Nous remercions Manon Laprise à la formation en échocardiographie et Ann Chamberland pour prendre les photos présentées sur les figures 1 et 2. Ce travail a été soutenu par les Instituts canadiens de recherche en santé subvention MOP 44363 et président 950-216684 Canada.

Toutes les procédures indiquées dans ce protocole ont été approuvés par le Comité de protection des animaux de l&#39;IRCM. Une. Système à ultrasons et préparation station <ol><li> Démarrer le système d&#39;imagerie par ultrasons et de connecter la tête de balayage ainsi que l&#39;unité de commande de la physiologie selon les instructions du fabricant (figure 1). Choisir le programme de mesure cardiaque et la tête de balayage qui correspond au transducteur de 30 MHz. </li><li> Remplir l&#39;embout de la tête de balayage avec de l&#39;eau désionisée. Éviter les bulles d&#39;air où ils interfèrent avec la résolution d&#39;image. Placer la tête de balayage avec le côté de la poignée vers le haut sur ​​son support à proximité de la plate-forme d&#39;imagerie (Figure 1A). </li><li> Désinfecter la plate-forme d&#39;imagerie et la zone de travail. </li><li> Remplir complètement la bouteille de gel pour ultrasons afin d&#39;éviter la formation de bulles et le placer à l&#39;envers dans son ensemble de récipient de préchauffage à 37 ° C (figure 1B). </li><li> Vérifiez les niveaux d&#39;oxygènegen et de l&#39;isoflurane et le système de tuyauterie pour l&#39;anesthésie. Une expérience avec ~ 8 embryons consommerait environ 15-20 L d&#39;oxygène. </li><li> Placer les flacons de baume ophtalmique, crème dépilatoire et un gel d&#39;électrode à proximité de la plate-forme de formation d&#39;image (figure 1B). </li><li> Vérifiez que les fonctions infrarouge de lampe de chaleur. Pendant la formation, régler le niveau de la chaleur, la position de la lampe et de la distance de la lampe à des souris afin de maintenir constante la température du corps et le rythme cardiaque. Remarque: Une bonne préparation du système et le matériel est essentiel. La lenteur des procédures peuvent affecter les caractéristiques physiologiques et hémodynamiques du fœtus tant anesthésie déprime la fonction cardiaque en réduisant la fréquence cardiaque, la pression artérielle et le niveau de sang-oxygénation. Le temps de traitement pour ~ 8 fœtus (de taille moyenne de la portée de C57BL / 6) doit être d&#39;environ 1 heure. D&#39;autres souches de souris peuvent fournir un plus grand nombre de fœtus, peut-être avec une femelle de taille plus grande. La formation est essentielle pour optimiser la Processitemps ng. </li></ol> 2. Préparation de souris <ol><li> Anesthésier la femme enceinte dans une chambre avec apport continu de 2% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène (200 ml / min), jusqu&#39;à ce qu&#39;il devienne non dynamique. </li><li> Placez la souris sur la plate-forme d&#39;imagerie en position couchée, ajuster le tube pour inhalation continue de 1,5% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène (200 ml / min), et fixer le tube d&#39;inhalation avec du ruban adhésif (figure 2A). Anesthésie suffisantes devraient être confirmés au cours de la procédure par la posture détendue de la souris et l&#39;absence de toute réponse à la queue et les orteils pincées. </li><li> Gel Lieu d&#39;électrode que en haut à gauche et à droite les électrodes de fond (à droite avant la jambe et la jambe arrière gauche, également appelé position II plomb) pour l&#39;électrocardiographie. Position II plomb offre une meilleure onde P défini verticale positive et complexe QRS pour déterminer la fréquence cardiaque. Fixez les quatre pattes à chaque pad en utilisant du ruban (figure 2A). Pour éviter la sécheresse des yeux, appliquer une goutte d&#39;baume ophtalmique dans chaque œil. </li><li> Raser l&#39;abdomen, de la poitrine de la vessie avec une tondeuse à cheveux. Appliquer ensuite une crème dépilatoire pendant 2 minutes et essuyer avec une gaze et / ou un coton-tige pour enlever soigneusement les cheveux restants. Veillez à ne pas couper les mamelons. </li><li> Insérer le thermomètre prélubrifiée avec du gel d&#39;électrode dans le rectum de la femme de surveiller la température du corps (devrait être maintenue à 37 ± 0,5 ° C en ajustant une lampe chauffante infrarouge placé au-dessus de la plate-forme). La fréquence cardiaque doit être de 450 ± 50 battements / min (bpm). La température et la fréquence cardiaque sont affichées sur l&#39;unité de commande de la physiologie (figure 1B). Remarque: anesthésie Long, la perte de cheveux et gel à ultrasons (bien préchauffé) peuvent conduire à l&#39;hypothermie, ce qui peut affecter le rythme cardiaque de la femelle. Si la température du corps descend en dessous de 36,5 ° C, arrêter la procédure et de modifier la position de la lampe de chauffage pour ajuster la température et la fréquence cardiaque. Attendez quelques minutes avminerai de procéder à nouveau. </li></ol> 3. Embryon d&#39;identification <ol><li> Appuyez doucement sur l&#39;abdomen nu pour localiser les embryons. Lentement et légèrement les étaler pour avoir plus d&#39;embryons en une seule couche sous la surface abdominale. Dans