Ce travail est soutenu par le Grant Jackson Laboratory Cancer Center et The Pilot Fondation du cancer du Maine.

1. Protocole <ol><li> Anesthésier la souris avec la kétamine et de xylazine à une dose de 0,1 mg de kétamine et de xylazine 0,01 mg par 1 g de poids corporel. Carprofène (0,005 mg par 1 g de poids corporel) est utilisé pour l&#39;analgésie et est administré avant l&#39;opération. </li><li> Tous les outils chirurgicaux, y compris la mèche dentaire, sont stérilisés à la vapeur dans un autoclave. Si chirurgies lots doivent être effectués, les pointes des instruments chirurgicaux doivent être stérilisés avec un stérilisateur à billes de verre (Fine Outils scientifiques FST 250) avant chaque intervention chirurgicale ultérieure. </li><li> Une fois que la souris a atteint un plan chirurgical de l&#39;anesthésie, évaluée par l&#39;absence d&#39;une réponse à un pincement de l&#39;orteil, il est placé sur un tampon de coton qui est ensuite placé sur un coussin chauffant pour maintenir une température corporelle de 37 ° C ~ La profondeur de l&#39;anesthésie est contrôlé fréquemment pendant la chirurgie. </li><li> Fourrure est retiré de la tête dorsal dans une zone à peu près triangulaire ~ 3 mm caudal dans les narines et s&#39;étendant caudalement à la CErvical vertèbres. Pommade ophtalmique est appliqué sur les yeux pour les protéger de la déshydratation et l&#39;irritation. </li><li> La souris est placée dans décubitus ventral et la peau est désinfectée avec de l&#39;iode chirurgical, de l&#39;éthanol 70%, et des tampons stériles. Un lambeau 0,8 x 1,0 cm de peau qui recouvre la face dorsale de l&#39;os frontal et pariétal du crâne est retiré à l&#39;aide de ciseaux fins. </li><li> Un analgésique topique, 0,5% de lidocaïne, est appliqué localement sur le périoste et les tissus exposés à la périphérie de la blessure. Le périoste est enlevé en grattant doucement le crâne avec une lame de scalpel, ce qui permettra à la colle cyanoacrylate d&#39;adhérer à l&#39;os. </li><li> La zone corticale d&#39;intérêt est décrite sur le crâne avec un marqueur. La zone d&#39;intérêt ne doit pas être située au-dessus des lignes de suture du crâne, pour éviter d&#39;endommager les gros vaisseaux sous-jacents. </li><li> Une fine couche de colle cyanoacrylate est appliqué sur les bords de la plaie, pour empêcher l&#39;infiltration de fluide sérosanguin, et à l&#39;exception de crânela zone d&#39;intérêt. </li><li> Activé par la lumière de ciment dentaire est utilisé dans notre protocole pour assurer l&#39;étanchéité de la boîte crânienne. Avant l&#39;application du ciment dentaire, tous crâne exposé à l&#39;exception de la zone prévue pour l&#39;éclaircissage est traitée avec des amorces et ensuite avec l&#39;agent de liaison du kit activé par la lumière du ciment dentaire. Une fois l&#39;agent de liaison est séché, le ciment dentaire activé par la lumière est appliquée pour couvrir le crâne. Pour stabiliser la tête de la souris pour la chirurgie et l&#39;imagerie par suite, une solution stérile # 00-90 écrou hexagonal est incorporé dans le ciment dentaire à distance de la zone à être éclaircis. L&#39;utilisation de la lumière activé par du ciment dentaire nous permet de préparer le crâne sans avoir à se précipiter pour terminer la procédure. Une fois la préparation du ciment dentaire sur le crâne est terminée, le ciment dentaire est durcie par la lumière visible. </li><li> Après que le ciment dentaire est durcie, un support de pièce de tête du dispositif de stéréotaxie est monté sur l&#39;écrou hexagonal sur la tête de la souris à l&#39;aide d&#39;une vis # 00-90. </li><li> A drop de la température ambiante, 0,9% de solution saline stérile est appliqué sur la surface du crâne à amincir. À l&#39;aide d&#39;un stéréomicroscope, d&#39;un haut débit de micro-perçage est utilisée pour diluer une zone circulaire de la boîte crânienne (typiquement ~ 4-5 mm de diamètre) au-dessus de la région d&#39;intérêt. Forage et l&#39;application d&#39;une solution saline à la surface forés sont effectuées de façon intermittente au cours de la procédure d&#39;amincissement pour éviter une lésion thermique du tissu sous-jacent cérébrale. Saline absorbe la chaleur et contribue également à adoucir l&#39;os. </li><li> Le crâne souris comprend deux couches minces d&#39;os compact, prenant en sandwich une couche d&#39;épaisseur de l&#39;os spongieux. La couche externe de l&#39;os compact et plus de l&#39;os spongieux sont enlevées à l&#39;aide de la perceuse. </li><li> Après que la majorité de l&#39;os spongieux est supprimé, les cavités restantes dans l&#39;os spongieux peut être vu sous un microscope à dissection, indiquant que le forage se rapproche de la couche d&#39;os compact interne. A ce stade, l&#39;épaisseur du crâne doit toujours être supérieure à 50 um. Crâne