Nous tenons à souligner que cette technique a été décrite à l&#39;origine par Sparte et al., 2012 et a été facilement adapté pour une utilisation dans notre laboratoire.

* Tous les matériaux ainsi que des fabricants respectifs et / ou des vendeurs sont indiqués ci-dessous le protocole. 1. Assemblée de l&#39;implant <ol><li> Préparer un mélange d&#39;époxy thermodurcissable à fibre optique en ajoutant 100 mg de durcisseur pour 1 g de résine. </li><li> Mesurer et couper environ 35 mm de fibre de 125 um optique d&#39;un noyau 100 um en le marquant avec un scribe de coin pointe au carbure. Placez le scribe perpendiculaire à la fibre optique et le score dans un seul mouvement unidirectionnel. Couper la fibre complètement endommager le cœur de la fibre. </li><li> Insérez une céramique LC Embouts de 127 um portaient dans l&#39;étau, côté convexe pointé vers le bas. </li><li> Insérer la fibre optique dans la ferrule. La fibre optique doit glisser doucement et légèrement saillie au-delà de l&#39;extrémité convexe de la virole (figure 1a). </li><li> Appliquez une goutte d&#39;époxy thermodurcissable fibre optique à l&#39;extrémité plate et de chaleur avec un pistolet thermique jusqu&#39;à époxy devient noir. L&#39;époxy doitremplir la virole lorsqu&#39;elle est chauffée et avant le durcissement. L&#39;époxy doit remédier dans ~ 1 min d&#39;application de chaleur constante. </li><li> Enlever la résine époxy le long des côtés de la virole, comme cela entrave l&#39;interfaçage avec le coupleur. </li><li> Polir l&#39;extrémité convexe de la ferrule à l&#39;aide d&#39;un disque de polissage LC fibre optique (FOPD) sur des feuilles de polissage d&#39;oxyde d&#39;aluminium sur la pastille de polissage (figure 1b). Rendre les modes de rotation circulaire et polir sur quatre niveaux dans l&#39;ordre suivant: 5, 3, 1 0,3 um grain. </li><li> Couper la fibre optique à l&#39;extrémité plane de la longueur appropriée de telle sorte qu&#39;il vise la région d&#39;intérêt. La longueur peut être déterminée à l&#39;aide de l&#39;atlas stéréotaxique. </li><li> Tester l&#39;implant en le connectant au laser par l&#39;intermédiaire du cordon d&#39;accouplement décrit ci-dessous. L&#39;extrémité polie de l&#39;implant est inséré dans le manchon du raccord et doit entrer en contact direct avec la virole opposée. L&#39;implant doit être capable de maintenir 10 mW de puissance lumineuse, mesurée à l&#39;extrémité de eFibre implant e. Un implant mauvaise aura un point faible focale près de l&#39;extrémité de la fibre optique. </li><li> Stocker les implants finis (figure 1c) en mousse jusqu&#39;à leur utilisation. </li></ol> 2. Assemblée du cordon Coupleur fibre optique <ol><li> Préparer un mélange d&#39;époxy thermodurcissable à fibres optiques comme ci-dessus. </li><li> Mesurer et couper une longueur appropriée de 220 fibres optiques avec 200 um um coeur en le marquant avec un scribe de coin pointe au carbure. La longueur de la fibre devrait permettre la souris pour se déplacer librement dans le boîtier, mais ne permet pas la souris à mâcher à travers la fibre. </li><li> Insérer la fibre optique dans une longueur de tube de furcation légèrement plus longue que la longueur de fibre optique. Le tube doit avoir un diamètre intérieur légèrement plus grand que la fibre optique. </li><li> Bande de ~ 25mm à une extrémité de la fibre optique et l&#39;insérer dans le bout de métal d&#39;un MM multimode FC Ferrule Assemblée avec 230 um portait jusqu&#39;à ce qu&#39;il s&#39;arrête. La fibre optique ne doit dépasser à travers le ferrufin le (Figure 2a). </li><li> Fixez le cadre de cyanoacrylate (super glue) à la fin de métal. Couvrir la connexion avec un connecteur d&#39;amorçage et de polir l&#39;extrémité de la férule d&#39;un FOPD FC. Rendre les modes de rotation circulaire et à polir sur quatre niveaux dans l&#39;ordre suivant: 5, 3, 1, 0,3 um (Figure 2b) grain. </li><li> Enlever et insérer l&#39;autre extrémité de la fibre optique dans un embout en céramique LC (230 um Identifiant du trou) avec l&#39;extrémité distale convexe. Appliquer une goutte d&#39;époxy à l&#39;extrémité plate et de la chaleur jusqu&#39;à la guérison. </li><li> Polir l&#39;extrémité convexe de la virole à l&#39;aide d&#39;un FOPD FC