chaque corne utérine, les sacs sont linéairement reliées les unes aux autres. Essayez de respecter cet ordre lors de l&#39;épandage. </li><li> Mark chaque embryon sur l&#39;abdomen nu de la femme avec un marqueur permanent avec leur antérieur / postérieur et directions ventrales dorsales /. Connaissant l&#39;orientation facilite la localisation du coeur avec la sonde. Nombre des embryons dans le droit et les cornes de gauche à partir du col (1, 2, 3 ... et 1 &#39;, 2&#39;, 3 &#39;respectivement ...; figure 2B). Note: (i) Éviter de répandre les embryons avec une force excessive. Esquisser leurs emplacements sur une feuille de papier pour les suivre (figure 2C). (Ii) C57BL / 6 femelles ont ~ 8 foetus par portée. Toutefois, 0-2 embryons dans chaque portée sont litué sous les autres, ce qui leur imagerie impossible. Exclure ces embryons à partir de l&#39;analyse et d&#39;évaluer plus portées si nécessaire. </li></ol> 4. Fréquence cardiaque Mesure <ol><li> Placer une petite quantité de gel à ultrasons préchauffé sur le ventre nu et répartir uniformément. Éviter la formation de bulles. Ajouter une plus grande quantité de gel (~ 5 ml) sur la zone spécifique de l&#39;image. </li><li> Tenir la sonde en contact avec la couche de gel épais (10 mm) et passer progressivement la sonde vers la peau tout en regardant pour le cœur battant. Une fois que le coeur battant est visualisée sur l&#39;écran, de régler l&#39;angle de la sonde d&#39;avoir les deux ventricules dans leur plus grande dimension dans le plan de formation d&#39;image (figure 2D). </li><li> Commencer à acquérir l&#39;image. Avec l&#39;avant-bras reposant sur ​​la station, de placer le transducteur sur le gel d&#39;ultrasons pour obtenir une image en direct sur ​​l&#39;écran de visualisation (figure 2D). Le maintien de la crête du transducteur sur le dessus et en cliquant sur le orientatio tête de balayagen marqueur (dans le coin supérieur gauche de l&#39;image) permet la coordination du mouvement de la main et de la zone visualisée sur l&#39;écran. </li><li> À partir du col, passer à l&#39;embryon le plus proche marquée (1 ou 1 &#39;à droite ou à gauche corne utérine, respectivement) pour visualiser le cœur battant à l&#39;écran. Parce que la profondeur focale est fixe, déplacez doucement la sonde vers le haut / bas et latéralement sans perdre le contact avec le gel pour obtenir le plan de l&#39;image souhaitée. </li><li> Placez le cœur battant dans le centre de l&#39;écran dans la région indiquée par la ligne en pointillé jaune représentant la zone focale pour une meilleure acquisition de données. </li><li> Acquérir l&#39;enregistrement en direct. Obtenir l&#39;image de scout et reprendre l&#39;enregistrement (figure 3A). Une fois un minimum de 10 secondes de l&#39;enregistrement stable est obtenue, arrêter l&#39;enregistrement et sauvegarder. </li><li> Passez à la prochaine embryon. </li><li> Une fois que tous les embryons sont analysés, appuyez sur &quot;Parcourir&quot; sur le clavier pour afficher la liste des enregistrements. Jouez chaque Traci mode M enregistréeng et effectuer de multiples mesures (au moins 5 par traçage) de la distance entre les sommets adjacents (cycle temps / flux) pour obtenir la fréquence cardiaque moyenne (figure 3B). Remarque: Certains protocoles suggèrent d&#39;utiliser un support fixe pour la tête de balayage pour éviter une agitation. Cependant, il retient l&#39;angle de l&#39;analyse, ce qui rend l&#39;observation des embryons latérales difficile. Il ralentit également l&#39;analyse, comme le stand doit être ajustée pour chaque embryon. Tenir la tête de balayage tout en réglant l&#39;avant-bras sur la station minimise efficacement secouer. Formation avec 5-10 femelles enceintes est recommandée pour optimiser le résultat. </li></ol> 5. Génotypage <ol><li> Avec des ciseaux et des pinces chirurgicales propres, inciser longitudinalement la peau et la couche musculaire de l&#39;abdomen. Repérez les sacs dans chaque corne utérine et correspondre aux numéros. Couper ouvrir le sac jaune pour exposer l&#39;embryon dans l&#39;ordre utilisé ci-dessus. Si ce n&#39;est pas dans un agencement linéaire, l&#39;esquisse des positions de l&#39;embryon sur un morceaude papier sera indispensable une fois que les marques sur la peau ne sont plus visibles. </li><li> Couper seulement ~ 4 mm de queue pour génotypage de l&#39;ADN génomique est très efficace extrait de queues embryonnaires. Note: (i) La procédure chirurgicale peut être effectuée dans un endroit séparé de la chambre d&#39;imagerie. Cependant, il est important de ne pas déplacer la souris et ont la procédure chirurgicale sur la plate-forme de formation d&#39;image afin de garder la trace des embryons numérotés. Consultez le gestionnaire de l&#39;animalerie afin d&#39;optimiser la procédure chirurgicale. (Ii) La femme enceinte meurt rapidement en raison de la perte de sang que les fœtus sont enlevés pour le génotypage après imagerie. Après queue coupée, les fœtus sont placés 3 min sur la glace pour l&#39;anesthésie par hypothermie puis décapités avec des ciseaux, tel que recommandé par notre Comité de protection des animaux. </li></ol>

