Nous remercions le soutien du NIH (NS047073 au CSM). Nous sommes également reconnaissants à Catherine pour son Kehl premières expériences Kwik-Sil, qui nous a encouragés à l&#39;utiliser pour notre application.

1. Fabrication des électrodes <ol><li> Pour créer l&#39;électrode, utiliser des ciseaux pour couper un morceau de 0,001 émaillé fils d&#39;acier de diamètre pouces inox d&#39;environ 2 pieds de long. Fixez une petite boule de pâte à chaque extrémité du fil, pliez le fil en deux, et de spin les extrémités pour créer une paire torsadée, dite électrode différentielle. </li><li> Bande aux deux extrémités du fil pour prévenir leur effilage. Faire quatre électrodes différentielles, en utilisant une couleur différente de ruban pour chaque électrode différentielle des fins d&#39;identification (figure 1A). </li><li> Twist deux des électrodes différentielles ensemble, laissant deux pouces sans torsion sur une extrémité et 1 pouce sur l&#39;autre extrémité. Répéter avec le reste de la paire d&#39;électrodes différentielles (figure 1B). </li><li> Twist deux séries de deux électrodes différentielles ensemble, en s&#39;assurant que les extrémités restent sans torsion. Hold up l&#39;assemblage d&#39;électrodes et d&#39;appliquer la colle silicone ménages à la jonction de quatre électrodes différentielles, laissant les extrémités libres. Hang et permettre à la colle de sécher pendant au moins 4 heures (figure 1C). </li><li> Pour isoler les branches, poser l&#39;ensemble électrode vers le bas sur un plat, mobile, de surface comme un morceau de bois. Ventilateur sur les extrémités et les fixer avec du ruban adhésif. Utiliser un petit morceau de plastique à élever l&#39;ensemble d&#39;électrodes juste avant qu&#39;elle branches, et sécurisé avec des bandes. </li><li> Lors d&#39;une loupe binoculaire, l&#39;utilisation de pinces pour bien enrober les branches avec de la colle silicone. Les extrémités de 1 pouce de long sera l&#39;intérieur de l&#39;animal, ils doivent donc avoir une très fine couche de colle. Laissez la colle sécher pendant au moins 3 heures. </li><li> Raccourcir la fin 1-pouce de long d&#39;une électrode différentielle à deux centimètres. Sur chaque fil, enlever 1cm de silicone et de l&#39;émail. Curl un fil dénudé dans un crochet pour l&#39;enregistrement. Pliez l&#39;autre fil haut et loin de l&#39;hameçon, ce qui servira de fil de terre. Répétez l&#39;opération pour les trois autres électrodes. </li><li> Sélectionnez l&#39;un des quatre électrodes sur la fin de 2 pouces. Utilisez une pince à gratter de silicone et de l&#39;émail, exposant 1cm de fil d&#39;acier inox nu sur chacun des 2 fils. Souder un connecteur d&#39;or à chacun des deux fils. Utilisez un morceau de ruban de laboratoire pour assurer la fin et de maintenir une séparation entre le sol et les broches d&#39;enregistrement. Répétez l&#39;opération pour les trois autres électrodes. </li><li> Fixer une boule 1 à 2 cm de la colle silicone pour le câble, soit environ 1,5 cm de l&#39;extrémité du crochet d&#39;ancrage des électrodes au sein de l&#39;animal. Laisser sécher au moins une heure (figure 1D). <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="Figure 1" /> Figure 1. Fabrication des électrodes Assemblée. (A) d&#39;électrode différentielle unique constituée d&#39;un fil plié et tordu avec ses extrémités avec du ruban adhésif sécurisé. (B) Deux électrodes différentielles tordus ensemble, en laissant un espace sans torsion à l&#39;extrémité. Différentes bandes de couleur ou d&#39;une autre marque doit être utilisée pour identifier les extrémités. (C) Toutes les électrodes différentielles quatre combinés en un ensemble d&#39;électrode unique, formant un seul câble avec des branches séparées des électrodes individuelles à chaque extrémité, repérés par des couleurs distinctes de ruban. (D) sous forme finale de l&#39;assemblage de l&#39;électrode. Sur la gauche, il ya enroulée crochets pour les enregistrements et les fils de terre pour chaque électrode différentielle. Sur la droite, broches en or ont été soudées aux fils pour le raccordement à l&#39;amplificateur. Une boule d&#39;ancrage de la colle silicone a également été placé vers le côté gauche de l&#39;assemblée. </li></ol> 2. Préparation des animaux pour l&#39;implantation <ol><li> Sélectionnez un animal sain, qui pèse environ 350-450g. En réponse à de petits morceaux d&#39;algues, l&#39;animal devrait générer des piqûres à des intervalles de 3 à 5 secondes. La chirurgie avec implantation d&#39;électrodes devrait prendre environ une heure. </li><li> Pour anesthésier l&#39;animal, y injecter 30% p / v isotonique MgCl 2. Pour éviter la perte d&#39;hémolymphe et MgCl 2, le site d&#39;injection peuvent être revêtus de la superglue avant de retirer l&#39;aiguille. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="Figure 2" /> Figure 2. Schéma montrant comment l&#39;animal est épinglé pour l&#39;implantation d&#39;électrodes, et l&#39;emplacement de l&#39;incision (indiqué par une barre). </li><li> Lay l&#39;animal anesthésié dans un bac de dissection avec son pied par terre. Face à la tête d&#39;animal sur la, décaler la zone Gill à votre gauche telles que l&#39;animal est partiellement sur son côté, penche du côté opposé. Pin le long des tentacules antérieur (figure 2). </li><li> Placez le plateau sur la scène d&#39;un microscope à dissection. Caler le plateau à un angle de 20 degrés d&#39;élever la tête et de recueillir l&#39;hémolymphe dans la queue, loin de l&#39;incision. </li><li> Avec des ciseaux de dissection, commencez une incision légèrement sur votre droite du piétin-verse et l&#39;étendre de 1 à 1,5 cm vers l&#39;avant. Utilisez écarteurs fixés sur les bords du plateau pour maintenir l&#39;ouverture incision (figure 2; barre de note près de l&#39;incision piétin-verse indiquant). </li><li> Pour exposer la masse buccale, l&#39;utilisation forceps pour soulever la membrane claire sous la peau et les ciseaux pour couper l&#39;utilisation d&#39;une ouverture correspondant de l&#39;incision principale. Tuck les bords de la membrane dans les écarteurs. </li></ol> 3. L&#39;implantation d&#39;électrodes <ol><li> Placez l&#39;assemblage d&#39;électrodes sur un micromanipulateur et le déplacer sur l&#39;incision de l&#39;animal. </li><li> Le nerf est radular plus difficiles d&#39;accès, et devraient être abordés en premier. Il ya deux possibilités pour accéder au nerf radular. </li><li> La première option, qui est préférable, c&#39;est de regarder sous le ganglion buccal entre BN1 et BN2. Si une branche du nerf radular est visible, utilisez une pince à pointe fine recourbée en crochet pour sortir la branche (figure 3, la boucle de la RN sous ganglionnaires étiquetés 1). </li><li> Si une branche du nerf radular n&#39;est pas accessible au-dessus du muscle, une deuxième option est d&#39;y accéder via une petite incision dans I2 à côté du tissu conjonctif, à la base du ganglion buccal (figure 3, RN-dessous du muscle étiquetés 2). L&#39;incision dans I2 doit passer par deux couches de muscle I2. Tenez le bord de l&#39;incision musculaire avec une pince droite et utilisez la pince accrochée à une branche sortir RN. </li><li> Tout en maintenant le nerf avec la pince accroché, utiliser un ensemble différent de pince pour manipuler le crochet électrode sur le nerf. </li><li> Utilisez le micromanipulateur pour élever le crochet de sorte que le nerf est soulevé loin de la masse buccale et claire de toute autres nerfs ou des tissus. Ne pas étirer le nerf. </li><li> L&#39;électrode à sec en utilisant un Kim-Wipe ou aspiration hors de l&#39;excès de liquide avec une seringue. Tension de l&#39;eau peut causer le culot de s&#39;effondrer sur lui-même, ou un sceau d&#39;eau pour former sous le nerf. Dans les deux cas, la zone doit être complètement sèche avant de la colle est appliquée. </li><li> Appliquez une noisette de colle où la base du crochet est en contact avec le fond du nerf. Appliquez une goutte de solution saline ou de l&#39;aplysie hémolymphe de définir la superglue. Quand la colle est rien humide doit être déplacé que l&#39;obtention de la colle entre le fil et le nerf pourrait bloquer la connexion électrique. </li><li> Sécher le crochet de nouveau. Mélanger Kwik-Sil colle sur un sac de glace. </li><li> Utilisez la pointe d&#39;une épingle à appliquer une petite quantité de colle Kwik-Sil, couvrant