Cette étude a été financée par des subventions accordées aux RLM du Conseil national de la santé et de recherche médicale de l&#39;Australie (subvention # 606658).

Une. Culture cellulaire (3-7 jours avant l&#39;Assemblée Bureau) 1.1. Les cellules endothéliales microvasculaires humaines cerveau primaires (BEC) CAE ont été obtenus dans le commerce. Les cellules ont été produites par dissociation dispase de tissu cérébral humain de cortex normal et pour autant figé au passage 3 (&lt;12 doublements de population). <ol><li> Substrat: navires Manteau de culture de tissus avec &quot;facteur d&#39;attachement» selon les instructions du fabricant. </li><li> entretien cellulaire: Maintenir BEC dans un milieu complet contenant du sérum. Pour l&#39;expérimentation, de la culture BEC dans un milieu sans sérum complet. Maintenir les cellules dans un humidifiée à 5% de CO2, 21% d&#39;O 2 incubateur à 37 ° C Remarque: Comme alternative aux réactifs spécialisés, 0,1% (p / v) de solution de gélatine peut servir de réactif de revêtement tout en DMEM/F-12 complété avec HEPES 15 mM, 10% (v / v) de sérum de veau foetal (SVF), 2 mM de L-glutamine, 50 pg/ Ml de gentamicine, 20 pg / ml d&#39;héparine et 20 ug / complément de croissance des cellules endothéliales ml peuvent être utilisées pour l&#39;entretien BEC. </li><li> Sous-culture de l&#39;expérimentation: BEC confluentes de Split dans un rapport de 1:3 à 1:6 en fonction de l&#39;heure prévue pour la prochaine utilisation (3-7 jours). Changer le support d&#39;entretien tous les 3 jours. Utilisez BEC jusqu&#39;à 15 passages. </li></ol> 1.2. SVG humain fœtal astrogliale Cell-ligne SVG cellules astrocytes foetaux humains 22 étaient issues de cultures primaires de cerveau fœtal humain transformé avec réplication déficiente virus simien 40. <ol><li> Entretien: Les cellules de la culture SVG dans du milieu essentiel minimum avec une solution saline équilibrée de Earle additionné de 20% (v / v) de SVF (même pourcentage de sérum utilisé pour maintenir leurs cellules primaires parentales 22), 2 mM de L-glutamine, 50 U / ml de pénicilline et 50 pg / ml de streptomycine. Maintenir les cellules dans un humidifiée à 5% de CO2, 21% d&#39;O 2 </sub&gt; incubateur à 37 ° C. </li><li> Sous-culture de l&#39;expérimentation: SVG confluentes de Split dans un rapport de 1:5 à 1:10, en fonction de l&#39;heure prévue pour la prochaine utilisation (3-7 jours). L&#39;élimination de la trypsine n&#39;est pas nécessaire en raison de la teneur élevée de sérum dans le milieu. Changer le milieu tous les 3 jours. Utilisez SVG jusqu&#39;à 20 passages. </li></ol> 2. Assemblée et co-culture de l&#39;humain in vitro du Bureau Modèle (jour 0) Commentaire: L&#39;humain in vitro modèle contact du Bureau est préparé selon des protocoles publiés 13,23, avec des modifications. 2.1. Revêtement de Inserts <ol><li> Placez inserts de culture de tissus (6,5 mm de diamètre avec polyester membrane poreuse, 3 um taille des pores) dans les puits de la plaque de 24 puits fourni. Enduire la surface luminale des inserts <s> </s> pendant une nuit dans un incubateur humidifié à 37 ° C avec du collagène de rat I (20 ug / cm 2; 50 ul de 132 pg/ Ml de collagène I dans de l&#39;acide acétique à 0,02% dans de l&#39;eau Milli-Q (MQH 2 O)). Laver les inserts fois (à la fois du côté abluminale et luminale) avec MQH 2 O pour éliminer l&#39;acide résiduel. Remarque: La membrane basale des capillaires du cerveau ne contient pas de collagène I, mais surtout des laminines, des isoformes de collagène de type IV, nidogens, et les protéoglycanes de sulfate d&#39;héparane 9. Pour cette raison, certains chercheurs utilisent des agents de revêtement tels que le collagène IV, la fibronectine 13 ou Matrigel (biosciences BD) 16 pour une modélisation plus authentique du Bureau. </li></ol> 2.2. SVG semis sur la face inférieure (abluminale) Membrane Surface <ol><li> Inversez l&#39;insert et monter doucement autour de la jante de la membrane poreuse un court morceau de tube en silicone élastique (&quot;tube externe&quot;; ~ 10 mm de long, 8 mm de diamètre intérieur de 1,6 mm mur), essentiellement la création d&#39;un nouveau bien au-dessus de la surface abluminale (Figure 2A). </li><li> La face inférieure de l&#39;insert de needs à sceller pour éviter la fuite des médias. Tout d&#39;abord, à préparer une prise (figure 2A et 2B) constituée d&#39;un tube en silicone (appelé &quot;tube interne&quot;; ~ 8 mm de long, 3,2 mm de diamètre intérieur, 1,6 mm de paroi, la figure 2B), scellé à une extrémité avec un cône d&#39;étanchéité en matière plastique (~ 3 mm de long; préparé en coupant le fond d&#39;une réaction en chaîne de 0,2 ml de la polymérase (PCR) de tube, la figure 2B). Ce cône non seulement assure l&#39;étanchéité de la lumière de tubes internes, mais aussi élargit son bord pour le montage serré dans l&#39;insert. Ensuite, en utilisant une pince stérile, insérer le bouchon de silicone dans la cavité luminale et avance jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne la mise à ~ 1-2 mm à partir de la membrane (Figure 2A). </li><li> Ensuite, semences 4 x 10 4 cellules SVG dans 200 milieu d&#39;entretien de SVG pi (soiction 1.2.2 ci-dessus) directement dans la silicone bien au-dessus de la surface de la membrane abluminale (Figure 2A). Permettre SVG à adhérer pendant au moins 4 heures dans l&#39;incubateur. Remarque: pour maintenir la stérilité de transporter les inserts assemblés entre deux plaques de 6 puits (une plaque inversée sur l&#39;autre; Figure 2C) pour minimiser l&#39;exposition à l&#39;air non filtré au cours de la procédure. des tubes et des bouchons en silicone sont lavées dans de l&#39;éthanol et à l&#39;autoclave pour une utilisation ultérieure. Remarque: Utilisez des bouchons (section 2.2.2) que pour les insertions avec pores de la membrane taille est supérieure à 1 um. Membranes d&#39;un diamètre de pores ≤ 1 um fuite et ne nécessitent que rarement le raccord de la tubulure en silicone externe (section 2.2.1). En outre, certains agents d&#39;enrobage autres que le collagène I (voir la note à la section 2.1) peuvent empêcher leakiness même à travers 3 pm pores. Déterminez ce de manière empirique. </li><li> Afin de surveiller l&#39;état de vos astrocytes de respect, de semences en parallèle dans96 puits un volume identique niveau de l&#39;astrocyte suspension cellulaire. Ce bien a la même surface que l&#39;insert 6,5 mm (0,33 cm 2) et permet une visualisation plus facile des cellules par microscopie à contraste de phase de la membrane de l&#39;insert. Lorsque vous observez une adhérence suffisante de l&#39;astrocyte dans le contrôle de 96 puits, les astrocytes ont bien adhéré aussi à la membrane de l&#39;insert. </li><li> Lorsque les astrocytes ont suffisamment respectées dans le contrôle de 96 puits, transférer les ensembles d&#39;insertion à la hotte de culture de tissus (voir la note ci-dessus) et retirez délicatement le tube et les bouchons de silicone externe. Inserts revenir à l&#39;(c.