sur des feuilles d&#39;oxyde d&#39;aluminium polissage comme décrit ci-dessus. </li><li> Glisser un manchon LC embout sur l&#39;extrémité convexe de la virole jusqu&#39;à ce que le point médian de la douille. </li><li> Lieu tube thermo-rétractable sur le tube et le manchon furcation et la chaleur de sécuriser et de protéger la connexion (figure 2c). </li><li> Tester le coupleur en le connectant à la source laser et la mesure de la lumière outpUT à travers le coupleur avec un spectrophotomètre. La perte de lumière entre la sortie du laser et le coupleur de sortie mesurée ne doit pas dépasser 30%. </li></ol> 3. Implantation chirurgicale * Il s&#39;agit d&#39;une procédure conseils uniquement. Instruments sont stériles mais les gants n&#39;ont pas besoin d&#39;être dus à la manipulation constante entre les instruments et les équipements. <ol><li> Anesthésier la souris avec une injection de kétamine / xylazine mélange intrapéritonéale 100 et 10 mg / kg, respectivement, à l&#39;aide d&#39;une aiguille de calibre 30. </li><li> Raser le cuir chevelu avec une tondeuse. Essuyez le cuir chevelu avec de l&#39;alcool isopropylique à 70%, suivi par Betasept essuyer (solution de chlorhexidine 4%) pendant deux minutes, en répétant une fois. </li><li> Placez la souris dans la plate-forme sterotaxic et fixer la tête, faire en sorte que le crâne est de niveau. Appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour éviter le dessèchement et la douleur postopératoire. Maintenir l&#39;anesthésie à l&#39;aide volatilisés isoflurane (1-3% dilué avec de l&#39;oxygène en fonction de l&#39;état physiologique du mousoi, qui doit être contrôlé en permanence par la réponse à un pincement de la queue). </li><li> Pratiquer une incision à travers la ligne médiane du cuir chevelu, l&#39;exposition de la boîte crânienne de l&#39;orbite des yeux de lambda. Écarter le tissu conjonctif, si nécessaire. </li><li> Utilisez des pinces Serafin pour retenir la peau et maintenir un accès au crâne (figure 3a). </li><li> Graver un motif en damier sur toute la surface du crâne avec un cure-dent. Laver les débris avec une solution saline stérile. Séchez soigneusement. </li><li> Appliquer le peroxyde d&#39;hydrogène (3%) de la boîte crânienne exposée avec un coton-tige pour ~ 2-3 sec pour créer des micropores. Laver plusieurs fois et séchez soigneusement. En variante, les ancres peut être vissé dans la boîte crânienne, comme décrit dans Sparte et al. (2012). </li><li> Encore une fois, graver un motif en damier à travers le crâne avec un cure-dent et se laver les débris avec une solution saline. Séchez soigneusement. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un outil rotatif, faire un petit trou de trépan craniotomie (&lt;1 mm de diamètre) avec une mèche stérile(Autoclave) au-dessus de la région d&#39;intérêt, déterminée par l&#39;atlas stéréotaxique calibré pour bregma et lambda. Attention à ne pas casser la dure-mère ou endommager les tissus. Laver et sécher soigneusement les débris. </li><li> Insérez l&#39;embout de fibre optique (implant) dans le support de sonde et raccorder au bras stéréotaxique. </li><li> Positionner l&#39;implant en place au dessus de la région d&#39;intérêt à l&#39;aide du bras stéréotaxique (figure 3b). Si l&#39;insertion de la fibre optique dans le tissu cérébral, la fibre doit être avancé à une vitesse lente d&#39;environ 2 mm / min. La virole doit reposer sur le crâne restant. </li><li> Préparer un mélange de ciment dentaire. Le mélange doit avoir une viscosité suffisamment basse pour appliquer facilement à travers le crâne. Le mélange sera utilisable pendant 2-4 min. </li><li> À l&#39;aide d&#39;un cure-dent stérile, appliquer une couche mince et uniforme de ciment dentaire à travers le crâne et sur la partie inférieure de l&#39;implant. La couche de base de ciment dentaire devrait couvrir la surface aussi bien sur le crâne commepossible. Ne pas laisser le ciment dentaire entrer en contact avec la peau de la souris. Cela conduira à une difficulté accrue à suturer ainsi que l&#39;irritation de la souris. Si le ciment dentaire ne viennent en contact avec la peau, lui permettre de sécher partiellement de telle sorte que l&#39;ensemble de la couche de ciment peut être enlevée