<ol>
	<li>Hoffman, J. I., Kaplan, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+congenital+heart+disease.">The incidence of congenital heart disease.</a> J. Am. Coll. Cardiol. 39, 1890-1900 (2002).</li><li>Miller, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abnormal+brain+development+in+newborns+with+congenital+heart+disease.">Abnormal brain development in newborns with congenital heart disease.</a> N. Engl. J. Med. 357, 1928-1938 (2007).</li><li>Bruneau, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+developmental+genetics+of+congenital+heart+disease.">The developmental genetics of congenital heart disease.</a> Nature. 451, 943-948 (2008).</li><li>Wessels, A., Sedmera, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+anatomy+of+the+heart:+a+tale+of+mice+and.">Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and.</a> 15, 165-176 (2003).</li><li>Yu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ENU+induced+mutations+causing+congenital+cardiovascular+anomalies.">ENU induced mutations causing congenital cardiovascular anomalies.</a> Development. 131, 6211-6223 (2004).</li><li>Seidah, N. G., Prat, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+biology+and+therapeutic+targeting+of+the+proprotein+convertases.">The biology and therapeutic targeting of the proprotein convertases.</a> Nat. Rev. Drug Discov. 11, 367-383 (2012).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Failure+of+ventral+closure+and+axial+rotation+in+embryos+lacking+the+proprotein+convertase+Furin.">Failure of ventral closure and axial rotation in embryos lacking the proprotein convertase Furin.</a> Development. 125, 4863-4876 (1998).</li><li>Roebroek, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+redundancy+of+the+proprotein+convertase+furin+in+mouse+liver.">Limited redundancy of the proprotein convertase furin in mouse liver.</a> J. Biol. Chem. 279, 53442-53450 (2004).</li><li>Kisanuki, Y. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tie2-Cre+transgenic+mice:+a+new+model+for+endothelial+cell-lineage+analysis+in+vivo.">Tie2-Cre transgenic mice: a new model for endothelial cell-lineage analysis in vivo.</a> Dev. Biol. 230, 230-242 (2001).</li><li>Kim, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+endothelial+furin+leads+to+cardiac+malformation+and+early+postnatal+death.">Loss of endothelial furin leads to cardiac malformation and early postnatal death.</a> Mol. Cell Biol. 32, 3382-3391 (2012).</li></ol>

Aucun conflit d&#39;intérêt déclaré.

