</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">angled on edge micro dissecting spring scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5618</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">light operating scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6750</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scalpel handle and blade (#10)</td>
			<td>Cincinnati Surgical</td>
			<td style="width:119px;">RS-9843</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pack of 4-0 silk suture with curved needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">FS-2</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro suturing needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6410</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">wound clip</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">59027</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gauze 2&#34;x2&#34;&#160;</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3362</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">gauze 4&#34;x4&#34;&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2556</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthesia vaporizer</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td style="width:119px;">V703001</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lucite box</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">downdraft Table</td>
			<td>Airscience</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">table top surgical platform</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">arterial Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">venous Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data Acquisition System</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">Powerlab 16/30</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Data Analysis software</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">LabChart v7.3</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Programmable infusion pumps</td>
			<td style="width:131px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PHD Ultra</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model

Le succès d&#39;un petit modèle animal pour étudier les maladies graves est, en partie, tributaire de la capacité du modèle de simuler la condition humaine. Inoculation intra-trachéale d&#39;une quantité connue de bactéries a été utilisée avec succès pour reproduire la pathogenèse de la pneumonie qui se développe ensuite dans la septicémie. Surveillance des paramètres hémodynamiques et fournir un traitement clinique standard y compris perfusion d&#39;antibiotiques, de fluides et de médicaments pour maintenir la pression artérielle est essentiel pour simuler les soins de soutien de routine dans ce modèle, mais de le faire exige à la fois artérielle et veineuse accès vasculaire. La vidéo détaille la technique chirurgicale pour implanter l&#39;artère carotide et cathéters de veine jugulaire communes dans un rat anesthésié. Après une période de récupération de 72 heures, les animaux sont anesthésiés de nouveau et reliées à une installation d&#39;attache pivotant et fixé au boîtier de rongeur qui relie les cathéters implantés dans le système de surveillance hémodynamique. Cette configuration permet la libre circulation de larat au cours de l&#39;étude tandis que les pressions de surveillance continue, la perfusion de liquides et de médicaments (antibiotiques, des vasopresseurs) et en effectuant un prélèvement de sang.

Les variations de la pression vasculaire sont transmis à travers les cathéters remplis de fluide (figure 1) et converties en signaux électriques représentées par les formes d&#39;onde hémodynamiques (figures 2, 3). Sans accès vasculaire, ces mesures ne ont pas pu être faites. Le streaming en temps réel des formes d&#39;onde permet la détection et l&#39;analyse des changements sur un battement de battre base (figure 2). Comprimer l&#39;échelle de temps des formes d&#39;onde permet de quantifier les changements qui se produisent sur ​​une plus longue durée (minutes à quelques jours) (Figure 3, supérieures quatre formes d&#39;onde) qui peuvent être corrélées aux variations des taux de perfusion vasopresseur (Figure 3, inférieurs quatre formes d&#39;onde). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Figure 1. cathéter Design: Détails des composants des cathéters artériels et veineux PU, de polyuréthane;. PE, le polyéthylène (longueur de segment) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Figure 2. temps réel CARTE formes d&#39;onde de 4 rongeurs typiques sept jours post-cathétérisme plus de 7 secondes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Figure 3. Temps-comprimé CARTE formes d&#39;onde de 4 rongeurs typiques (supérieures quatre formes d&#39;onde) sept jours post-cathétérisme plus de 1 h. Lorsque la carte est en moyenne plus faibles (4 formes d&#39;onde), cette valeur est utilisée pour déclencher ADDS élevée (&lt;90 mmHg) , faible (&lt;100 mmHg) ou arrêter (&gt; 110) Réponse de débit de la pompe de perfusion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model at JoVE.com

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cathétérisme de l&#39;artère carotide et Veine jugulaire faire pour effectuer des mesures hémodynamiques, Infusions et prélèvement sanguin dans un modèle de rat Conscients

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

catheterization-carotid-artery-jugular-vein-to-perform-hemodynamic

Research

JoVE Journal

Medicine

71.0K vues.  National Institutes of Health. Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Vidéo: Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Fémorale cathétérisme artériel et veineux pour le prélèvement sanguin, Drug Administration et la pression artérielle Conscient et Mesures du rythme cardiaque

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Recherche

Médecine

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

Former une technique microchirurgicale sophistiquée: Interposition de greffe veine jugulaire externe dans l&#39;artère carotide commune chez les rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modèle murin d&#39;implantation d&#39;une endoprothèse dans l&#39;artère carotide pour l&#39;étude de la resténose

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Adulte souris veineuse Modèle d&#39;hypertension: l&#39;artère carotide commune à externe Veine jugulaire anastomose.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusions de l&#39;artère carotide pour pharmacocinétiques et pharmacodynamiques Analyse des taxanes chez la souris

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Vasculaire Balloon blessures et de l&#39;administration chez le rat Intraluminal artère carotide

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

Un modèle de lapin d’Expression du transgène durables dans la veine jugulaire à des greffes d’Interposition artère carotide commune

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Phase contraste d’imagerie par résonance magnétique dans l’artère carotide commune de Rat

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, which could potentially affect results. The jugular vein cannulation (JVC) in rats is a widely used model for repeated blood collection but requires adequate training of surgery skills and animal care. This article details the microsurgical procedures for establishing and maintaining a permanent JVC rat model with specific focus on the placement and sealing of the jugular cannula. The importance of monitoring physiological (e.g., body weight, food, and water intake) and hematological parameters, was highlighted with results presented for 6 days post-surgery during the rat&#39;s recovery. The drug-plasma concentration-time profile of orally administered natural phenol ellagic acid was determined in the JVC rat model.

Detailed microsurgical techniques are demonstrated to establish a longer-term jugular vein cannulation rat model for sequential blood collection in the same animal. Physiological and hematological parameters have been monitored during the rat's recovery phase. This model has been applied to study pharmacokinetics of orally administered polyphenol without inducing animal stress.

Compétences microchirurgicales pour établir une canulation veineuse jugulaire permanente chez le rat pour le prélèvement sanguin en série d’un médicament administré par voie orale

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Prélèvement sanguin répétitif dans la veine sous-clavière d’un rat conscient

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...