avant le réglage. </li><li> Laissez sécher complètement. </li><li> Appliquer couches régulières de ciment dentaire pour former un petit monticule sur le crâne et autour de l&#39;implant, permettant à chaque couche sécher complètement (Figure 3c). Laisser ~ 3-5 mm de l&#39;extrémité convexe de la virole propre de ciment pour permettre à une surface lisse, sans obstruction de connexion. </li><li> Suturer le cuir chevelu au niveau de la motte de ciment dentaire et autour de l&#39;implant en utilisant des sutures stériles, à usage unique de soie tressés (6-0) avec une aiguille de C22. Retirer au bout de 7 jours. En option: Bond Vet utilisation pour la liaison supplémentaire après la suture. Assurez-vous d&#39;utiliser Bond Vet minime. Excès peut conduire à de graves lésions cutanées dues au grattage. </li><li> IMMÉDIATEMENTY après la chirurgie, la souris doit être injecté par voie sous cutanée avec Ketprophen (5 mg / kg) afin de diminuer la douleur post-opératoire. Cela devrait être répété 24 heures plus tard. Appliquer analgésiques topiques (bupivicaïne) et des antibiotiques (Neosporin) à la peau suturée et autour de la base de l&#39;implant. </li><li> Placez la souris dans une cage sur une couverture chauffante pour la récupération de l&#39;anesthésie. Placez la souris dans une solution stérile, cage de récupération post-opératoire. La cage de récupération ne doit pas contenir toute la literie, afin de maintenir la température et éviter l&#39;asphyxie. La souris peut être retourné à la cage d&#39;origine ou une nouvelle cage une fois éveillés. </li></ol> Un assemblage correct de l&#39;implant à fibres optiques et les résultats de coupleur à la perte de photons minimale entre la source lumineuse et l&#39;extrémité de la fibre optique dans la région d&#39;intérêt. Fibre optique bien polis doit transmettre la lumière de façon uniforme, cercle concentrique (figure 2d). Avec l&#39;implantation attention et la suture, l&#39;implant ne provoque aucune irritation visiblela souris et peut rester en place pour études à long terme (Figure 3d,&gt; 1 mois, observations non publiées) sans aucune dégradation significative de la fibre optique ou la quantité de lumière transmise. L&#39;implantation incorrecte ou suture peut causer une irritation et peut entraîner chez la souris gratter grâce à son cuir chevelu, ce qui expose le ciment dentaire, ou la rupture de l&#39;embout du ciment dentaire due à la manipulation persistante. Un schéma de principe du système assemblé peut être vu dans la figure 4. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig1.jpg" /> Figure 1. Assemblée de la fibre optique implantables. (A) La fibre optique est insérée dans la virole, légèrement en saillie au-delà de l&#39;extrémité convexe indiqué par la flèche. (B) l&#39;extrémité convexe de la virole est polie à l&#39;aide d&#39;un FOPD sur les catégories de plus en plus fines feuilles de polissage. (C) L&#39;opt fini fibre implantableic. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50004/50004fig1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig2.jpg" /> Figure 2. Assemblée de coupleur de fibres optiques utilisés pour attacher la fibre optique joint rotatif à l&#39;implant. Collage de fibre (A) optique à travers l&#39;ensemble d&#39;embout. (B) Le côté virole de l&#39;ensemble est inséré dans les classes FOPD et polie à l&#39;aide de plus en plus fines papier à polir. (C) La virole manchon est monté sur la virole et fixés avec gaine thermorétractable. (D) Le coupleur de fibres optiques terminé doit produire une lumière concentrique avec perte minimale de photons. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig3.jpg" /> Figure 3. L&#39;implantation chirurgicale de la fibre optique. (A) La surface totale de la cranium est exposé et le tissu conjonctif est effacé. (B) L&#39;implant fibre optique est maintenue en position avec le bras stéréotaxique. (C) du ciment dentaire est appliquée fixer l&#39;implant à fibre optique à la boîte crânienne. (D)&gt; 1 mois après l&#39;implantation, la peau a cicatrisé autour de l&#39;implant et il n&#39;ya aucun signe d&#39;irritation. <img alt="Figure 4" src="/files/ftp_upload/50004/50004fig4.jpg" /> Figure 4. Schéma de principe du système fonctionnel