Mode M échocardiographie est une méthode simple et efficace pour mesurer des taux cardiaques in utero d&#39;embryons de souris. Transducteurs disponibles dans le commerce offrent une résolution suffisante pour visualiser petits cœurs qui battent. Ainsi, ils permettent une mesure très précise de la fréquence cardiaque, en comparaison avec d&#39;autres méthodes telles que la mesure d&#39;impulsion, et peuvent se substituer à haute résolution vidéo-microscopie. Cependant, les outils actuels ne ...

CHD est la cause non infectieuse la plus fréquente de décès à la naissance 1. Chirurgies multiples sont souvent nécessaires pour corriger les défauts structurels dans les sujets dont la qualité de vie peut rester compromis 1. Les enfants atteints de cardiopathies congénitales développent fréquemment des troubles neurologiques, même si elles n&#39;ont pas subi une intervention chirurgicale, indiquant importante des conséquences sur le développement in utero 2,3. Les facteurs génétiques et environnementaux, tels que l&#39;exposition à des virus ou des produits chimiques (alcool) pendant la grossesse, cause CHD. Étudier les contributeurs génétiques est encore à sa phase initiale, mais en croissance rapide. Pour identifier ces contributeurs et de comprendre leur rôle dans le développement du cœur, le phénotypage des souris mutantes avec un outil simple et puissant sera très bénéfique. La souris est en effet un modèle animal de choix pour étudier CHD, et la plupart des cas humains peut être reproduite chez la souris 4,5. Par conséquent, le phénotypage cardiaque de fœtus de souris est devenu increasingly important d&#39;étudier l&#39;étiologie de la maladie coronarienne humaine et nécessite des outils adéquats. Bien que des études histologiques sur des échantillons fixés sont inestimables, l&#39;imagerie en temps réel des animaux vivants est essentiel de comprendre la physiologie du cœur. microscopie vidéo offre imagerie en temps réel. Cependant, elle nécessite une laparotomie pour exposer les embryons, ce qui compromet leur état physiologique et hémodynamique. Récemment, l&#39;échocardiographie est devenue la technique d&#39;imagerie standard pour l&#39;évaluation cardiaque de la clinique ainsi que chez les souris. Souris échocardiographie foetale est effectuée en utilisant des systèmes à ultrasons cliniques standard ainsi que des systèmes d&#39;échographie ultra-haute fréquence. Ces derniers fournissent 30 MHz ou supérieur transducteurs de fréquences qui génèrent des images bidimensionnelles et permettent l&#39;évaluation des premiers stades embryonnaires. Ces capteurs ont une profondeur relativement faible de pénétration (~ 13 mm), ce qui est, cependant, suffisante pour obtenir des plans d&#39;imagerie adéquats et déterminer fondamental coeur paramètres, tels que la fréquence cardiaque, le diamètre interne du ventricule gauche et à droite à la diastole et la systole et la cloison et l&#39;épaisseur de la paroi, sans effectuer une laparotomie. Dans notre étude, nous avons utilisé un système à ultrasons ultra-haute fréquence pour évaluer les taux d&#39;embryons de souris cardiaques à jour embryonnaire -18,5. Nous avons choisi un transducteur de 30 MHz qui fournit une représentation de domaine de 20 mm x 20 mm, optimal compte tenu de la taille du fœtus, avec une distance focale de 12,7 mm. Cependant, un transducteur de fréquence plus élevée peut être choisie pour analyser les premiers stades de développement. Le M-mode sélectionné permet la visualisation des tissus en mouvement grâce à une haute résolution temporelle de 1 000 images / sec. La procédure complète est simple et doit être effectué le plus rapidement possible afin d&#39;éviter toute perturbation des états physiologiques et hémodynamiques du fœtus. L&#39;analyse d&#39;environ 8 embryons nécessite environ 1 h.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="591">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:164px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:160px;">Pharmaceutical Partners of Canada Inc.</td>
			<td style="width:104px;">CP0406v2</td>
			<td style="width:163px;">1-chloro-2,2,2-trifluoroethyl difluoromethyl ether</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Ultrasound gel</td>
			<td>Parker Laboratories Inc.</td>
			<td>Aquasonic Clear</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Electrode gel</td>
			<td>Parker Laboratories Inc.</td>
			<td>Spectra 360</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Ophthalmic gel</td>
			<td>Novartis</td>
			<td>Tear-Gel</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Depilatory cream</td>
			<td>Church &#38; Dwight Co., Inc.</td>
			<td>Nair</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Hair clipper</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Gauze/cotton swap</td>
			<td>Q-tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Permanent marker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:164px;">High-Resolution In vivo Ultrasound Imaging System</td>
			<td style="width:160px;">Visual Sonics</td>
			<td style="width:104px;">Vevo770</td>
			<td style="width:163px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">30 MHz Transducer</td>
			<td>Visual Sonics</td>
			<td>RMV707B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="44">
			<td height="44" style="height:44px;width:164px;">Imaging platform and physiology controller unit</td>
			<td>Visual Sonics</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Anesthetic System</td>
			<td>Cyprane North America Inc.</td>
			<td>312462</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;">Infrared heating lamp</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in utero measurement of heart rate in mouse by noninvasive m-mode echocardiography