éclaircie doit êtrecontinué soigneusement pour obtenir une préparation très mince (~ 20 m) et lisse. </li><li> Une fois l&#39;épaisseur désirée est atteinte du crâne (~ 20 mm), le crâne est d&#39;abord polie à l&#39;aide d&#39;un fouet en silicone sur mesure à la pâte diamantée (6-15 um) pendant environ 10 min. Le polissage de diamants pâte sert à deux fins. Tout d&#39;abord, il amincit davantage le crâne sans appliquer de pression sur le crâne aminci, évitant ainsi les dommages accidentels au tissu cérébral sous-jacent. Deuxièmement, elle sert d&#39;étape de polissage initial pour le crâne amincie avant l&#39;oxyde d&#39;étain fine est utilisée pour le polissage crâne plus loin. </li><li> Après le polissage de diamants pâte, le crâne amincie est polie avec l&#39;oxyde d&#39;étain pendant environ 10 min. Une fois que le crâne est poli, l&#39;oxyde d&#39;étain est rincé loin avec une solution saline jusqu&#39;à ce que le crâne aminci semble propre. </li><li> À cette étape, si la fenêtre crânienne doit être utilisé pour l&#39;imagerie in vivo longitudinale, la surface du crâne mince nettoyé est séché. Une petite goutte de clairecolle cyanoacrylate est appliqué pour sceller la fenêtre crânienne. La couche de colle cyanoacrylate entre le crâne amincie et la lamelle doit être aussi mince que possible. </li><li> Si une injection doit être effectuée après la création d&#39;une fenêtre ports crânienne, à cette étape, une aiguille de seringue de calibre 26 est utilisé pour créer une petite ouverture sur un côté de la lame mince polie-crâne fenêtre. Cette ouverture est utilisée pour l&#39;injection de cellules GBM. </li><li> Une pipette en verre stérile avec une pointe d&#39;ouvrir environ 50 um de diamètre est tiré à l&#39;aide d&#39;un extracteur de pipette. Cette pipette est utilisée pour l&#39;injection de cellules GBM, et est chargée sur un micromanipulateur. La pipette est chargée à un angle de 30 degrés afin que le site d&#39;injection de cellules GBM sera loin du site final d&#39;imagerie. La pointe de la pipette est éliminé sous un microscope à dissection. La suspension de cellules GBM est à chargement frontal dans la pipette par aspiration à l&#39;aide d&#39;une seringue. </li><li> Une fois la pipette d&#39;injection est chargé avec des cellules de glioblastome, la souris est déplacé en arrière sous eMicroscope électronique. La pipette d&#39;injection est abaissé vers la petite ouverture dans la fenêtre crânienne et finalement introduite dans le cerveau à travers l&#39;ouverture à l&#39;aide d&#39;un micromanipulateur. 1 pi d&#39;une suspension de cellules GBM est injecté dans les 100-200 um cerveau de la surface du cerveau (vitesse: 0,1 l / min, durée: 10 min). </li><li> Le crâne est séché, une petite goutte de colle cyanoacrylate transparent est appliqué sur le crâne sec, et un morceau de 3 mm de taille n ° 1 lamelle est collée à la zone de vulnérabilité de la victime et poli. L&#39;espace entre la lamelle et adjacente ciment dentaire est scellé avec de la colle cyanoacrylate. </li><li> Après la chirurgie, la souris est injecté par voie sous cutanée avec 1 ml de solution saline stérile chaude et muni de chauffage d&#39;appoint pour maintenir la température du corps jusqu&#39;à guérison complète de l&#39;anesthésie. </li><li> Pour l&#39;imagerie, les souris sont anesthésiées avec de la kétamine et de xylazine à la dose de 0,1 mg de kétamine et de xylazine 0,01 mg pour 1 g de poids corporel. Les souris sont immobilisés à l&#39;aide d&#39;un cadre stéréotaxique personnaliséesous le microscope. Si répétitif imagerie in vivo est effectuée sur une base quotidienne, isofluorane sera une meilleure option, car les souris présentent des signes de dépendance à l&#39;utilisation répétitive de la kétamine. </li></ol> 2. Les résultats représentatifs Une chirurgie réussie ports fenêtre crânienne permet à la fenêtre crânienne rester à l&#39;écart pendant des semaines ou des mois. La figure 1 montre la vascularisation sous une fenêtre ports crânienne visualisées en utilisant la lumière rétrodiffusée. Ces images vasculaire ont été utilisés comme points de repère pour localiser les mêmes aires cérébrales pour l&#39;imagerie répétitive. Pour visualiser à la fois les cellules endothéliales et les cellules du système vasculaire GBM, nous avons traversé la B6.Cg-Tg (Tek-cre) 1Ywa / J souris, qui marque les cellules endothéliales vasculaires avec le B6.Cg-Gt (ROSA) 26Sor TM9 (CAG-tdTomato ) HZE / J souris et souris générés par les cellules endothéliales vasculaires étiquetés avec la protéine fluorescente rouge tdTomato. Nous avons ensuite effectué la procédure craniotomie sur ces ports kmCE, et injecté GFP cellules marquées GBM dans leur cerveau à travers une petite ouverture sur le côté d&#39;une fenêtre crânienne. Nous avons ensuite effectué in vivo