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neuronal+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neuronal activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Light-Induced+Activation+of+Neural+Circuitry+in+Trangenic+Mice+Expressing+Channelrhodopsin-2.">In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Trangenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2.</a> Neuron. 54, 205-218 (2007).</li><li>Gradinaru, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+approaches+for+diversifying+and+extending+optogenetics.">Molecular and cellular approaches for diversifying and extending optogenetics.</a> Cell. 141, 165-16 (2010).</li><li>Luo, L., Callaway, E. M., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+neural+circuits.">Genetic dissection of neural circuits.</a> Neuron. 57, 634-660 (2008).</li><li>Arenkiel, B. R., Ehlers, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetic+and+imaging+technologies+for+circuit+based+neuroanatomy.">Molecular genetic and imaging technologies for circuit based neuroanatomy.</a> Nature. 461, 900-907 (2009).</li><li>Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+interrogation+of+neural+circuits:+technology+for+probing+mammalian+brain+structures.">Optogenetic interrogation of neural circuits: technology for probing mammalian brain structures.</a> Nat. Protoc. 5, 439-456 (2010).</li><li>Adamantidis, A. R., Zhang, F., Aravanis, A. M., Deisseroth, K., de Lecea, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+substrates+of+awakening+probed+with+optogenetic+control+of+hypocretin+neurons.">Neural substrates of awakening probed with optogenetic control of hypocretin neurons.</a> Nature. 450, 420-424 (2007).</li><li>Sparta, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+implantable+optical+fibers+for+long-term+optogenetic+manipulation+of+neural+circuits.">Construction of implantable optical fibers for long-term optogenetic manipulation of neural circuits.</a> Nature Protocols. 7, 12-23 (2012).</li><li>Stuber, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Excitatory+transmission+from+the+amygdala+to+nucleus+accumbens+facilitates+reward+seeking.">Excitatory transmission from the amygdala to nucleus accumbens facilitates reward seeking.</a> Nature. 475, 377-380 (2011).</li><li>Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetic+stimulation+of+a+hippocampal+engram+activates+fear+memory+recall.">Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall.</a> Nature. 484, 381-385 (2012).</li></ol>