Cardiopathie congénitale (CHD) est la cause non infectieuse la plus fréquente de décès à la naissance. L&#39;incidence de la maladie coronarienne varie de 4 à 50/1 000 naissances (maladie et les estimations régionales des blessures, de l&#39;Organisation mondiale de la Santé, 2004). Chirurgies qui compromettent souvent la qualité de vie sont nécessaires pour corriger des malformations cardiaques, nous rappelant l&#39;importance de trouver les causes de la maladie coronarienne. Modèles de souris mutantes et de la technologie de l&#39;imagerie en direct sont devenus des outils essentiels pour étudier l&#39;étiologie de cette maladie. Bien que les méthodes avancées permettent l&#39;imagerie en direct de cœur anormaux chez les embryons, les états physiologiques et hémodynamiques de ces derniers sont souvent compromises en raison de procédures chirurgicales et / ou longs. L&#39;imagerie par ultrasons non invasive, cependant, peut être utilisé sans exposition chirurgicale des embryons, en maintenant ainsi leur physiologie. Ici, nous utilisons simplement l&#39;échographie en mode M pour évaluer les taux d&#39;embryons de coeur à -18,5 in utero. La détection de taux anormaux de coeur est en effet un bon indicateurteur de la dysfonction du cœur et constitue donc une première étape dans l&#39;identification des défauts de développement pouvant conduire à une insuffisance cardiaque.

Le procédé ci-dessus a été utilisée pour évaluer l&#39;impact de la présence ou de l&#39;absence de la furine de sérine protéase dans des cellules endotheliales sur le taux d&#39;embryons de souris de coeur à -18,5 in utero. Furine appartient à la famille des proprotéines convertases (PC) que précurseurs de protéines clivent après résidus basiques. Furine et ses substrats sont des protéines sécrétoires et le clivage peut se produire dans l&#39;appareil de Golgi, les endosomes ou à la surface...

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In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-haute ultrasons de fréquence est un outil d&#39;imagerie en temps réel puissant pour examiner les anomalies cardiaques chez les petits animaux. Son caractère non invasif permet de maintenir l&#39;état physiologique de l&#39;embryon. Ici, nous montrons l&#39;utilisation du mode M ultrasons pour mesurer les taux d&#39;embryons de coeur à -18,5 in utero.

In utero mesure de la fréquence cardiaque chez la souris par M mode non invasive échocardiographie

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

11.3K vues.  Institut de Recherches Cliniques de Montréal.  Ultra-haute ultrasons de fréquence est un outil d'imagerie en temps réel puissant pour examiner les anomalies cardiaques chez les petits animaux. Son caractère non invasif permet de maintenir l'état physiologique de l'embryon. Ici, nous montrons l'utilisation du mode M ultrasons pour mesurer les taux d'embryons de coeur à -18,5 in utero. 