complètement toute fil exposé de l&#39;hameçon, mais pas le fil de terre. </li><li> Laissez la colle ensemble pendant 5 minutes environ, le réajustement de la colle si elle se détache des sections de l&#39;hameçon. La colle est réglée quand elle s&#39;en tient plus quand on la touche avec la broche (figure 4 montre la configuration finale). </li><li> Une fois l&#39;électrode nerveuse radular est réglé, le muscle I2 peut être consulté. Dans la zone entre BN1 et BN2, utilisez la pince accrochée à crochet et à séparer deux bandes du muscle I2 du reste du muscle en tirant doucement sur les bandes vers le haut. Fixez l&#39;électrode en utilisant la même procédure. </li><li> Nerfs buccaux 2 et 3 sont facilement accessibles et les électrodes sont fixées à la même procédure. </li><li> Une fois que toutes les électrodes sont attachées, faites glisser l&#39;assemblage d&#39;électrodes dans l&#39;animal à l&#39;ancre en silicone. </li><li> Suture de l&#39;incision fermée autour du câble de l&#39;électrode en saillie, en gardant le point d&#39;ancrage intérieur de l&#39;animal. Superglue les points de suture pour assurer une bonne étanchéité. </li><li> Insérez le connecteur d&#39;or conseils à l&#39;autre bout de l&#39;électrode dans un petit bloc de polystyrène. Retour à l&#39;animal de la cuve principale dans un récipient d&#39;isolation aéré pour la nuit de récupération. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Un schéma de l&#39;appareil d&#39;alimentation aplysie connue comme étant la masse buccale. Indiqués sont les nerfs buccaux (BN1, BN2, BN3), le nerf radular (RN) qui sort du fond du ganglion vestibulaire, puis plonge sous le muscle, et l&#39;emplacement sur le muscle I2 où l&#39;électrode est attaché. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="Figure 4" /> Figure 4. Schéma de principe d&#39;électrode unique attaché à un nerf (ou musculaires) et collés en place. Notez que la région de-isolée du crochet enroulée est en contact direct avec le nerf (ou musculaires), ancré en place avec la superglue, et électriquement isolée du milieu liquide en utilisant Kwik-Sil. Notez également que la pointe de l&#39;électrode deinsulated sol est exposé au fluide. 4. Enregistrement <ol><li> Acclimate l&#39;animal dans un récipient aéré alors attaché à l&#39;appareil de contrôle pendant au moins 1,5 heures. Surveiller le signal alors que l&#39;animal est acclimatation de vérifier que toutes les électrodes sont de travail et que les niveaux sonores sont bas. </li><li> Utiliser une caméra vidéo pour enregistrer le comportement alimentaire tout en utilisant l&#39;ordinateur pour enregistrer des signaux provenant des électrodes neurales et musculaires. Synchroniser les enregistrements vidéo et de l&#39;électrode en utilisant un signal carré qui contrôle un compteur numérique dans la vue caméra alors qu&#39;elle est simultanément enregistré comme un canal supplémentaire sur l&#39;ordinateur dans Axoscope. </li><li> Nourrir les comportements sont suscitées par les techniques décrites dans Morton et Chiel 1993. </li></ol> Bien que les animaux invertébrés ne nécessitent pas une approbation formelle par l&#39;utilisation des animaux institutionnels et comité des soins, nous avons veillé à ce que tous les traitements de l&#39;aplysie minimiser les dommages et la souffrance à l&#39;animal, et que toutes les techniques chirurgicales sont effectuées alors que l&#39;animal est totalement anesthésié. Les résultats représentatifs <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="Figure 5" /> Figure 5 (A). Simultanée des enregistrements à quatre canaux à partir d&#39;un muscle (le muscle I2 rapporteur), et de trois nerfs buccaux (le nerf radular, RN, nerf buccal 2, BN2, et nerf buccal 3, BN3) lors d&#39;une intervention à avaler. (B) Un cadre toujours de l&#39;enregistrement vidéo simultanés de l&#39;animal librement se comporter comme il l&#39;avale d&#39;une bande d&#39;algues prédécoupés (0,5 cm de largeur), qui a été marquée à intervalles de 0,5 cm avec des bandes blanches afin que ses mouvements peuvent être facilement visualisés comme l&#39;animal se nourrit.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