Optogénétique est une technique puissante qui permet un contrôle sans précédent sur les sous-types neuronaux spécifiques. Cela pourrait être exploité afin de moduler les circuits neuronaux avec une précision anatomique et temporelle, tout en évitant le dénigrement de type cellulaire et des effets envahissants de la stimulation électrique à travers une électrode. L&#39;implantation de la fibre optique permet cohérente, la stimulation chronique des circuits neuronaux au cours de plusieurs sessions en éveil...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif ou de l&#39;équipement </td><td> Entreprise </td><td> Catalogue # </td><td> Commentaires </td></tr><tr><td> LC Ferrule manches </td><td> Produits en fibre de précision (PFP) </td><td> SM-CS125S </td><td> 1,25 mm de diamètre </td></tr><tr><td> FC MM pré-assemblé Connecteur </td><td> PFP </td><td> MM-CON2004-2300 </td><td> 230 um Ferrule </td></tr><tr><td> Miller FOPD-LC disque </td><td> PFP </td><td> M1-80754 </td><td> Pour LC embouts </td></tr><tr><td> Tube de furcation </td><td> PFP </td><td> FF9-250 </td><td> 900 um, um id OD 250 </td></tr><tr><td> MM LC stick ferrules 1,25 mm </td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-1270 </td><td> 127 um ID Alésage </td></tr><tr><td> MM LC stick ferrules 1,25 mm </td><td> PFP </td><td> MM-FER2007C-2300 </td><td> 230 umID Alésage </td></tr><tr><td> Thermodurcissable époxy, de durcisseur et de la résine </td><td> PFP </td><td> ET-353ND-16OZ </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC et SC / PC Disque de polissage connecteur </td><td> THORLABS </td><td> D50-FC </td><td> Pour FC embouts </td></tr><tr><td> Puissance optique numérique et compteur d&#39;énergie </td><td> THORLABS </td><td> PM100D </td><td> Spectrophotomètre </td></tr><tr><td> Polissage Pad </td><td> THORLABS </td><td> NRS913 </td><td> 9 &quot;x 13&quot; 50 au duromètre </td></tr><tr><td> L&#39;oxyde d&#39;aluminium Rodage Polissage () Sheets: 0,3, 1, 3, 5 gruau pm </td><td> THORLABS </td><td> LFG03P, LFG1P, LFG3P, LFG5P </td><td></td></tr><tr><td> Norme Fibre Multimode Revêtement dur </td><td> THORLABS </td><td> BFL37-200 </td><td> Faible OH, 200 um de base, 0,37 NA </td></tr><tr><td> Fibre Outil à dénuder </td><td> THORLABS </td><td> T10S13 </td><td> Clad / Coà: 200 um / 300 um </td></tr><tr><td> SILICE / SILICE fibre optique </td><td> Technologies Polymicro </td><td> FVP100110125 </td><td> Haute-OH, UV renforcée, 0,22 NA </td></tr><tr><td> 1x1 mixte à fibre optique rotatif </td><td> Doric Lenses </td><td> FRJ_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> Mono Fibre Optique Cordon </td><td> Doric Lenses </td><td> MFP_200/230/900-0.37_2m_FC-FC </td><td></td></tr><tr><td> Tubes thermorétrécissables, 1/8 pouce </td><td> Allied Electronics </td><td> 689-0267 </td><td></td></tr><tr><td> Pistolet à air chaud </td><td> Allied Electronics </td><td> 972-6966 </td><td> 250 W; 750-800 ° F </td></tr><tr><td> Coton-tige applicateurs </td><td> Puritan Medical Products Company </td><td> 806-WC </td><td></td></tr><tr><td> Adhésif tissulaire Vetbond </td><td> Fischer Scientific </td><td> 19-027136 </td><td></td></tr><tr><td> Acrylique éclair base de la prothèse </td><td> Yates Motloid </td><td> ColdPourPowder + Liq </td><td></td></tr><tr><td> BONN miniature Ciseaux Iris </td><td> Miltex Integra </td><td> 18-1392 </td><td> 3-1/2 &quot;(8,9 cm), droites, 15 mm lames </td></tr><tr><td> Johns Hopkins Clamp Bulldog </td><td> Miltex Integra </td><td> 7-290 </td><td> 1-1/2 &quot;(3,8 cm), courbée </td></tr><tr><td> MEGA-Couple moteur électrique Lab </td><td> Vecteur </td><td> EL-S </td><td></td></tr><tr><td> Panther Fraises-Ball N ° 1 </td><td> Clarkson Laboratoire </td><td> 77.1006 </td><td></td></tr><tr><td> Violet Blue Laser System </td><td> CrystaLaser </td><td> CK473-050-O </td><td> Longueur d&#39;onde: 473 nm </td></tr><tr><td> Alimentation Laser </td><td> CrystaLaser </td><td> CL-2005 </td><td></td></tr><tr><td> Dumont n ° 2 Pince Laminectomie </td><td> Faine Science Tools </td><td> 11223-20 </td><td></td></tr><tr><td> Sonde </td><td> Outils Fine Science </td><td> 10140-02 </td><td></td></tr><tr><td> 5 &quot;Pince hémostatique droite </td><td> Excelta </td><td> 35-PH </td><td></td></tr><tr><td> Vise avec base lestée </td><td> Altex Electronics </td><td> PAN381 </td><td></td></tr></tbody></table>

fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue

Modèles élucider de connectivité neuronale a été un défi pour les neurosciences cliniques et fondamentales. Électrophysiologie a été l&#39;étalon-or pour l&#39;analyse des tendances de la connectivité synaptique, mais paires enregistrements électrophysiologiques peuvent être à la fois lourd et expérimentalement limitant. Le développement de optogénétique a mis en place une méthode élégante pour stimuler les neurones et les circuits, à la fois in vitro et in vivo 1 2,3. En exploitant un type de cellule activité de promoteur pour diriger l&#39;expression spécifique dans opsine populations neuronales distinctes, on peut justement stimuler génétiquement définies dans les sous-types de neurones circuits distincts 4-6. Méthodes bien décrites pour stimuler les neurones, y compris la stimulation électrique et / ou des manipulations pharmacologiques, sont souvent un type de cellule aveugle, invasive, et peut endommager les tissus environnants. Ces limitations pourraient altérer la fonction synaptique normale et / ou le comportement du circuit. En outre, en raisonde la nature de la manipulation, les méthodes actuelles sont souvent aigu et le terminal. Optogénétique donne la capacité de stimuler les neurones d&#39;une manière relativement inoffensifs, et dans les neurones génétiquement ciblées. La majorité des études portant sur ​​optogénétique vivo actuellement utiliser une fibre optique guidée à travers une canule implantée 6,7, mais les limites de cette méthode sont notamment le tissu cérébral endommagé par insertion répétée d&#39;une fibre optique, et la rupture potentiel de la fibre à l&#39;intérieur de la canule. Étant donné le domaine florissant de optogénétique, une méthode plus fiable de la stimulation chronique est nécessaire pour faciliter études à long terme avec des dommages collatéraux tissulaire minimale. Ici nous fournissons notre protocole modifié comme article de vidéo pour compléter la méthode efficace et élégamment décrit à Sparte et al. 8 pour la fabrication d&#39;un implant de fibre optique et sa fixation permanente sur le crâne de souris anesthésiées, ainsi que le montage de la fibrecoupleur optique connectant l&#39;implant à une source de lumière. L&#39;implant, reliés par des fibres optiques à un laser à semi-conducteur, permet une méthode efficace pour photostimulate fonctionnelle chronique circuits neuronaux avec moins de dommages des tissus 9 à l&#39;aide de petites attaches amovibles,. Fixation permanente des implants fibre optique offre cohérente et à long terme dans des études in vivo optogenetic des circuits neuronaux en éveil, les souris se comportent 10 avec lésion tissulaire minime.

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Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Le développement de optogénétique offre désormais les moyens de stimuler les neurones génétiquement précisément définies et les circuits, les deux<em&gt; In vitro</em&gt; Et<em&gt; In vivo</em&gt;. Ici, nous décrivons le montage et l&#39;implantation d&#39;une fibre optique pour photostimulation chronique du tissu cérébral.

Fibre optique d&#39;implantation pour la stimulation chronique optogenetic de tissu cérébral

Elucidating patterns of neuronal connectivity has been a challenge for both clinical and basic neuroscience. Electrophysiology has been the gold standard ...

fiber-optic-implantation-for-chronic-optogenetic-stimulation-brain

Research

JoVE Journal

Neuroscience

44.4K vues.  Baylor College of Medicine (BCM). Le développement de optogénétique offre désormais les moyens de stimuler les neurones génétiquement précisément définies et les circuits, les deux In vitro Et In vivo. Ici, nous décrivons le montage et l'implantation d'une fibre optique pour photostimulation chronique du tissu cérébral.

Vidéo: Fiber-optic Implantation for Chronic Optogenetic Stimulation of Brain Tissue

Combining Transcranial Magnetic Stimulation and fMRI to Examine the Default Mode Network

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful rest."1,2,3 It is thought the default mode network corresponds to self-referential or "internal mentation".2,3
It has been hypothesized that, in humans, activity within the default mode network is correlated with certain pathologies (for instance, hyper-activation has been linked to schizophrenia 4,5,6 and autism spectrum disorders 7 whilst hypo-activation of the network has been linked to Alzheimer's and other neurodegenerative diseases 8). As such, noninvasive modulation of this network may represent a potential therapeutic intervention for a number of neurological and psychiatric pathologies linked to abnormal network activation. One possible tool to effect this modulation is Transcranial Magnetic Stimulation: a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.9
In order to explore the default mode network's propensity towards and tolerance of modulation, we will be combining TMS (to the left inferior parietal lobe) with functional magnetic resonance imaging (fMRI). Through this article, we will examine the protocol and considerations necessary to successfully combine these two neuroscientific tools.

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the combination of TMS and fMRI to examine the effects of brain stimulation on the default network.

Alliant la stimulation magnétique transcrânienne et l&#39;IRMf pour examiner le réseau en mode par défaut

The default mode network is a group of brain regions that are active when an individual is not focused on the outside world and the brain is at "wakeful ...

Recherche

Neurosciences

TMS: Using the Theta-Burst Protocol to Explore Mechanism of Plasticity in Individuals with Fragile X Syndrome and Autism