Vidéo: In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Transthoracic Echocardiography in Mice

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene expression. Transgenic and gene targeting methods can be used to generate mice with altered cardiac size and function,1-3 and as a result, in vivo techniques are needed to evaluate their cardiac phenotype. Transthoracic echocardiography, pulse wave Doppler (PWD), and tissue Doppler imaging (TDI) can be used to provide dimensional measurements of the mouse heart and to quantify the degree of cardiac systolic and diastolic performance. Two-dimensional imaging is used to detect abnormal anatomy or movements of the left ventricle, whereas M-mode echo is used for quantification of cardiac dimensions and contractility.4,5 In addition, PWD is used to quantify localized velocity of turbulent flow,6 whereas TDI is used to measure the velocity of myocardial motion.7 Thus, transthoracic echocardiography offers a comprehensive method for the noninvasive evaluation of cardiac function in mice.

Transthoracic echocardiography offers a noninvasive method for the evaluation of cardiac function in mice. A combination of ultrasound and Doppler imaging modalities can be used to obtain dimensional measurements of the heart and intracardiac blood flow, which together provide an assessment of cardiac systolic and diastolic performance.

L&#39;échocardiographie transthoracique chez la souris

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Recherche

Médecine

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

Un modèle murin de In utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

Évaluation de ventriculaire droite Structure et fonction dans le modèle de souris de l&#39;artère pulmonaire constriction par échocardiographie transthoracique

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse

Myocarditis is an inflammation of the myocardium, but only ~10% of those affected show clinical manifestations of the disease. To study the immune events of myocardial injuries, various mouse models of myocarditis have been widely used. This study involved experimental autoimmune myocarditis (EAM) induced with cardiac myosin heavy chain (Myhc)-&#945; 334-352 in A/J mice; the affected animals develop lymphocytic myocarditis but with no apparent clinical signs. In this model, the utility of magnetic resonance microscopy (MRM) as a non-invasive modality to determine the cardiac structural and functional changes in animals immunized with Myhc-&#945; 334-352 is shown. EAM and healthy mice were imaged using a 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertical core bore scanner equipped with a 4 cm millipede radio-frequency imaging probe and 100 G/cm triple axis gradients. Cardiac images were acquired from anesthetized animals using a gradient-echo-based cine pulse sequence, and the animals were monitored by respiration and pulse oximetry. The analysis revealed an increase in the thickness of the ventricular wall in EAM mice, with a corresponding decrease in the interior diameter of ventricles, when compared with healthy mice. The data suggest that morphological and functional changes in the inflamed hearts can be non-invasively monitored by MRM in live animals. In conclusion, MRM offers an advantage of assessing the progression and regression of myocardial injuries in diseases caused by infectious agents, as well as response to therapies.

This study demonstrates the successful establishment of magnetic resonance microscopy imaging as a non-invasive tool to assess the cardiac abnormalities in mice affected with autoimmune myocarditis. The data indicate that the technique can be used to monitor the disease-progression in live animals.

Évaluation non invasive de la Cardiac Malformations en auto-immune expérimentale myocardite par résonance magnétique microscopie imagerie chez la souris

Myocarditis is an inflammation of the myocardium, but only ~10% of those affected show clinical manifestations of the disease. To study the immune events ...

Noninvasive Determination of Vortex Formation Time Using Transesophageal Echocardiography During Cardiac Surgery