-à-droite) orientation normale dans les puits contenant 800 fournis pl / puits de milieu de maintenance BEC (section 1.1.2 ci-dessus). </li></ol> 2.3. Ensemencement des CAE dans la Chambre Luminal dessus des astrocytes Semences 2x10 4 BEC dans 200 pi sur la surface luminale collagène enduit et de restituer le insécuritérts dans l&#39;incubateur. 2.4. Co-culture Co-cultiver les inserts SVG / BEC graines pendant 3 jours dans un milieu BEC sans changement de support avant l&#39;expérimentation. 3. Expérimentation avec le modèle du Bureau humain (Jour 3) <ol><li> Pour stimuler in vitro BBB cellules de lavage dans les premiers en remplaçant les médias abluminales et luminal avec 600 ul et 100 ul de milieu sans sérum BEC, respectivement. </li><li> Aspirer le milieu luminale et remplacer de nouveau avec 100 ul de milieu sans sérum avec des agents stimulants. Remarque: si la stimulation de la chambre abluminale est nécessaire (pour activer le vitro Bureau à partir du compartiment astrocytaire), aspirer le milieu abluminale et la remplacer par 600 ul de milieu sans sérum avec des agents stimulants. </li><li> Testez chaque groupe expérimental en trois exemplaires (donc, si la stimulation luminale est effectuée, qui nécessite 3 x 100 pi, nous vous conseillons de diluer la re<html> agents à leurs concentrations finales dans 350 ul de milieu sans sérum par groupe afin de minimiser les erreurs de pipetage entre les puits). </li><li> Effectuer paracellulaire standard et / ou des dosages de perméabilité transcellulaire des traceurs marqués 16,24 (pour ce dernier, nous utilisons l&#39;isothiocyanate de fluorescéine (FITC) conjugué à de l&#39;albumine) et / ou la mesure de la TEER 13,16,25 comme décrit précédemment. </li></ol> Pour tenir compte des fluctuations de la perméabilité à la ligne de base entre les expériences, analyser les variations de la perméabilité par rapport à un insert enrobé sans cellules (qui sert de référence pour la perméabilité maximale) et au groupe traité avec le véhicule en utilisant la formule: perméabilité (% du max) = ( La valeur de la perméabilité de l&#39;insert expérimentale - valeur de perméabilité moyen du groupe de véhicule) / (valeur de perméabilité de l&#39;insert blanc - valeur de perméabilité moyen du groupe de véhicule) x 100. 4. Visualisation des cellules sur membranes poreuses nt &quot;&gt; Commentaire: cellules non colorées sur les membranes d&#39;insertion sont difficiles à observer par contraste de phase ou contraste d&#39;interférence différentiel (DIC) microscopie puisque la membrane est très opaque et interfère avec la transmission de lumière Pour faire face à ce problème, nous avons développé différents procédés de coloration de cellules sur. des inserts, ce qui améliore grandement l&#39;apparence des cellules sur la membrane. Généralement, les membranes tache d&#39;insertion tout en fixées à l&#39;insert, dans les puits. Les membranes doivent être enlevés seulement à la fin de la procédure de coloration à des fins de montage. 4.1. Hematoxylin coloration <ol><li> Fixer des inserts avec glacé à 4% (p / v) de paraformaldehyde (PFA) dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS; mM NaCl 130, 10 mM de Na 2 HPO 4, 10 mM de NaH 2 PO 4, pH 7,2) pendant 20 min. Laver une fois dans du PBS. </li><li> Immerger l&#39;insert dans la solution d&#39;hématoxyline de Mayer 0,1% pendant 2 min. </li><li> Lavez délicatement l&#39;insert avec de l&#39;eau du robinet (en submergeant les tenantsert dans un bécher contenant de l&#39;eau du robinet et pipetage l&#39;excès d&#39;eau). Transférer l&#39;insert à l&#39;eau du robinet de la solution de Scott (2 g / L NaHCO 3, 20 g / L MgSO 4) pour ~ 20 secondes jusqu&#39;à ce que la couleur bleue souhaité se développe. Laver ensuite l&#39;insert avec de l&#39;eau du robinet (section 4.1.3). Une tache d&#39;éosine en option peut être introduit ici par trempage de la plaquette dans une solution d&#39;éosine à 1% pendant 10 s, suivi par un lavage à l&#39;eau du robinet. </li><li> Air-sécher la membrane d&#39;insertion. L&#39;utilisation d&#39;un scalpel (découpe sur le bord de la membrane) retirer la membrane et le monter sur une lame de verre pour l&#39;imagerie à champ lumineux Remarque: Si di-N-butylphthalateinxylene (DPX) milieu de montage est utilisé laver l&#39;insert avec de l&#39;éthanol à 100%, suivi par le xylène avant de retirer et le montage de la membrane. </li></ol> 4.2. Microscope électronique à balayage (MEB) <ol><li> Fixer des inserts avec glacé à 4% (p / v) de PFA dans du PBS pendant 20 min. Laver trois fois dans du PBS. </li><li> Post-fixer les membranes pendant 30 min dans 1% (w / v) Tétroxyde d&#39;osmium dans MQH 2 O. </li><li> Laver les inserts dans l&#39;eau (section 4.1.3) et se déshydrater dans un gradient d&#39;escalade de l&#39;éthanol (50%, 70%, 90% pendant 5 minutes chacun, puis 3 fois avec de l&#39;éthanol à 100% pendant 10 min par intervalle). </li><li> Traiter inserts déshydratés avec un mélange d&#39;hexaméthyldisilazane (HMDS): éthanol (1:2 puis 2:1 pour 5 min). </li><li> Traiter avec inserts 100% HMDS pendant 5 min, l&#39;air sec et conserver dans des conditions desséchées. </li><li> Retirer la membrane à l&#39;aide d&#39;un scalpel (découpe sur le bord de la membrane). Examiner les membranes par microscopie électronique à balayage. </li></ol> 4.3. Immunofluorescence <ol><li> Fixer des inserts avec glacé à 4% (p / v) de PFA dans du PBS pendant 20 min, lavage une fois dans une solution saline tamponnée au Tris (TBS, 50 mM Tris-HCl pH 7,6, 154 mM de NaCl, 0,22 um filtré). </li><li> Effectuer immunomarquage des cellules sur la membrane de l&#39;insert 26, comme décrit précédemment. </li><li> Retirer la membrane à l&#39;aide d&#39;un scalpel (découpe sur le bord de la membrane) et le monter sur agdiapositive jeune fille avec la fluorescence milieu de montage. Examiner membrane par microscopie à fluorescence. </li></ol>