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS display abnormalities in the expression of FMR1 - a protein required for typical, healthy neural development.3 Recent data has suggested that the loss of this protein can cause the cortex to be hyperexcitable thereby affecting overall patterns of neural plasticity.4,5
In addition, Fragile X shows a strong comorbidity with autism: in fact, 30% of children with FXS are diagnosed with autism, and 2 - 5% of autistic children suffer from FXS.6
Transcranial Magnetic Stimulation (a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability via the application of localized magnetic field pulses 7,8) represents a unique method of exploring plasticity and the manifestations of FXS within affected individuals. More specifically, Theta-Burst Stimulation (TBS), a specific stimulatory protocol shown to modulate cortical plasticity for a duration up to 30 minutes after stimulation cessation in healthy populations, has already proven an efficacious tool in the exploration of abnormal plasticity.9,10 
Recent studies have shown the effects of TBS last considerably longer in individuals on the autistic spectrum - up to 90 minutes.11 This extended effect-duration suggests an underlying abnormality in the brain's natural plasticity state in autistic individuals - similar to the hyperexcitability induced by Fragile X Syndrome.
In this experiment, utilizing single-pulse motor-evoked potentials (MEPs) as our benchmark, we will explore the effects of both intermittent and continuous TBS on cortical plasticity in individuals suffering from FXS and individuals on the Autistic Spectrum.

In this article, we examine the effects of Theta-Burst TMS stimulation on cortical plasticity in individuals suffering from Fragile X syndrome and individuals on the autistic spectrum.

TMS: Utilisation du protocole Theta-Burst à explorer Mechasnism de la plasticité chez les individus atteints du syndrome du X fragile et autisme

Fragile X Syndrome (FXS), also known as Martin-Bell Syndrome, is a genetic abnormality found on the X chromosome.1,2 Individuals suffering from FXS ...

State-Dependency Effects on TMS:  A Look at Motive Phosphene Behavior

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate cortical excitability (either increasing or decreasing it) via the application of localized magnetic field pulses.1,2 Within the field of TMS, the term state dependency refers to the initial, baseline condition of the particular neural region targeted for stimulation. As can be inferred, the effects of TMS can (and do) vary according to this primary susceptibility and responsiveness of the targeted cortical area.3,4,5

In this experiment, we will examine this concept of state dependency through the elicitation and subjective experience of motive phosphenes. Phosphenes are visually perceived flashes of small lights triggered by electromagnetic pulses to the visual cortex. These small lights can assume varied characteristics depending upon which type of visual cortex is being stimulated. In this particular study, we will be targeting motive phosphenes as elicited through the stimulation of V1/V2 and the V5/MT+ complex visual regions.6

In this article, we examine the effects of visually relevant state dependency on TMS induced motive phosphenic presentations.

Etat-dépendance Effets sur TMS: Un regard sur le comportement Phosphène Motive

Transcranial magnetic stimulation (TMS) is a non-invasive neurostimulatory and neuromodulatory technique that can transiently or lastingly modulate ...

The NeuroStar TMS Device: Conducting the FDA Approved Protocol for Treatment of Depression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic fields. These rapidly alternating fields induce electrical currents within localized, targeted regions of the cortex which are associated with various physiological and functional brain changes.1,2,3
In 2007, O'Reardon et al., utilizing the NeuroStar device, published the results of an industry-sponsored, multisite, randomized, sham-stimulation controlled clinical trial in which 301 patients with major depression, who had previously failed to respond to at least one adequate antidepressant treatment trial, underwent either active or sham TMS over the left dorsolateral prefrontal cortex (DLPFC). The patients, who were medication-free at the time of the study, received TMS five times per week over 4-6 weeks.4
The results demonstrated that a sub-population of patients (those who were relatively less resistant to medication, having failed not more than two good pharmacologic trials) showed a statistically significant improvement on the Montgomery-Asberg Depression Scale (MADRS), the Hamilton Depression Rating Scale (HAMD), and various other outcome measures. In October 2008, supported by these and other similar results5,6,7, Neuronetics obtained the first and only Food and Drug Administration (FDA) approval for the clinical treatment of a specific form of medication-refractory depression using a TMS Therapy device (FDA approval K061053).
In this paper, we will explore the specified FDA approved NeuroStar depression treatment protocol (to be administered only under prescription and by a licensed medical profession in either an in- or outpatient setting).

In this article, we examine the methodology and considerations relevant to the FDA approved depression treatment protocol using the Neuronetics NeuroStar TMS device.

Le dispositif NeuroStar TMS: Mener la FDA a approuvé protocole pour le traitement de la dépression

The Neuronetics NeuroStar Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) System is a class II medical device that produces brief duration, pulsed magnetic ...