Trans-mitral blood flow produces a three-dimensional rotational body of fluid, known as a vortex ring, that enhances the efficiency of left ventricular (LV) filling compared with a continuous linear jet. Vortex ring development is most often quantified with vortex formation time (VFT), a dimensionless parameter based on fluid ejection from a rigid tube. Our group is interested in factors that affect LV filling efficiency during cardiac surgery. In this report, we describe how to use standard two-dimensional (2D) and Doppler transesophageal echocardiography (TEE) to noninvasively derive the variables needed to calculate VFT. We calculate atrial filling fraction (&#946;) from velocity-time integrals of trans-mitral early LV filling and atrial systole blood flow velocity waveforms measured in the mid-esophageal four-chamber TEE view. Stroke volume (SV) is calculated as the product of the diameter of the LV outflow track measured in the mid-esophageal long axis TEE view and the velocity-time integral of blood flow through the outflow track determined in the deep transgastric view using pulse-wave Doppler. Finally, mitral valve diameter (D) is determined as the average of major and minor axis lengths measured in orthogonal mid-esophageal bicommissural and long axis imaging planes, respectively. VFT is then calculated as 4 &#215; (1-&#946;) &#215; SV/(&#960;D3). We have used this technique to analyze VFT in several groups of patients with differing cardiac abnormalities. We discuss our application of this technique and its potential limitations and also review our results to date. Noninvasive measurement of VFT using TEE is straightforward in anesthetized patients undergoing cardiac surgery. The technique may allow cardiac anesthesiologists and surgeons to assess the impact of pathological conditions and surgical interventions on LV filling efficiency in real time.

We describe a protocol to measure vortex formation time, an index of left ventricular filling efficiency, using standard transesophageal echocardiography techniques in patients undergoing cardiac surgery. We apply this technique to analyze vortex formation time in several groups of patients with differing cardiac pathologies.

Non invasive détermination du temps de Formation de Vortex utilisant l’échocardiographie transoesophagienne au cours de la chirurgie cardiaque

Trans-mitral blood flow produces a three-dimensional rotational body of fluid, known as a vortex ring, that enhances the efficiency of left ventricular ...

Transdermal Measurement of Glomerular Filtration Rate in Mice

Transdermal analysis of glomerular filtration rate (GFR) is an established technique that is used to assess renal function in mouse and rat models of acute kidney injury and chronic kidney disease. The measurement system consists of a miniaturized fluorescence detector that is directly attached to the skin on the back of conscious, freely moving animals, and measures the excretion kinetics of the exogenous GFR tracer, fluorescein-isothiocyanate (FITC) conjugated sinistrin (an inulin analog). This system has been described in detail in rats. However, because of their smaller size, measurement of transcutaneous GFR in mice presents additional technical challenges. In this paper we therefore provide the first detailed practical guide to the use of transdermal GFR monitors in mice based on the combined experience of three different investigators who have been performing this assay in mice over a number of years.

Here we describe a protocol to measure glomerular filtration rate (GFR) in conscious, freely moving mice using a transdermal GFR monitor.

Transdermique mesurage du débit de Filtration glomérulaire chez la souris

Transdermal analysis of glomerular filtration rate (GFR) is an established technique that is used to assess renal function in mouse and rat models of ...

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both human and animal models of disease. Individual heart rate, rhythm, and regularity, combined with quantitative parameters collected from ECG, serve to assess the integrity of the cardiac conduction system as well as the integrated physiology of the cardiac cycle. This article provides a comprehensive description of the methods and techniques used to perform a noninvasive ECG on perinatal and neonatal mouse pups as early as the first postnatal day, without requiring the use of anesthetics. This protocol was designed to directly address a need for a standardized and repeatable method for obtaining ECG in newborn mice. From a translational perspective, this protocol proves to be entirely effective for characterization of congenital cardiopulmonary defects generated using transgenic mouse lines, and particularly for analysis of defects causing lethality at or during the first postnatal days. This protocol also aims to directly address a gap in the scientific literature to characterize and provide normative data associated with maturation of the early postnatal cardiac conduction system. This method is not limited to a specific postnatal timepoint, but rather allows for ECG data collection in neonatal mouse pups from birth to postnatal day 10 (P10), a window that is of critical importance for modeling human diseases in vivo, with particular emphasis on congenital heart disease (CHD).

Here, we present a noninvasive electrocardiography (ECG) protocol, optimized for early postnatal mice, that does not require the use of anesthetics.