d&#39;imagerie à deux photons longitudinalement sur ​​les souris injectées. La longueur d&#39;onde d&#39;excitation laser a été fixée à 910 nm, ce qui a entraîné à la fois l&#39;excitation de la GFP et tdTomato. Imagerie biphotonique a été réalisée sur un custom-built deux photons microscope à balayage laser avec deux détecteurs pour la capacité de détection simultanée vert / rouge fluorescence. Figure 2 montre un exemple de gliome in vivo de l&#39;initiation à partir de cellules de glioblastome injecté près de la vascularisation. La fenêtre ports crânienne est également un excellent choix pour les maladies chroniques time-lapse imagerie in vivo. La figure 3 montre une coloration GFAP des sections corticales provenant d&#39;une souris sans chirurgie ports, une souris 7 jours suivant la chirurgie ports, et une souris 7 jours après la chirurgie et les ports injection de solution saline. Il est évident à partir des images que la souris sans chirurgie et de la souris avec PoRTS chirurgie n&#39;ont pas gliose, alors que suite à l&#39;injection saline, gliose est observée dans les tissus du cerveau de la souris, en raison de la pénétration et pipeter injection de sérum physiologique dans le cerveau. Ce résultat démontre que la gliose ne se produit pas sous la fenêtre crânienne ports, fournissant une validation indépendante que les ports fenêtre crânienne décrites ici ne conduit pas à la gliose qui est généralement associée à un &quot;crâne ouvert&quot; fenêtre chronique crânienne. La figure 4 montre à haute résolution imagerie des épines dendritiques de la même souris sur le jour de l&#39;intervention (jour 0) et 32 jours après la création de la fenêtre Ports (Jour 32), ce qui démontre que la fenêtre des ports est également un excellent choix pour haute résolution d&#39;imagerie in vivo. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/4201/4201fig1.jpg" /> Figure 1. Visualisation de la vascularisation sous une fenêtre crâne aminci poli et renforcé crânienne en utilisant la lumière rétrodiffusée. Jours représentent t<html> il certain nombre de jours après la chirurgie, les images ont été prises à partir du jour de l&#39;opération immédiatement après l&#39;achèvement de l&#39;injection de cellules GBM. Barre d&#39;échelle:. 0,5 mm <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4201/4201fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/4201/4201fig2.jpg" /> Figure 2. Visualisation des cellules injectées GBM et vasculaire in vivo. Les souris portant à la fois Tek-Cre et ROSA26 CAG-tdTomato ont été utilisées pour l&#39;injection de cellules GBM. Les cellules endothéliales vasculaires ont été marquées avec tdTomato (rouge), et les cellules de glioblastome ont été marquées avec la GFP (green). Les images ont été acquises à partir de 24 heures après l&#39;injection de cellules GBM. Un total de 10-12 champs adjacents de vue ont été prélevés et ont été assemblés côte à côte, avec les cellules identifiées GBM injecté dans le centre du champ total, pour produire les images finales. Jours représentent le nombre de jours après la chirurgie. Barre d&#39;échelle: 100 um.href = &quot;http://www.jove.com/files/ftp_upload/4201/4201fig2large.jpg&quot; target = &quot;_blank&quot;&gt; Cliquez ici pour agrandir la figure. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/4201/4201fig3.jpg" /> Figure 3. Gliose ne se produit pas après une chirurgie ports fenêtre crânienne. Panneaux supérieurs: section coronale du cerveau de la souris sous faible grossissement. Panneau de gauche: une souris sans chirurgie fenêtre crânienne; aucune activation GFAP est observée dans le tissu cérébral. Panneau du milieu: une souris avec une fenêtre crânienne ports généré sur le côté droit du cerveau; aucune activation GFAP est observée dans le tissu cérébral. Panneau de droite: une souris avec une fenêtre crânienne ports et injection de solution saline sur le côté de la fenêtre de ports. Activation GFAP est observé sur le côté de la fenêtre ports, mais pas sur le côté du tissu cérébral intact. Barre d&#39;échelle: 1 mm. Panneau inférieur: plus grande puissance des images des tissus du cerveau dans les zones comme indiqué dans la case blanche des images supérieure du panneau. Barre d&#39;échelle: 100 um. <ahref = &quot;http://www.jove.com/files/ftp_upload/4201/4201fig3large.jpg&quot; target = &quot;_blank&quot;&gt; Cliquez ici pour agrandir la figure. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/4201/4201fig4.jpg" /> Figure 4. Imagerie haute résolution des épines dendritiques de souris Thy-1 YFPH. Les images ont été acquises le jour de la chirurgie ports, et 32 ​​jours après la chirurgie ports. Il est évident à partir des images que la plupart des épines présentent au jour 0 sont clairement visibles 32 jours après la chirurgie ports. Barre d&#39;échelle: 2 um.