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Med. 9, 1313-1317 (2003).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+hemorrhagic+transformation+after+tissue+plasminogen+activator+reperfusion+therapy+for+ischemic+stroke.">Mechanisms of hemorrhagic transformation after tissue plasminogen activator reperfusion therapy for ischemic stroke.</a> Stroke. 35, 2726-2730 (2004).</li><li>Donnan, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+make+better+use+of+thrombolytic+therapy+in+acute+ischemic+stroke.">How to make better use of thrombolytic therapy in acute ischemic stroke.</a> Nat. Rev. Neurol. 7, 400-409 (2011).</li><li>Acheampong, P., Ford, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacokinetics+of+alteplase+in+the+treatment+of+ischaemic+stroke.">Pharmacokinetics of alteplase in the treatment of ischaemic stroke.</a> Expert Opin. Drug Metab. Toxicol. 8, 271-281 (2012).</li><li>Derex, L., Nighoghossian, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebral+haemorrhage+after+thrombolysis+for+acute+ischaemic+stroke:+an+update.">Intracerebral haemorrhage after thrombolysis for acute ischaemic stroke: an update.</a> J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 79, 1093-1099 (2008).</li><li>Garber, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stroke+treatment--light+at+the+end+of+the+tunnel.">Stroke treatment--light at the end of the tunnel.</a> Nat. Biotechnol. 25, 838-840 (2007).</li><li>Liebeskind, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversing+Stroke+in+the+2010s.">Reversing Stroke in the 2010s.</a> Stroke. 40, 3156-3158 (2009).</li><li>Weksler, B. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood-brain+barrier-specific+properties+of+a+human+adult+brain+endothelial+cell+line.">Blood-brain barrier-specific properties of a human adult brain endothelial cell line.</a> FASEB J. 19, 1872-1874 (2005).</li><li>Song, L., Pachter, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+murine+brain+microvascular+endothelial+cells+that+maintain+expression+and+cytoskeletal+association+of+tight+junction-associated+proteins.">Culture of murine brain microvascular endothelial cells that maintain expression and cytoskeletal association of tight junction-associated proteins.</a> In Vitro Cell. Dev. Biol. Anim. 39 (2003), 313-320 (2003).</li><li>Steiner, O., Coisne, C., Engelhardt, B., Lyck, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+immortalized+bEnd5+and+primary+mouse+brain+microvascular+endothelial+cells+as+in+vitro+blood-brain+barrier+models+for+the+study+of+T+cell+extravasation.">Comparison of immortalized bEnd5 and primary mouse brain microvascular endothelial cells as in vitro blood-brain barrier models for the study of T cell extravasation.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 31, 315-327 (2011).</li></ol>

Les auteurs ont rien à révéler.

La recherche médicale sur les pathologies du cerveau souffre de difficultés de traduction. Dans le domaine de l&#39;AVC ischémique aigu, par exemple, de nombreux médicaments qui ont montré de grandes promesses dans des modèles animaux ont échoué à la clinique 38,39. Les raisons de ces résultats décevants sont diverses et comprennent l&#39;infidélité des systèmes de test précliniques pour le scénario de la course humaine et surestimation des résultats provenant d&#39;études animales 21.<...