Une innovation clé qui a fait ces enregistrements succès est la combinaison des électrodes dans un seul câble. Deux enregistrements d&#39;électrodes ont été utilisées avant, mais en élargissant à quatre électrodes individuelles conduit à la formation d&#39;adhérences chirurgicales qui ont souvent empêché l&#39;animal de faire des mouvements alimentation normale. Combinant les électrodes dans un seul câble réduit la majeure partie des électrodes à l&#39;intérieur de l&#39;animal, qui à son tour réd...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

Enregistrement à partir de nerfs et des muscles clés du<em&gt; Aplysie</em&gt; Au cours du comportement alimentaire nous permet d&#39;étudier les modalités de contrôle neural chez un animal intact. Simultanément enregistrement à partir de multiples nerfs et des muscles nous donne des informations précises sur le calendrier de l&#39;activité neuronale. Méthodes d&#39;enregistrement antérieures ont travaillé pendant deux électrodes, mais l&#39;étude des nerfs ou des muscles supplémentaires nécessaires combinant et la moyenne des enregistrements de plusieurs animaux, ce qui rend difficile de déterminer les détails fins du calendrier et les étapes, en raison de la variabilité de la réponse à la réponse, et de animal à l&#39;autre. L&#39;implantation de quatre électrodes individu a un taux de réussite très faible en raison de la formation d&#39;adhérences qui empêchent les animaux d&#39;accomplir des mouvements alimentation normale. Nous avons développé une nouvelle méthode de fabrication d&#39;électrodes qui réduit la majeure partie des électrodes à l&#39;intérieur de l&#39;animal permettant des mouvements de l&#39;alimentation normale. En utilisant une combinaison de colles pour fixer les résultats des électrodes dans une isolation plus fiable de l&#39;électrode qui dure plus longtemps, ce qui permet d&#39;enregistrer des périodes aussi longues que d&#39;une semaine. La technique de fabrication que nous décrivons pourrait être étendue pour incorporer plusieurs électrodes supplémentaires, et serait applicable aux animaux vertébrés.

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Une technique est décrite pour l&#39;implantation de quatre<em&gt; In vivo</em&gt; Électrodes pour surveiller le contrôle neuromusculaire du comportement alimentaire chez les<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K vues.  Case Western Reserve University. Une technique est décrite pour l'implantation de quatre In vivo Électrodes pour surveiller le contrôle neuromusculaire du comportement alimentaire chez les Aplysia californica.

Vidéo: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Haute densité enregistrements EEG des souris se déplacent librement à l&#39;aide à base de polyimide microélectrodes

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Recherche

Neurosciences

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Conception et montage d&#39;un Microdrive ultra-léger motorisé pour des enregistrements de neurones chroniques chez les petits animaux

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Préparation Susciter et enregistrement des programmes d&#39;alimentation moteur avec les mouvements physiologiques en<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Identifier les motoneurones extracellulaire d&#39;un Motor Pool musculaire dans<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Isolation des neurones sensoriels de<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Patch pour les enregistrements de serrage des courants glutamatergiques

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Une procédure d&#39;implantation de tableaux organisés de microfils pour enregistrements unitaires dans Awake, se comportant Animaux

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Conception et de fabrication de Ultralight Poids, réglables sondes multi-électrodes pour électrophysiologiques enregistrements chez la souris

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Des enregistrements de potentiels évoqués visuels chez les souris en utilisant un multicanal Non invasif de la sec du cuir chevelu EEG capteur

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Enregistrements simultanés des potentiels corticaux champ Local, électrocardiogramme, électromyogramme et respiration rythmique d’un Rat librement mobile

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...