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Clin. Neurosci. 15, 1193-1197 (2008).</li><li>Gilbertson, R. J., Rich, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+a+tumour's+bed:+glioblastoma+stem+cells+and+the+vascular+niche.">Making a tumour's bed: glioblastoma stem cells and the vascular niche.</a> Nat. Rev. Cancer. 7, 733-736 (2007).</li><li>Cho, R. W., Clarke, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+advances+in+cancer+stem+cells.">Recent advances in cancer stem cells.</a> Curr. Opin. Genet. Dev. 18, 48-53 (2008).</li><li>Drew, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+optical+access+through+a+polished+and+reinforced+thinned+skull.">Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull.</a> Nat. Methods. 7, 981-984 (2010).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

La clé de la réussite d&#39;une fenêtre ports crânienne est l&#39;amincissement et le polissage. Alors que la première éclaircie peut être réalisée rapidement, des précautions doivent être prises pour assurer homogène amincissement du crâne sur une grande surface. En général, nous appliquer une fine couche de solution saline pour le crâne, puis mince du crâne une passe à un moment, de sorte que la solution saline s&#39;évapore peu de temps après la micro-foret a passé au-dessus du crâne une fois. C...

<table border="1"><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td><td> Commentaires (optionnel) </td></tr><tr><td> DMEM/F12 (1:1) avec pyruvate de sodium </td><td> Thermo Sci Hyclone </td><td> SH3026101 </td><td></td></tr><tr><td> B-27 Supplément Sérum Gratuit (50x) </td><td> Invitrogen </td><td> 17504-044 </td><td></td></tr><tr><td> Glutamax-1 Supplement </td><td> Invitrogen </td><td> 35050061 </td><td></td></tr><tr><td> Solution de pénicilline-streptomycine </td><td> Thermo Sci Hyclone </td><td> SV30010 </td><td></td></tr><tr><td> Accutase-Enzyme moyen détachement cellulaire </td><td> eBiosciences </td><td> 00-4555-56 </td><td></td></tr><tr><td> T25 flacons-vent bouchon vert </td><td> SARSTEDT </td><td> 83.1810.502 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;alcool à 70% </td><td> LAHS JAX </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 10% de polyvidone iodée solution topique </td><td> LAHS JAX </td><td></td><td></td></tr><tr><td> La kétamine HCl </td><td> Alimentation Butler santé animale </td><td> NDC # 11695-0550-1 </td><td></td></tr><tr><td> Xylazine </td><td> Akorn, Inc </td><td> NADA # 139-236 </td><td></td></tr><tr><td> Carprofène </td><td> LAHS JAX </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pommade ophtalmique </td><td> Dechra Veterinary Products </td><td> 17033-211-38 </td><td></td></tr><tr><td> 0,5% chlorhydrate de lidocaïne </td><td> REGENT, Inc </td><td> NDC 0517-0625-25 </td><td></td></tr><tr><td> Colle cyanoacrylate </td><td> Henkel Corp </td><td> 46551 </td><td></td></tr><tr><td> Ecouvillons stériles </td><td> Fisher Scientific </td><td> 23-400-114 </td><td></td></tr><tr><td> Pâte de diamant </td><td> Alimentation Widget </td><td> BBE60 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;oxyde d&#39;étain </td><td> LORTONE, Inc </td><td> 591-038 </td><td></td></tr><tr><td> Liner Bond 2V </td><td> Kuraray Medical Inc </td><td> 1921-KA </td><td></td></tr><tr><td> Clearfil AP-X </td><td> Kuraray Medical Inc </td><td> 1721-KA </td><td></td></tr><tr><td> Saline </td><td> LAHS JAX </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Couverture en verre </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0720 </td><td></td></tr><tr><td> Ecrou à six pans </td><td> Petites pièces, Inc </td><td> HNX-0090-C </td><td></td></tr><tr><td> Pompe à seringue </td><td> Syringepump.com </td><td> NE-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Système d&#39;imagerie à deux photons </td><td> Construit sur mesure (Tout système commercial seraittravail) </td><td></td><td></td></tr></table>

imaging glioma initiation in vivo through a polished and reinforced thin-skull cranial window

Le gliome est l&#39;une des formes les plus mortelles de cancer chez l&#39;homme. La thérapie des gliomes la plus efficace à ce jour, la chirurgie suivie de radiothérapie au traitement offre aux patients que des avantages modestes, comme la plupart des patients ne survivent pas plus de cinq ans après le diagnostic en raison d&#39;une rechute de gliome 1,2. La découverte des cellules souches cancéreuses dans les tumeurs cérébrales de l&#39;homme promet d&#39;avoir un impact énorme sur le développement de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le gliome 3. Les cellules souches cancéreuses sont définis par leur capacité à la fois à se renouveler et de se différencier, et sont pensés pour être les seules cellules dans une tumeur qui ont la capacité d&#39;initier de nouvelles tumeurs 4. Gliome rechute après une radiothérapie est considéré comme provenant de la résistance des cellules souches de gliomes (CSS) à la thérapie 5-10. In vivo, les CSS sont présentés à résider dans une niche périvasculaire qui est important pour le maintien de cellules souches de leurs caractéristiques telles que 11-14 . Au centre de l&#39;orgation de la niche CGC sont les cellules endothéliales vasculaires 12. Les preuves existantes suggèrent que les CSS et leur interaction avec les cellules endothéliales vasculaires sont importants pour le développement des tumeurs, et d&#39;identifier les CSS et leur interaction avec les cellules endothéliales comme d&#39;importantes cibles thérapeutiques pour les gliomes. La présence de CSS est déterminée expérimentalement par leur capacité à initier de nouvelles tumeurs sur la transplantation orthotopique 15. Cette opération est généralement réalisée par injection d&#39;un nombre spécifique de cellules isolées à partir de GBM tumeurs humaines dans le cerveau de gravement immunodéprimés, souris ou des cellules de glioblastome souris dans le cerveau des souris congéniques d&#39;accueil. Les tests pour la croissance des tumeurs sont ensuite effectuées après le temps suffisant pour permettre CSS entre les cellules de glioblastome injectés pour donner naissance à de nouvelles tumeurs, généralement plusieurs semaines ou mois. Par conséquent, les tests actuels ne permettent pas l&#39;examen de l&#39;important processus pathologique de l&#39;initiation des tumeurs de CSS unique in vivo. Par conséquent, essentiel insights dans les rôles spécifiques des CSS et de leur interaction avec les cellules endothéliales vasculaires dans les premières étapes de l&#39;initiation des tumeurs font défaut. De telles idées sont essentiels pour développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les gliomes, et aura des répercussions importantes pour la prévention de la rechute de gliome chez les patients. Ici, nous avons adapté les ports procédure de fenêtre crânienne 16 et in vivo microscopie à deux photons pour permettre la visualisation de l&#39;initiation tumorale des cellules de glioblastome injectées dans le cerveau d&#39;une souris vivante. Notre technique permet de préparer le terrain pour les futurs efforts visant à élucider les mécanismes clés de signalisation entre les CSS et les cellules endothéliales vasculaires lors de l&#39;initiation du gliome.