Le Bureau est une interface spécialisée entre la circulation du sang périphérique et le système nerveux central, cruciale responsable de l&#39;entretien de cerveau hémostase. Il comprend des cellules distinctes du cerveau endothéliales microvasculaires (BEC) qui sont fonctionnellement influencée par quelques composants cellulaires et acellulaires (ci-dessous) pour former un passage étanche et dynamique dans le cerveau. Dans les conditions physiologiques du Bureau restreint le passage des cellules du sang, les composants du plasma et des substances nocives, tous potentiellement neurotoxique, dans le cerveau. En parallèle, le Bureau échange sélectivement des ions et des éléments nutritifs (glucose et des amino-acides) et des clés de produits de déchets métaboliques entre le cerveau et la circulation de maintenir avec précision l&#39;environnement de 1,2 cerveau. Ces dernières années, il est devenu évident que l&#39;échec de la BHE a lieu dans une variété de pathologies cérébrales chroniques telles que les maladies neuro-dégénératives ou inflammatoires liées (par exemple la maladie d&#39;Alzheimer et multiple sclérose, respectivement) 3, ainsi que dans les maladies aiguës, comme un AVC ischémique 4. Les propriétés uniques de la BBB cellules endothéliales cérébrales (BEC) sont en grande partie induites par leur environnement cérébral 5, et en particulier par les astrocytes 6,7. Il existe une prise de conscience croissante que d&#39;autres types de cellules, telles que les pericytes 8, les neurones et les microglies 1,3, ainsi que la membrane basale 9, supportent les CEB et forment ensemble une unité fonctionnelle appelée &quot;unité neurovasculaire&quot; (NVU) qui simultanément couples neuronale besoins métaboliques de leurs capillaires fournissant 10. La participation du Bureau dans des situations pathologiques sous-tend de nombreuses tentatives pour développer des modèles in vitro BBB pour aider dans la recherche du Bureau liées à 11,12. Ces modèles ont pour but d&#39;imiter aussi près que possible des caractéristiques BBB in vivo selon le principe NVU. In vitro </em&gt; BBB modèles reposent généralement sur ​​une monocouche de BEC étanche jonction de formation (principalement des bovins 13, 14 humain, le rat 15, 16 souris, et porcine 17,18 origines), cultivées sur une membrane poreuse avec l&#39;appui des astrocytes (largement examiné par Deli et al. 2005 11). Les astrocytes peuvent être cultivées dans des conditions de non-contact sur ​​le fond d&#39;une culture de tissu et, séparé de BEC (cultivées sur la surface supérieure de la membrane) par le milieu de culture pour l&#39;instant des communications avec les CEB par des facteurs solubles 16. Dans les modèles plus avancés qui ressemblent mieux la structure anatomique de la BHE in vivo, les astrocytes sont maintenues dans des conditions de contact et cultivées directement sur ​​le côté opposé de la membrane à proximité de BEC 13,15,17 (figure 1). Cette configuration permet un contact physique entre les CAE et les astrocytes, établie quand les astrocytes projetleurs processus à travers la membrane poreuse. Il est important, pour un vrai contact pour produire les pores doivent être ≥ 1 um de diamètre, puisque pieds astrocytaires peuvent pas passer à travers des tailles de pores de petite taille (0,4 um) 14,15. Notamment, les systèmes de contact de BBB sont démontrés dans des études pour être supérieurs à leurs homologues non-contact en ce qui concerne leur résistance électrique trans-endothéliale (TEER) et les valeurs de perméabilité endothéliales de différents traceurs 13,17,18. Une dimension supplémentaire du flux média a été ajouté récemment dans un certain nombre de modèles in vitro BBB pour appliquer des forces de cisaillement à l&#39;endothélium pour la simulation proche de la vascularisation cérébrale 12,19. Un obstacle technique à surmonter lors de la génération d&#39;un modèle de contact avec la BHE est l&#39;ensemencement des astrocytes contre la gravité sur la surface abluminale de la membrane poreuse. Protocoles antérieurs 13,20, où les astrocytes ont été tout simplement ensemencées dans une goutte de médias sur le dessus d&#39;un àinsert convertis, permis fois seulement à court de semis (soit 10 min 13 ou 2 h 20) qui ont été trouvées dans nos mains pour être insuffisant pour la fixation des cellules appropriée. En utilisant cette méthode de base, une plus longue période de fixation des astrocytes nécessite une surveillance constante des inserts par l&#39;ouverture fréquente de l&#39;incubateur (causant des fluctuations de température, le pH et l&#39;humidité) et est également sujette à l&#39;ensemencement des cellules inégale due à une fuite de médias à travers les pores, en particulier si les pores de plus de 1 um sont utilisés. Ici, nous décrivons un protocole général pour la préparation d&#39;un modèle de contact de Bureau. Notre procédure inclut une méthode alternative pour en culture des cellules sur des inserts inversées, qui traite les limitations mentionnées ci-dessus. Le procédé permet l&#39;adhérence non perturbée des astrocytes sur la surface de la membrane abluminale, dans un incubateur équilibré, pour une période de temps prolongée. En conséquence, un ensemencement uniforme d&#39;astrocytes est atteint ce qui augmente la qualité de la barrièreet minimise les variations de perméabilité entre les inserts basales. Comme l&#39;utilisation de cellules humaines est importante pour la recherche de l&#39;homme pertinents 21, nous démontrons en outre dans cet article l&#39;utilisation spécifique d&#39;une nouvelle combinaison de BEC humains primaires et immortalisé astrocytes humains pour l&#39;établissement d&#39;un modèle du Bureau contact humain avec une capacité de criblage à haut débit . Depuis l&#39;affichage de cellules sur des membranes poreuses peut être, nous avons aussi des techniques de coloration de détail difficiles qui peuvent aider dans la détermination de la confluence et la morphologie des cellules sur les membranes poreuses. Enfin, nous illustrons comment notre modèle BHE humaine peut être utilisée pour examiner l&#39;effet de type activateur tissulaire du plasminogène (t-PA) - une enzyme thrombolytique qui sert comme une option de traitement unique pour l&#39;AVC ischémique aigu - le Bureau.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="863">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Attachment Factor</td>
			<td style="width:193px;">Cell-Systems Corporation</td>
			<td style="width:171px;">4Z0-210</td>
			<td style="width:243px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Brain microvascular endothelial cells (BECs), primary, human</td>
			<td style="width:193px;">Cell-Systems Corporation</td>
			<td style="width:171px;">ACBRI 376</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Complete medium</td>
			<td style="width:193px;">Cell-Systems Corporation</td>
			<td style="width:171px;">4Z0-500</td>
			<td style="width:243px;">Supplemented with CSC JetFuel</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Complete serum-free medium</td>
			<td style="width:193px;">Cell-Systems Corporation</td>
			<td style="width:171px;">SF-4Z0-500</td>
			<td style="width:243px;">Supplemented with CSC RocketFue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">DMEM/F-12 with 15 mM HEPES</td>
			<td style="width:193px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:171px;">11330-032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Endothelial cells growth supplement (from bovine origin)</td>
			<td style="width:193px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:171px;">E2759-15MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">External silicone tubing</td>
			<td style="width:193px;">Watson-Marlow</td>
			<td style="width:171px;">913.A080.016</td>
			<td style="width:243px;">Pumpsil brand, 8 mm internal diameter, 1.6 mm wall</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Foetal calf serum</td>
			<td style="width:193px;">Lonza</td>
			<td style="width:171px;">14-501F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Gentamycin sulfate</td>
			<td style="width:193px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:171px;">15750-060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Heparin sodium</td>
			<td style="width:193px;">Pfizer</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:243px;">1,000 U/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Hexamethyldisilazane (HMDS)</td>
			<td style="width:193px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:171px;">H4875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Human brain microvascular endothelial cells</td>
			<td style="width:193px;">Cell-Systems Corporation</td>
			<td style="width:171px;">ACBRI 376</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Internal silicone tubing</td>
			<td style="width:193px;">Watson-Marlow</td>
			<td style="width:171px;">913.A032.016</td>
			<td style="width:243px;">Pumpsil brand, 3.2 mm internal diameter, 1.6 mm wall</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">L-Glutamine</td>
			<td style="width:193px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:171px;">25030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Mayer&#8217;s hematoxylin solution</td>
			<td style="width:193px;">Amber Scientific</td>
			<td style="width:171px;">MH</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Minimum essential medium with Earle&#8217;s balanced salt solution</td>
			<td style="width:193px;">HyClone Laboratories</td>
			<td style="width:171px;">SH30244.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Penicillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:193px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:171px;">15140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Rat collagen I</td>
			<td style="width:193px;">Trevigen</td>
			<td style="width:171px;">3440-100-01</td>
			<td style="width:243px;">Cultrex brand</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:257px;">Tissue culture inserts</td>
			<td style="width:193px;">Corning Life Sciences</td>
			<td style="width:171px;">3472</td>
			<td style="width:243px;">Transwell brand, 6.5 mm in diameter, with polyester porous membrane, 3 &#181;m pore-size</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