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells in the walls of the lateral ventricle give rise to neuroblasts that migrate for several millimeters along the rostral migratory stream (RMS) to reach and incorporate into the olfactory bulb. To study the different steps and the impact of adult-born neuron integration into preexisting olfactory circuits, it is necessary to selectively label and manipulate the activity of this specific population of neurons. The recent development of optogenetic technologies offers the opportunity to use light to precisely activate this specific cohort of neurons without affecting surrounding neurons4,5. Here, we present a series of procedures to virally express Channelrhodopsin2(ChR2)-YFP in a temporally restricted cohort of neuroblasts in the RMS before they reach the olfactory bulb and become adult-born neurons. In addition, we show how to implant and calibrate a miniature LED for chronic in vivo stimulation of ChR2-expressing neurons.

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Adult-born neurons of the olfactory bulb can be optogenetically controlled using Channelrhodopsin2-expressing lentiviral injection in the rostral migratory stream and chronic photostimulation with an implanted miniature LED.

Sélective transduction virale des adultes-né pour les neurones olfactifs chronique In vivo Stimulation optogénétique

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Stimulation optogenetic de comportement de fuite en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

In vivo optogénétiques stimulation du système nerveux central pour rongeurs

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Stimulation optogenetic du nerf auditif

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Microelectrode Guided Implantation of Electrodes into the Subthalamic Nucleus of Rats for Long-term Deep Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, dystonia or tremor. DBS is based on the delivery of electrical stimuli to specific deep anatomic structures of the central nervous system. However, the mechanisms underlying the effect of DBS remain enigmatic. This has led to an interest in investigating the impact of DBS in animal models, especially in rats. As DBS is a long-term therapy, research should be focused on molecular-genetic changes of neural circuits that occur several weeks after DBS. Long-term DBS in rats is challenging because the rats move around in their cage, which causes problems in keeping in place the wire leading from the head of the animal to the stimulator. Furthermore, target structures for stimulation in the rat brain are small and therefore electrodes cannot easily be placed at the required position. Thus, a set-up for long-lasting stimulation of rats using platinum/iridium electrodes with an impedance of about 1 M&#937; was developed for this study. An electrode with these specifications allows for not only adequate stimulation but also recording of deep brain structures to identify the target area for DBS. In our set-up, an electrode with a plug for the wire was embedded in dental cement with four anchoring screws secured onto the skull. The wire from the plug to the stimulator was protected by a stainless-steel spring. A swivel was connected to the circuit to prevent the wire from becoming tangled. Overall, this stimulation set-up offers a high degree of free mobility for the rat and enables the head plug, as well as the wire connection between the plug and the stimulator, to retain long-lasting strength.

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Deep brain stimulation (DBS) is a widely used and effective therapy for several neurologic disorders, such as idiopathic Parkinson&#8217;s disease, ...

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated proteins and subsequent manipulation of neural activity by light. Channelrhodopsins (ChRs) are light-gated cation-channels and when fused to a fluorescent protein their expression allows for visualization and concurrent activation of specific cell types and their axonal projections in defined areas of the brain. Via stereotactic injection of viral vectors, ChR fusion proteins can be constitutively or conditionally expressed in specific cells of a defined brain region, and their axonal projections can subsequently be studied anatomically and functionally via ex vivo optogenetic activation in brain slices. This is of particular importance when aiming to understand synaptic properties of connections that could not be addressed with conventional electrical stimulation approaches, or in identifying novel afferent and efferent connectivity that was previously poorly understood. Here, a few examples illustrate how this technique can be applied to investigate these questions to elucidating fear-related circuits in the amygdala. The amygdala is a key region for acquisition and expression of fear, and storage of fear and emotional memories. Many lines of evidence suggest that the medial prefrontal cortex (mPFC) participates in different aspects of fear acquisition and extinction, but its precise connectivity with the amygdala is just starting to be understood. First, it is shown how ex vivo optogenetic activation can be used to study aspects of synaptic communication between mPFC afferents and target cells in the basolateral amygdala (BLA). Furthermore, it is illustrated how this ex vivo optogenetic approach can be applied to assess novel connectivity patterns using a group of GABAergic neurons in the amygdala, the paracapsular intercalated cell cluster (mpITC), as an example.

Ex Vivo Optogenetic Dissection of Fear Circuits in Brain Slices

Optogenetic approaches are widely used to manipulate neural activity and assess the consequences for brain function. Here, a technique is outlined that&#160;upon in vivo expression of the optical activator Channelrhodopsin, allows for ex vivo analysis of synaptic properties of specific long range and local neural connections in fear-related circuits.

Ex Vivo optogénétiques Dissection de circuits Peur en tranches cérébrales

Optogenetic approaches are now widely used to study the function of neural populations and circuits by combining targeted expression of light-activated ...