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Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

En combinant une poli et renforcé vulnérabilité de la victime (ports) crânienne injection fenêtre et le glioblastome cellule (GBM), on peut observer l&#39;initiation gliome et la croissance des cellules de glioblastome injectées dans le cerveau d&#39;une souris vivante longitudinalement.

Imagerie gliome Initiation<em&gt; In Vivo</em&gt; Grâce à une poli et renforcé mince crâne fenêtre crânienne

Glioma is the one of the most lethal forms of human cancer. The most effective glioma therapy to date-surgery followed by radiation treatment-offers ...

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Research

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Medicine

Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

13.0K vues.  The Jackson Laboratory. En combinant une poli et renforcé vulnérabilité de la victime (ports) crânienne injection fenêtre et le glioblastome cellule (GBM), on peut observer l'initiation gliome et la croissance des cellules de glioblastome injectées dans le cerveau d'une souris vivante longitudinalement.

Vidéo: Imaging Glioma Initiation In Vivo Through a Polished and Reinforced Thin-skull Cranial Window

In vivo Near Infrared Fluorescence (NIRF) Intravascular Molecular Imaging of Inflammatory Plaque, a Multimodal Approach to Imaging of Atherosclerosis

The vascular response to injury is a well-orchestrated inflammatory response triggered by the accumulation of macrophages within the vessel wall leading to an accumulation of lipid-laden intra-luminal plaque, smooth muscle cell proliferation and progressive narrowing of the vessel lumen. The formation of such vulnerable plaques prone to rupture underlies the majority of cases of acute myocardial infarction. The complex molecular and cellular inflammatory cascade is orchestrated by the recruitment of T lymphocytes and macrophages and their paracrine effects on endothelial and smooth muscle cells.1
Molecular imaging in atherosclerosis has evolved into an important clinical and research tool that allows in vivo visualization of inflammation and other biological processes. Several recent examples demonstrate the ability to detect high-risk plaques in patients, and assess the effects of pharmacotherapeutics in atherosclerosis.4 While a number of molecular imaging approaches (in particular MRI and PET) can image biological aspects of large vessels such as the carotid arteries, scant options exist for imaging of coronary arteries.2 The advent of high-resolution optical imaging strategies, in particular near-infrared fluorescence (NIRF), coupled with activatable fluorescent probes, have enhanced sensitivity and led to the development of new intravascular strategies to improve biological imaging of human coronary atherosclerosis.
Near infrared fluorescence (NIRF) molecular imaging utilizes excitation light with a defined band width (650-900 nm) as a source of photons that, when delivered to an optical contrast agent or fluorescent probe, emits fluorescence in the NIR window that can be detected using an appropriate emission filter and a high sensitivity charge-coupled camera. As opposed to visible light, NIR light penetrates deeply into tissue, is markedly less attenuated by endogenous photon absorbers such as hemoglobin, lipid and water, and enables high target-to-background ratios due to reduced autofluorescence in the NIR window. Imaging within the NIR 'window' can substantially improve the potential for in vivo imaging.2,5
Inflammatory cysteine proteases have been well studied using activatable NIRF probes10, and play important roles in atherogenesis. Via degradation of the extracellular matrix, cysteine proteases contribute importantly to the progression and complications of atherosclerosis8. In particular, the cysteine protease, cathepsin B, is highly expressed and colocalizes with macrophages in experimental murine, rabbit, and human atheromata.3,6,7 In addition, cathepsin B activity in plaques can be sensed in vivo utilizing a previously described 1-D intravascular near-infrared fluorescence technology6, in conjunction with an injectable nanosensor agent that consists of a poly-lysine polymer backbone derivatized with multiple NIR fluorochromes (VM110/Prosense750, ex/em 750/780nm, VisEn Medical, Woburn, MA) that results in strong intramolecular quenching at baseline.10 Following targeted enzymatic cleavage by cysteine proteases such as cathepsin B (known to colocalize with plaque macrophages), the fluorochromes separate, resulting in substantial amplification of the NIRF signal. Intravascular detection of NIR fluorescence signal by the utilized novel 2D intravascular NIRF catheter now enables high-resolution, geometrically accurate in vivo detection of cathepsin B activity in inflamed plaque.
In vivo molecular imaging of atherosclerosis using catheter-based 2D NIRF imaging, as opposed to a prior 1-D spectroscopic approach,6 is a novel and promising tool that utilizes augmented protease activity in macrophage-rich plaque to detect vascular inflammation.11,12 The following research protocol describes the use of an intravascular 2-dimensional NIRF catheter to image and characterize plaque structure utilizing key aspects of plaque biology. It is a translatable platform that when integrated with existing clinical imaging technologies including angiography and intravascular ultrasound (IVUS), offers a unique and novel integrated multimodal molecular imaging technique that distinguishes inflammatory atheromata, and allows detection of intravascular NIRF signals in human-sized coronary arteries.