improved method for the preparation of a human cell-based, contact model of the blood-brain barrier

La barrière hémato-encéphalique (BHE) comprend capillaires du cerveau imperméables mais adaptables qui contrôlent étroitement l&#39;environnement du cerveau. L&#39;échec de la BHE a été impliqué dans l&#39;étiologie de nombreuses pathologies cérébrales, créant un besoin de développement des ressources humaines dans des modèles in vitro BBB pour aider à la recherche cliniquement pertinentes. Parmi les nombreux modèles BBB décrites à ce jour, un statique (sans écoulement), contactez modèle du Bureau, où les astrocytes et les cellules endothéliales du cerveau (BEC) sont co-cultivées sur les côtés opposés d&#39;une membrane poreuse, est apparue comme un système encore authentique simplifié pour simuler la Bureau avec une capacité de criblage à haut débit. Néanmoins, la production de ce modèle présente quelques défis techniques. Ici, nous décrivons un protocole pour la préparation d&#39;un modèle du Bureau contact humain en utilisant une nouvelle combinaison de BEC humains primaires et les astrocytes humains immortalisés. Plus précisément, nous détaillons une méthode innovante de culture des cellules sur des inserts inversées ainsi que indiquons insertiontechniques de coloration de t et illustrent la façon dont nous utilisons notre modèle pour la recherche du Bureau liées.

Afin d&#39;établir un humain, modèle contact du Bureau, nous avons dû cultiver SVG et BEC sur les membranes poreuses avec un 3 um de taille de pores, montré pour permettre le passage des astrocytes finaux pieds pour le contact avec les cellules endothéliales 14,15,27,28. Une représentation schématique du modèle de contact complet est illustré à la Figure 1 (illustration de gauche). Le défi technique principal présenté par un système de contact est nécessaire pour ensemencer les...

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Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

Création de modèles humains de la barrière hémato-encéphalique (BHE) peut bénéficier des recherches sur les conditions du cerveau associées à l&#39;échec du Bureau. Nous décrivons ici une technique améliorée pour la préparation d&#39;un modèle de BBB de contact, ce qui permet de co-culture d&#39;astrocytes humains et les cellules endothéliales du cerveau sur les côtés opposés d&#39;une membrane poreuse.