Électrocardiographie non invasive chez la souris périnatale

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Morphological and Functional Assessment of the Right Ventricle Using 3D Echocardiography

Traditionally, it was believed that the right side of the heart has a minor role in circulation; however, more and more data suggest that right ventricular (RV) function has strong diagnostic and prognostic power in various cardiovascular disorders. Due to its complex morphology and function, assessment of the RV by conventional two-dimensional echocardiography is limited: the everyday clinical practice usually relies on simple linear dimensions and functional measures. Three-dimensional (3D) echocardiography overcame these limitations by providing volumetric quantification of the RV free of geometrical assumptions. Here, we offer a step-by-step guide to obtain and analyze 3D echocardiographic data of the RV using the leading commercially available software. We will quantify 3D RV volumes and ejection fraction. Several technical aspects may help to improve the quality of RV acquisition and analysis as well, which we present in a practical manner. We review the current opportunities and the limiting factors of this method and also highlight the potential applications of 3D RV assessment in current clinical practice.

Here, we provide a step-by-step acquisition and analysis protocol for the 3D volumetric assessment of the right ventricle, mainly focusing on the practical aspects that maximize the feasibility of this technique.

Évaluation morphologique et fonctionnelle du ventricule droit par échocardiographie 3D

Traditionally, it was believed that the right side of the heart has a minor role in circulation; however, more and more data suggest that right ...

Dynamic Measurement and Imaging of Capillaries, Arterioles, and Pericytes in Mouse Heart

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion pressure. However, it is difficult to monitor the dynamic changes of the coronary arterioles and the capillaries in the whole heart, primarily due to its motion and non-stop beating. Here we describe a method that enables monitoring of arterial perfusion rate, pressure and the diameter changes of the arterioles and capillaries in mouse right ventricular papillary muscles. The mouse septal artery is cannulated and perfused at a constant flow or pressure with the other dynamically measured. After perfusion with a fluorescently labeled lectin (e.g., Alexa Fluor-488 or -633 labeled Wheat-Germ Agglutinin, WGA), the arterioles and capillaries (and other vessels) in right ventricle papillary muscle and septum could be readily imaged. The vessel-diameter changes could then be measured in the presence or absence of heart contractions. When genetically encoded fluorescent proteins were expressed, specific features could be monitored. For examples, pericytes were visualized in mouse hearts that expressed NG2-DsRed. This method has provided a useful platform to study the physiological functions of capillary pericytes in heart. It is also suitable for studying the effect of reagents on the blood flow in heart by measuring the vascular/capillary diameter and the arterial luminal pressure simultaneously. This preparation, combined with a state-of-the-art optic imaging system, allows one to study the blood flow and its control at cellular and molecular level in the heart under near-physiological conditions.

Presented here is a protocol to study the coronary microcirculation in living murine heart tissue by ex vivo monitoring of the arterial perfusion pressure and flow that maintains the pressure, as well as vascular tree components including the capillary beds and pericytes, as the septal artery is cannulated and pressurized.

Mesure dynamique et imagerie des capillaires, artérioles et péricytes dans le cœur de souris

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion ...

Measurement of Heart Contractility in Isolated Adult Human Primary Cardiomyocytes

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This paper describes a protocol for assessing changes in contractility in adult human primary ventricular cardiomyocytes utilizing the MyoBLAZER, a non-invasive optical method that preserves the normal physiology and pharmacology of the cells. This optical recording method continuously measures contractility transients from multiple cells in parallel, providing both medium-throughput and valuable information for each individual cell in the field of view, enabling the real-time tracking of drug effects. The cardiomyocyte contractions are induced by paced electrical field stimulation, and the acquired bright field images are fed to an image-processing software that measures the sarcomere shortening across multiple cardiomyocytes. This method rapidly generates different endpoints related to the kinetics of contraction and relaxation phases, and the resulting data can then be interpreted in relation to different concentrations of a test article. This method is also employed in the late stages of preclinical development to perform follow-up mechanistic studies to support ongoing clinical studies. Thus, the adult human primary cardiomyocyte-based model combined with the optical system for continuous contractility monitoring has the potential to contribute to a new era of in vitro cardiac data translatability in preclinical medical therapy development.

This protocol describes how to measure contractility in adult human primary cardiomyocytes from donor hearts with the MyoBLAZER system, a reliable platform for assessing drug-induced changes in contractility during preclinical development.

Mesure de la contractilité cardiaque dans des cardiomyocytes primaires humains adultes isolés

The evaluation of changes in heart contractility is essential during preclinical development for new cardiac- and non-cardiac-targeted compounds. This ...