In vivo Near Infrared Fluorescence NIRF Intravascular Molecular Imaging of Inflammatory Plaque, a Multimodal Approach to Imaging of Atherosclerosis

We detail a new near-infrared fluorescence (NIRF) catheter for 2-dimensional intravascular molecular imaging of plaque biology in vivo. The NIRF catheter can visualize key biological processes such as inflammation by reporting on the presence of plaque-avid activatable and targeted NIR fluorochromes. The catheter utilizes clinical engineering and power requirements and is targeted for application in human coronary arteries. The following research study describes a multimodal imaging strategy that utilizes a novel in vivo intravascular NIRF catheter to image and quantify inflammatory plaque in proteolytically active inflamed rabbit atheromata.

In vivo par fluorescence dans le proche infrarouge (NIRF) intravasculaire d&#39;imagerie moléculaire de la plaque inflammatoire, une approche multimodale d&#39;imagerie de l&#39;athérosclérose

The vascular response to injury is a well-orchestrated inflammatory response triggered by the accumulation of macrophages within the vessel wall leading ...

Recherche

Médecine

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate since the advent of in vivo bioluminescent imaging technologies 1-3. Indeed, the ability to locate and quantify tumor growth longitudinally in a single cohort of animals to completion of the study as opposed to sacrificing individual groups of animals at specific assay times has revolutionized how researchers investigate breast cancer metastasis. Unfortunately, current methodologies preclude the real-time assessment of critical changes that transpire in cell signaling systems as breast cancer cells (i) evolve within primary tumors, (ii) disseminate throughout the body, and (iii) reinitiate proliferative programs at sites of a metastatic lesion. However, recent advancements in bioluminescent imaging now make it possible to simultaneously quantify specific spatiotemporal changes in gene expression as a function of tumor development and metastatic progression via the use of dual substrate luminescence reactions. To do so, researchers take advantage for two light-producing luciferase enzymes isolated from the firefly (Photinus pyralis) and sea pansy (Renilla reniformis), both of which react to mutually exclusive substrates that previously facilitated their wide-spread use in in vitro cell-based reporter gene assays 4. Here we demonstrate the in vivo utility of these two enzymes such that one luminescence reaction specifically marks the size and location of a developing tumor, while the second luminescent reaction serves as a means to visualize the activation status of specific signaling systems during distinct stages of tumor and metastasis development. Thus, the objectives of this study are two-fold. First, we will describe the steps necessary to construct dual bioluminescent reporter cell lines, as well as those needed to facilitate their use in visualizing the spatiotemporal regulation of gene expression during specific steps of the metastatic cascade. Using the 4T1 model of breast cancer metastasis, we show that the in vivo activity of a synthetic Smad Binding Element (SBE) promoter was decreased dramatically in pulmonary metastasis as compared to that measured in the primary tumor 4-6. Recently, breast cancer metastasis was shown to be regulated by changes within the primary tumor microenvironment and reactive stroma, including those occurring in fibroblasts and infiltrating immune cells 7-9. Thus, our second objective will be to demonstrate the utility of dual bioluminescent techniques in monitoring the growth and localization of two unique cell populations harbored within a single animal during breast cancer growth and metastasis.

In vivo Dual Substrate Bioluminescent Imaging

Herein we describe the methods to construct, visualize, and quantify the bioluminescent reactions of both firefly and renilla luciferase enzymes expressed in metastatic breast cancer cells during their growth and metastasis in vivo.

In vivo double Substrat Bioluminescent Imaging

Our understanding of how and when breast cancer cells transit from established primary tumors to metastatic sites has increased at an exceptional rate ...

Utilizing a Cranial Window to Visualize the Middle Cerebral Artery During Endothelin-1 Induced Middle Cerebral Artery Occlusion

Creation of a cranial window is a method that allows direct visualization of structures on the cortical surface of the brain1-3. This technique can be performed in many locations overlying the rat cerebrum, but is most easily carried out by creating a craniectomy over the readily accessible frontal or parietal bones. Most frequently, we have used this technique in combination with the endothelin-1 middle cerebral artery occlusion model of ischemic stroke to quantify the changes in middle cerebral artery vessel diameter that occur with injection of endothelin-1 into the brain parenchyma adjacent to the proximal MCA4, 5. In order to visualize the proximal portion of the MCA during endothelin -1 induced MCAO, we use a technique to create a cranial window through the temporal bone on the lateral aspect of the rat skull (Figure 1). Cerebral arteries can be visualized either with the dura intact or with the dura incised and retracted. Most commonly, we leave the dura intact during visualization since endothelin-1 induced MCAO involves delivery of the vasoconstricting peptide into the brain parenchyma. This bypasses the need to incise the dura directly over the visualized vessels for drug delivery. This protocol will describe how to create a cranial window to visualize cerebral arteries in a step-wise fashion, as well as how to avoid many of the potential pitfalls pertaining to this method.

This article describes a method for visualizing rat cerebral arteries through a cranial window using temporal craniectomy in order to view proximal portions of the middle cerebral artery (Figure 1). This versatile method can be combined with various techniques of drug delivery to measure cerebral artery reactivity in vivo.