Amélioration de la méthode pour la préparation d&#39;une base de cellules humaines, Contactez modèle de la barrière hémato-encéphalique

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

improved-method-for-preparation-human-cell-based-contact-model-blood

Research

JoVE Journal

Bioengineering

16.2K vues.  Monash University.  Création de modèles humains de la barrière hémato-encéphalique (BHE) peut bénéficier des recherches sur les conditions du cerveau associées à l'échec du Bureau. Nous décrivons ici une technique améliorée pour la préparation d'un modèle de BBB de contact, ce qui permet de co-culture d'astrocytes humains et les cellules endothéliales du cerveau sur les côtés opposés d'une membrane poreuse. 

Vidéo: Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

Constant Pressure-controlled Extrusion Method for the Preparation of Nano-sized Lipid Vesicles

Liposomes are artificially prepared vesicles consisting of natural and synthetic phospholipids that are widely used as a cell membrane mimicking platform to study protein-protein and protein-lipid interactions3, monitor drug delivery4,5, and encapsulation4. Phospholipids naturally create curved lipid bilayers, distinguishing itself from a micelle.6 Liposomes are traditionally classified by size and number of bilayers, i.e. large unilamellar vesicles (LUVs), small unilamellar vesicles (SUVs) and multilamellar vesicles (MLVs)7. In particular, the preparation of homogeneous liposomes of various sizes is important for studying membrane curvature that plays a vital role in cell signaling, endo- and exocytosis, membrane fusion, and protein trafficking8. Several groups analyze how proteins are used to modulate processes that involve membrane curvature and thus prepare liposomes of diameters &lt;100 - 400 nm to study their behavior on cell functions3. Others focus on liposome-drug encapsulation, studying liposomes as vehicles to carry and deliver a drug of interest9. Drug encapsulation can be achieved as reported during liposome formation9. Our extrusion step should not affect the encapsulated drug for two reasons, i.e. (1) drug encapsulation should be achieved prior to this step and (2) liposomes should retain their natural biophysical stability, securely carrying the drug in the aqueous core. These research goals further suggest the need for an optimized method to design stable sub-micron lipid vesicles.
Nonetheless, the current liposome preparation technologies (sonication10, freeze-and-thaw10, sedimentation) do not allow preparation of liposomes with highly curved surface (i.e. diameter &lt;100 nm) with high consistency and efficiency10,5, which limits the biophysical studies of an emerging field of membrane curvature sensing. Herein, we present a robust preparation method for a variety of biologically relevant liposomes.
Manual extrusion using gas-tight syringes and polycarbonate membranes10,5 is a common practice but heterogeneity is often observed when using pore sizes &lt;100 nm due to due to variability of manual pressure applied. We employed a constant pressure-controlled extrusion apparatus to prepare synthetic liposomes whose diameters range between 30 and 400 nm. Dynamic light scattering (DLS)10, electron microscopy11 and nanoparticle tracking analysis (NTA)12 were used to quantify the liposome sizes as described in our protocol, with commercial polystyrene (PS) beads used as a calibration standard. A near linear correlation was observed between the employed pore sizes and the experimentally determined liposomes, indicating high fidelity of our pressure-controlled liposome preparation method. Further, we have shown that this lipid vesicle preparation method is generally applicable, independent of various liposome sizes. Lastly, we have also demonstrated in a time course study that these prepared liposomes were stable for up to 16 hours. A representative nano-sized liposome preparation protocol is demonstrated below.

This protocol describes an extrusion method for preparing lipid vesicles of sub-micron sizes with a high degree of homogeneity. This method uses a pressure-controlled system with controlled nitrogen flow rates for liposome preparation. The lipid preparation1,2, liposome extrusion, and size characterization will be presented herein.

Constant procédé d&#39;extrusion-pression contrôlée pour la préparation de vésicules lipidiques de taille nanométrique

Liposomes are artificially prepared vesicles consisting of natural and synthetic phospholipids that are widely used as a cell membrane mimicking platform ...

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Bio-ingénierie

An Improved Method for the Preparation of Type I Collagen From Skin

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. Clinically, this protein is widely used for cosmetic surgery, dermal injections, bone grafting, and reconstructive surgery. The sources of COL1 for these procedures are commonly nonhuman, which increases the potential for inflammation and rejection as well as xenobiotic disease transmission. In view of this, a method to efficiently and quickly purify COL1 from limited quantities of autologously-derived tissues would circumvent many of these issues; however, standard isolation protocols are lengthy and often require large quantities of collagenous tissues. Here, we demonstrate an efficient COL1 extraction method that reduces the time needed to isolate and purify this protein from about 10 days to less than 3 hr. We chose the dermis as our tissue source because of its availability during many surgical procedures. This method uses traditional extraction buffers combined with forceful agitation and centrifugal filtration to obtain highly-pure, soluble COL1 from small amounts of corium. Briefly, dermal biopsies are washed thoroughly in ice-cold dH2O after removing fat, connective tissue, and hair. The skin samples are stripped of noncollagenous proteins and polysaccharides using 0.5 M sodium acetate and a high speed bench-top homogenizer. Collagen from residual solids is subsequently extracted with a 0.075 M sodium citrate buffer using the homogenizer. These extracts are purified using 100,000 MW cut-off centrifugal filters that yield COL1 preparations of comparable or superior quality to commercial products or those obtained using traditional procedures. We anticipate this method will facilitate the utilization of autologously-derived COL1 for a multitude of research and clinical applications.

Traditional procedures for the isolation of soluble type 1 collagen (COL1) require about 10 days from start to finish because of lengthy buffer incubations and laborious resuspensions of fibrils. Here, we describe a means to purify COL1 from small dermal biopsies in less than 3 hr.