L&#39;utilisation d&#39;une fenêtre crânien à la Visualisez l&#39;artère cérébrale moyenne pendant l&#39;endothéline-1 induite par l&#39;occlusion Artère cérébrale moyenne

Creation of a cranial window is a method that allows direct visualization of structures on the cortical surface of the brain1-3. This technique can be ...

3D-Neuronavigation In Vivo Through a Patient's Brain During a Spontaneous Migraine Headache

A growing body of research, generated primarily from MRI-based studies, shows that migraine appears to occur, and possibly endure, due to the alteration of specific neural processes in the central nervous system. However, information is lacking on the molecular impact of these changes, especially on the endogenous opioid system during migraine headaches, and neuronavigation through these changes has never been done. This study aimed to investigate, using a novel 3D immersive and interactive neuronavigation (3D-IIN) approach, the endogenous &#181;-opioid transmission in the brain during a migraine headache attack in vivo. This is arguably one of the most central neuromechanisms associated with pain regulation, affecting multiple elements of the pain experience and analgesia. A 36 year-old female, who has been suffering with migraine for 10 years, was scanned in the typical headache (ictal) and nonheadache (interictal) migraine phases using Positron Emission Tomography (PET) with the selective radiotracer [11C]carfentanil, which allowed us to measure &#181;-opioid receptor availability in the brain (non-displaceable binding potential - &#181;OR BPND). The short-life radiotracer was produced by a cyclotron and chemical synthesis apparatus on campus located in close proximity to the imaging facility. Both PET scans, interictal and ictal, were scheduled during separate mid-late follicular phases of the patient's menstrual cycle. During the ictal PET session her spontaneous headache attack reached severe intensity levels; progressing to nausea and vomiting at the end of the scan session. There were reductions in &#181;OR BPND in the pain-modulatory regions of the endogenous &#181;-opioid system during the ictal phase, including the cingulate cortex, nucleus accumbens (NAcc), thalamus (Thal), and periaqueductal gray matter (PAG); indicating that &#181;ORs were already occupied by endogenous opioids released in response to the ongoing pain. To our knowledge, this is the first time that changes in &#181;OR BPND during a migraine headache attack have been neuronavigated using a novel 3D approach. This method allows for interactive research and educational exploration of a migraine attack in an actual patient's neuroimaging dataset.

3D-Neuronavigation In Vivo Through a Patient&#039;s Brain During a Spontaneous Migraine Headache

In this study, the authors report for the first time a novel 3D-Immersive &#38; Interactive Neuronavigation (3D-IIN) through the impact of a spontaneous migraine headache attack in the &#956;-opioid system of a patient's brain in vivo.

3D-Neuronavigation<em&gt; In Vivo</em&gt; Dans le cerveau d&#39;un patient pendant une spontanée migraine

A growing body of research, generated primarily from MRI-based studies, shows that migraine appears to occur, and possibly endure, due to the alteration ...

Sequential In vivo Imaging of Osteogenic Stem/Progenitor Cells During Fracture Repair

Bone turns over continuously and is highly regenerative following injury. Osteogenic stem/progenitor cells have long been hypothesized to exist, but in vivo demonstration of such cells has only recently been attained. Here, in vivo imaging techniques to investigate the role of endogenous osteogenic stem/progenitor cells (OSPCs) and their progeny in bone repair are provided. Using osteo-lineage cell tracing models and intravital imaging of induced microfractures in calvarial bone, OSPCs can be directly observed during the first few days after injury, in which critical events in the early repair process occur. Injury sites can be sequentially imaged revealing that OSPCs relocate to the injury, increase in number and differentiate into bone forming osteoblasts. These methods offer a means of investigating the role of stem cell-intrinsic and extrinsic molecular regulators for bone regeneration and repair.

Sequential In vivo Imaging of Osteogenic Stem/Progenitor Cells During Fracture Repair

Quantitative measurement of bone progenitor function in fracture healing requires high resolution serial imaging technology. Here, protocols are provided for using intravital microscopy and osteo-lineage tracking to sequentially image and quantify the migration, proliferation and differentiation of endogenous osteogenic stem/progenitor cells in the process of repairing bone fracture.

Séquentiel<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie des cellules souches / progénitrices ostéogéniques lors de la réparation de la fracture

Bone turns over continuously and is highly regenerative following injury. Osteogenic stem/progenitor cells have long been hypothesized to exist, but in ...

Combined In vivo Optical and &#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in vivo optical and &#956;CT imaging allow the visualization of biological phenomena in an anatomical context. These imaging modalities may be especially useful to study conditions that impact bone. In particular, orthopaedic implant infections are an important problem in clinical orthopaedic surgery. These infections are difficult to treat because bacterial biofilms form on the foreign surgically implanted materials, leading to persistent inflammation, osteomyelitis and eventual osteolysis of the bone surrounding the implant, which ultimately results in implant loosening and failure. Here, a mouse model of an infected orthopaedic prosthetic implant was used that involved the surgical placement of a Kirschner-wire implant into an intramedullary canal in the femur in such a way that the end of the implant extended into the knee joint. In this model, LysEGFP mice, a mouse strain that has EGFP-fluorescent neutrophils, were employed in conjunction with a bioluminescent Staphylococcus aureus strain, which naturally emits light. The bacteria were inoculated into the knee joints of the mice prior to closing the surgical site. In vivo bioluminescent and fluorescent imaging was used to quantify the bacterial burden and neutrophil inflammatory response, respectively. In addition, &#956;CT imaging was performed on the same mice so that the 3D location of the bioluminescent and fluorescent optical signals could be co-registered with the anatomical &#956;CT images. To quantify the changes in the bone over time, the outer bone volume of the distal femurs were measured at specific time points using a semi-automated contour based segmentation process. Taken together, the combination of in vivo bioluminescent/fluorescent imaging with &#956;CT imaging may be especially useful for the noninvasive monitoring of the infection, inflammatory response and anatomical changes in bone over time.