Un procédé amélioré pour la préparation de collagène de type I de la peau

Soluble type 1 collagen (COL1) is used extensively as an adhesive substrate for cell cultures and as a cellular scaffold for regenerative applications. ...

Development of a Multicellular Three-dimensional Organotypic Model of the Human Intestinal Mucosa Grown Under Microgravity

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). In fact, it is widely recognized that cells grown in flasks or dishes tend to de-differentiate and lose specialized features of the tissues from which they were derived. Currently, there are mainly two types of 3-D culture systems where the cells are seeded into scaffolds mimicking the native extracellular matrix (ECM): (a) static models and (b) models using bioreactors. The first breakthrough was the static 3-D models. 3-D models using bioreactors such as the rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors are a more recent development. The original concept of the RWV bioreactors was developed at NASA&#39;s Johnson Space Center in the early 1990s and is believed to overcome the limitations of static models such as the development of hypoxic, necrotic cores. The RWV bioreactors might circumvent this problem by providing fluid dynamics that allow the efficient diffusion of nutrients and oxygen. These bioreactors consist of a rotator base that serves to support and rotate two different formats of culture vessels that differ by their aeration source type: (1) Slow Turning Lateral Vessels (STLVs) with a co-axial oxygenator in the center, or (2) High Aspect Ratio Vessels (HARVs) with oxygenation via a flat, silicone rubber gas transfer membrane. These vessels allow efficient gas transfer while avoiding bubble formation and consequent turbulence. These conditions result in laminar flow and minimal shear force that models reduced gravity (microgravity) inside the culture vessel. Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa composed of an intestinal epithelial cell line and primary human lymphocytes, endothelial cells and fibroblasts cultured under microgravity provided by the RWV bioreactor.

Cells growing in a three-dimensional (3-D) environment represent a marked improvement over cell cultivation in 2-D environments (e.g., flasks or dishes). Here we describe the development of a multicellular 3-D organotypic model of the human intestinal mucosa cultured under microgravity provided by rotating-wall-vessel (RWV) bioreactors.

Développement d&#39;un modèle organotypique multicellulaire en trois dimensions de la muqueuse intestinale humaine Grown Sous microgravité

Because cells growing in a three-dimensional (3-D) environment have the potential to bridge many gaps of cell cultivation in 2-D environments (e.g., ...

In Vitro Permeation of FITC-loaded Ferritins Across a Rat Blood-brain Barrier: a Model to Study the Delivery of Nanoformulated Molecules

Brain microvascular endothelial cells, supported by pericytes and astrocytes endfeet, are responsible for the low permeation of large hydrosoluble drugs through the blood-brain barrier (BBB), causing difficulties for effective pharmacological therapies. In recent years, different strategies for promoting brain targeting have aimed to improve drug delivery and activity at this site, including innovative nanosystems for drug delivery across the BBB. In this context, an in vitro approach based on a simplified cellular model of the BBB provides a useful tool to investigate the effect of nanoformulations on the trans-BBB permeation of molecules. This study describes the development of a double-layer BBB, consisting of co-cultured commercially available primary rat brain microvascular endothelial cells and astrocytes. A multiparametric approach for the validation of the model, based on the measurement of the transendothelial electrical resistance and the apparent permeability of a high molecular weight dextran, is also described. As proof of concept for the employment of this BBB model to study the effect of different nanoformulations on the translocation of fluorescent molecules across the barrier, we describe the use of fluorescein isothiocyanate (FITC), loaded into ferritin nanoparticles. The ability of ferritins to improve the trans-BBB permeation of FITC was demonstrated by flux measurements and confocal microscopy analyses. The results suggest this is a useful system for validating nanosystems for delivery of drugs across the BBB.

In Vitro Permeation of FITC-loaded Ferritins Across a Rat Blood-brain Barrier: a Model to Study the Delivery of Nanoformulated Molecules

A method to establish an in vitro model of blood-brain barrier based on a co-culture of rat brain microvascular endothelial cells and astrocytes is described and validated. This system proved to be a valid tool to study the effect of nanoformulation on the trans-barrier permeation of fluorescent molecules.

In Vitro perméation de ferritines FITC-chargés sur un Rat barrière hémato-encéphalique: un modèle pour l&#39; étude de la prestation de Nanoformulated Molecules

Brain microvascular endothelial cells, supported by pericytes and astrocytes endfeet, are responsible for the low permeation of large hydrosoluble drugs ...

Lucifer Yellow - A Robust Paracellular Permeability Marker in a Cell Model of the Human Blood-brain Barrier

The blood-brain barrier BBB consists of endothelial cells that form a barrier between the systemic circulation and the brain to prevent the exchange of non-essential ions and toxic substances. Tight junctions (TJ) effectively seal the paracellular space in the monolayers resulting in an intact barrier. This study describes a LY-based fluorescence assay that can be used to determine its apparent permeability coefficient (Papp) and in turn can be used to determine the kinetics of the formation of confluent monolayers and the resulting tight junction barrier integrity in hCMEC/D3 monolayers. We further demonstrate an additional utility of this assay to determine TJ functional integrity in transfected cells. Our data from the LY Papp assay shows that the hCMEC/D3 cells seeded in a transwell setup effectively limit LY paracellular transport 7 days-post culture. As an additional utility of the presented assay, we also demonstrate that the DNA nanoparticle transfection does not alter LY paracellular transport in hCMEC/D3 monolayers.

We present a fluorescence assay to demonstrate that Lucifer Yellow (LY) is a robust marker to determine the apparent paracellular permeability of hCMEC/D3 cell monolayers, an in vitro model of the human blood-brain barrier. We used this assay to determine the kinetics of a confluent monolayer formation in cultured hCMEC/D3 cells.

Lucifer Yellow - Un marqueur de perméabilité paracellulaire robuste dans un modèle cellulaire de la barrière de sang-cerveau humain

The blood-brain barrier BBB consists of endothelial cells that form a barrier between the systemic circulation and the brain to prevent the exchange of ...