Combined In vivo Optical and  &amp;#181;CT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice

Combined optical and &#956;CT imaging in a mouse model of orthopaedic implant infection, utilizing a bioluminescent engineered strain of Staphylococcus aureus, provided the capability to noninvasively and longitudinally monitor the dynamics of the bacterial infection, as well as the corresponding inflammatory response and anatomical changes in the bone.

Combiné<em&gt; In vivo</em&gt; Optique et μCT imagerie pour surveiller l&#39;infection, l&#39;inflammation, et Bone Anatomy dans une infection orthopédique Implant souris

Multimodality imaging has emerged as a common technological approach used in both preclinical and clinical research. Advanced techniques that combine in ...

State of the Art Cranial Ultrasound Imaging in Neonates

Cranial ultrasound (CUS) is a reputable tool for brain imaging in critically ill neonates. It is safe, relatively cheap and easy to use, even when a patient is unstable. In addition it is radiation-free and allows serial imaging. CUS possibilities have steadily expanded. However, in many neonatal intensive care units, these possibilities are not optimally used. We present a comprehensive approach for neonatal CUS, focusing on optimal settings, different probes, multiple acoustic windows and Doppler techniques. This approach is suited for both routine clinical practice and research purposes. In a live demonstration, we show how this technique is performed in the neonatal intensive care unit. Using optimal settings and probes allows for better imaging quality and improves the diagnostic value of CUS in experienced hands. Traditionally, images are obtained through the anterior fontanel. Use of supplemental acoustic windows (lambdoid, mastoid, and lateral fontanels) improves detection of brain injury. Adding Doppler studies allows screening of patency of large intracranial arteries and veins. Flow velocities and indices can be obtained. Doppler CUS offers the possibility of detecting cerebral sinovenous thrombosis at an early stage, creating a window for therapeutic intervention prior to thrombosis-induced tissue damage. Equipment, data storage and safety aspects are also addressed.

Cranial ultrasound (CUS) is a valuable tool for brain imaging in critically ill neonates. This video shows a comprehensive approach for neonatal (Doppler) CUS for both clinical and research purposes, including a bedside demonstration of the technique.

État de l&#39;imagerie par ultrasons Art crânienne les nouveau-nés

Cranial ultrasound (CUS) is a reputable tool for brain imaging in critically ill neonates. It is safe, relatively cheap and easy to use, even when a ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Télémétrie intra-utérine mesurer souris contractile pression<em&gt; In Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

In Vivo Imaging and Tracking of Technetium-99m Labeled Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells in Equine Tendinopathy

Recent advances in the application of bone marrow mesenchymal stem cells (BMMSC) for the treatment of tendon and ligament injuries in the horse suggest improved outcome measures in both experimental and clinical studies. Although the BMMSC are implanted into the tendon lesion in large numbers (usually 10 - 20 million cells), only a relatively small number survive (&#60;10%) although these can persist for up to 5 months after implantation. This appears to be a common observation in other species where BMMSC have been implanted into other tissues and it is important to understand when this loss occurs, how many survive the initial implantation process and whether the cells are cleared into other organs. Tracking the fate of the cells can be achieved by radiolabeling the BMMSC prior to implantation which allows non-invasive in vivo imaging of cell location and quantification of cell numbers.
This protocol describes a cell labeling procedure that uses Technetium-99m (Tc-99m), and tracking of these cells following implantation into injured flexor tendons in horses. Tc-99m is a short-lived (t1/2 of 6.01 hr) isotope that emits gamma rays and can be internalized by cells in the presence of the lipophilic compound hexamethylpropyleneamine oxime (HMPAO). These properties make it ideal for use in nuclear medicine clinics for the diagnosis of many different diseases. The fate of the labeled cells can be followed in the short term (up to 36 hr) by gamma scintigraphy to quantify both the number of cells retained in the lesion and distribution of the cells into lungs, thyroid and other organs. This technique is adapted from the labeling of blood leukocytes and could be utilized to image implanted BMMSC in other organs.

In Vivo Imaging and Tracking of Technetium-99m Labeled Bone Marrow Mesenchymal Stem Cells in Equine Tendinopathy

This protocol describes the radiolabeling of equine mesenchymal stem cells and their implantation into tendon injuries in the horse in order to determine cell survival and tissue distribution using gamma scintigraphy.

Imagerie in vivo et le suivi de technétium 99m Étiqueté moelle osseuse Cellules souches mésenchymateuses dans Tendinopathie Hippique

Recent advances in the application of bone marrow mesenchymal stem cells (BMMSC) for the treatment of tendon and ligament injuries in the horse suggest ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

Appauvrissement des cellules de souris de xénogreffes de tumeurs humaines améliore de manière significative l&#39;analyse en aval des cellules cibles

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...