Simultaneous Quantification of Selected Kynurenines Analyzed by Liquid Chromatography-Mass Spectrometry in Medium Collected from Cancer Cell Cultures

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and cancer biology. An in vitro cell culture assay is often used to learn about the contribution of different tryptophan catabolites in a disease mechanism and for testing therapeutic strategies. Cell culture medium that is rich in secreted metabolites and signaling molecules reflects the status of tryptophan metabolism and other cellular events. New protocols for the reliable quantification of multiple kynurenines in the complex cell culture medium are desired to allow for a reliable and quick analysis of multiple samples. This can be accomplished with liquid chromatography coupled with mass spectrometry. This powerful technique is employed in many clinical and research laboratories for the quantification of metabolites and can be used for measuring kynurenines.
Presented here is the use of liquid chromatography coupled with single quadrupole mass spectrometry (LC-SQ) for the simultaneous determination of four kynurenines, i.e., kynurenine, 3-hydroxykynurenine, 3-hydroxyanthranilic, and xanthurenic acid in the medium collected from in vitro cultured cancer cells. SQ detector is simple to use and less expensive compared to other mass spectrometers. In the SQ-MS analysis, multiple ions from the sample are generated and separated according to their specific mass-to-charge ratio (m/z), followed by the detection using a Single Ion Monitoring (SIM) mode.
This paper draws the attention on the advantages of the reported method and indicates some weak points. It is focused on critical elements of LC-SQ analysis including sample preparation along with chromatography and mass spectrometry analysis. The quality control, method calibration conditions and matrix effect issues are also discussed. We described a simple application of 3-nitrotyrosine as one analog standard for all target analytes. As confirmed by experiments with human ovary and breast cancer cells, the proposed LC-SQ method&#160;generates reliable results and can be further applied to other in vitro cellular models.

Described here is a protocol for the determination of four different tryptophan metabolites generated in the kynurenine pathway (kynurenine, 3-hydroxykynurenine, xanthurenic acid, 3-hydroxyanthranilic acid) in the medium collected from cancer cell cultures analyzed by liquid chromatography coupled with a single quadrupole mass spectrometry.

Quantification simultanée de kynurenines sélectionnées analysées par chromatographie liquide-spectrométrie de masse dans le milieu recueilli à partir des cultures de cellules cancéreuses

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and ...

Transplantation of a 3D Bioprinted Patch in a Murine Model of Myocardial Infarction

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ligation is a challenging procedure and has a high mortality rate due to its nature. We developed a method to consistently transplant bioprinted patches of cells and hydrogels onto the epicardium of an infarcted mouse heart to test their regenerative properties in a robust and feasible way. First, a deeply anesthetized mouse is carefully intubated and ventilated. Following left lateral thoracotomy (surgical opening of the chest), the exposed LAD is permanently ligated and the bioprinted patch transplanted onto the epicardium. The mouse quickly recovers from the procedure after chest closure. The advantages of this robust and quick approach include a predicted 28-day mortality rate of up to 30% (lower than the 44% reported by other studies using a similar model of permanent LAD ligation in mice). Moreover, the approach described in this protocol is versatile and could be adapted to test bioprinted patches using different cell types or hydrogels where high numbers of animals are needed to optimally power studies. Overall, we present this as an advantageous approach which may change preclinical testing in future studies for the field of cardiac regeneration and tissue engineering.

This protocol aims to transplant a 3D bioprinted patch onto the epicardium of infarcted mice modeling heart failure. It includes details regarding anesthesia, the surgical chest opening, permanent ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery and application of a bioprinted patch onto the infarcted area of the heart.

Transplantation d’un patch bioimprimé 3D dans un modèle murine d’infarctus du myocarde

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ...

Une nouvelle méthode d’injection lente mini-invasive pour réduire les lésions tissulaires

A Novel Cell Injection Method with Minimum Invasion

Directly injecting cells into tissues is a necessary process in cell administration and/or replacement therapy. The cell injection requires a sufficient amount of suspension solution to allow the cells to enter the tissue. The volume of the suspension solution affects the tissue, and this can cause major invasive injury as a result of the cell injection. This paper reports on a novel cell injection method, called slow injection, that aims to avoid this injury. However, pushing out the cells from the needle tip requires a sufficiently high injection speed according to Newton's law of shear force. To solve the above contradiction, a non-Newtonian fluid, such as gelatin solution, was used as the cell suspension solution in this work. Gelatins solution have temperature sensitivity, as their form changes from gel to sol at approximately 20 &#176;C. Therefore, to maintain the cell suspension solution in the gel form, the syringe was kept cooled in this protocol; however, once the solution was injected into the body, the body temperature converted it to a sol. The interstitial tissue fluid flow can absorb excess solution. In this work, the slow injection technique allowed cardiomyocyte balls to enter the host myocardium and engraft without surrounding fibrosis. This study employed a slow injection method to inject purified and ball-formed neonatal rat cardiomyocytes into a remote area of myocardial infarction in the adult rat heart. At 2 months following the injection, the hearts of the transplanted groups showed significantly improved contractile function. Furthermore, histological analyses of the slow-injected hearts revealed seamless connections between the host and graft cardiomyocytes via intercalated disks containing gap junction connections. This method could contribute to next-generation cell therapies, particularly in cardiac regenerative medicine.

Pleins feux sur l’auteur : Une nouvelle méthode d’injection cellulaire avec une invasion minimale  

This method eliminates any major invasion during cell injections caused by the cell suspension solution.

Une nouvelle méthode d’injection cellulaire avec un minimum d’invasion

Directly injecting cells into tissues is a necessary process in cell administration and/or replacement therapy. The cell injection requires a sufficient ...