Financement des Instituts nationaux américains de la santé (accorde R01EB008678, R01DK096075, R01DK084053, R00DK088962 et F32 DK103500), n ° 12-1732 CIMIT projet et les Hôpitaux Shriners pour enfants est appréciée. Nous tenons à remercier la Banque de la Nouvelle Angleterre Organe pour soutenir ce travail.

L&#39;utilisation de tissus humains doit être examiné par un comité d&#39;examen institutionnel (IRB) ou équivalent. Le travail décrit ici a été approuvé et déclaré exemptés par le Conseil du Massachusetts General Hospital institutionnel de révision (n ° 2011P001496). 1. Solution Préparation <ol><li> Ajouter stérilement suppléments au phénol milieu E de Williams exempt de rouge, comme indiqué dans le tableau 1. La solution doit être préparé avant l&#39;utilisation. L&#39;insuline doit être ajouté juste avant l&#39;utilisation. </li></ol> 2. Retour Table Préparation du foie <ol><li> Passer une cuvette d&#39;organes rempli de glace sur une surface stérile, drapé. Retirer le foie de la boîte, laissant dans le sac de solution de conservation par le froid. Gardez le foie essentiellement submergé. </li><li> Identifier l&#39;artère hépatique (HA), qui se trouve en aval de la plaque aortique. Disséquer gratuitement l&#39;artère pour révéler différentes branches coupées le long de la longueur à l&#39;aide des ciseaux de Metzenbaum. Disse soigneusementct toute la longueur de l&#39;artère afin d&#39;éviter la rupture d&#39;un récipient qui alimente le foie. Ne pas couper ou attacher les branches qui ne ont pas de fin visible. </li><li> Attacher les branches artérielles alimentant pas le foie en utilisant une suture de soie taille allant de 0 à 4-0, en fonction de la taille du navire. Fermer branches qui sont trop courts pour attacher ou des trous dans l&#39;artère avec un point de prolène 7-0. Nouer et couper les artères gastriques spléniques et gauche à proximité de leur origine sur le tronc cœliaque. </li><li> Retirer le patch aortique en coupant le tronc cœliaque directement sous le patch. Cathétériser du tronc cœliaque utilisant la canule aortique. </li><li> Identifier la veine porte (PV) et carrément disséquer libre. Nouez les branches et canuler PV avec le segment prêt de la taille 24 tube. </li><li> Supprimer des sections de membrane de la veine cave sus-hépatique, sans couper la veine elle-même. Sortie de la veine cave drains directement dans la chambre d&#39;organe. </li><li> Couper 2 pleine circonférence tiSSUE échantillons (2-3 mm de longueur) de l&#39;extrémité de la voie biliaire principale; pression geler une dans l&#39;azote liquide (conserver à -80 ° C) et stocker l&#39;autre dans 10% de formol tamponné, pour le tissu et l&#39;analyse histologique, respectivement. Cathétériser le canal biliaire commun avec la canule de récipient et un tube de drainage en tube d&#39;oxygénateur à membrane. </li><li> Identifier et ligaturer le canal cystique avec une cravate de soie 0. Le canal cystique se trouve entre le canal cholédoque et la vésicule biliaire. </li><li> Raccordez le tube de rinçage réglé sur des sacs de glace froide de (LR) la solution de Ringer lactate et amorcer la tubulure, en supprimant tout l&#39;air. </li><li> Réglez le régulateur de débit sur le tube de rinçage à un mince filet. Avant de brancher les tuyaux au ras de la canule de la veine porte, obturer la veine porte avec les doigts au niveau du hile et de remplir la canule et la veine avec chasse d&#39;eau pour éliminer l&#39;air de la veine porte. Ne soulevez pas le sac plus de 20 cm sur la hauteur du foie au cours rinçage froide pour éviter une pression excessive sur leveine. </li><li> Au cours de l&#39;arroser brièvement occlure le PV au point le plus bas. Examinez le PV de fuites. Navire branches peuvent être obturés de la manière décrite ci-dessus. Rincez le foie par le PV avec un total de 2 litres de glace froide LR. </li><li> Répétez les étapes 2,10, 2,11 pour la HA avec 1 L de LR. </li></ol> 3. Amorçage du système SNMP <ol><li> Le premier dispositif de perfusion par addition de 2 L de liquide de perfusion (21 ° C) à la cuvette de l&#39;organe et le dispositif à partir du premier tube. Suivez les instructions de l&#39;appareil pour se préparer à la perfusion, réglage de la température à 21 ° C. Commencer avec des pressions de 3 mmHg et 30 mmHg à la PV et HA, respectivement. Ouvrez le réservoir de gaz et mettre à un flux de 3 L / min. </li><li> Prélever un échantillon de gaz du sang de l&#39;entrée à la fois HA et PV par prélèvement d&#39;un échantillon à partir des ports de l&#39;échantillon 0,3 ml et en l&#39;exécutant dans la machine d&#39;analyse des gaz du sang, selon les instructions du fabricant. Confirmez oxygénation adéquate (PO 2&gt; 700 mmHg) et le pH (7,35 à 7,45). </li><li> Avant le foie est relié prélever un échantillon du liquide de perfusion de 1,0 ml au = 0 mesure dans un tube Eppendorf et conserver à -80 ° C. Coupez deux ± 250 biopsies de coin mg de foie en utilisant une lame en acier à un seul tranchant; pression geler une dans l&#39;azote liquide (conserver à -80 ° C) et stocker l&#39;autre dans 10% de formol tamponné. Peser le foie avant perfusion. </li></ol> 4. foie humain Perfusion <ol><li> Transférer le foie à l&#39;appareil. Brancher l&#39;arrivée de PV à la canule de PV, après le retrait de l&#39;air de la PV comme dans l&#39;étape 2.10. Connectez le HA de la même façon. Réglez PV et la pression HA à 3 et 30 mmHg. Le foie doit être presque submergé par perfusion. Couvrir toutes les surfaces sèches, y compris les navires d&#39;afflux, avec de la gaze stérile humide pour éviter la déshydratation </li><li> Laisser le tube de drain de bile dans un récipient de collecte. Assurez-vous que l&#39;ouverture de la vidange biliaire est au niveau du foie ou inférieure pour permettre la bile pour exécuter out librement. </li><li> les débits cibles sont respectivement de 275 à 325 ml / min.kg et 50-100 ml / PV min.kg pour la HA et une fois que le foie est réchauffée à 21 ° C. Puisque chaque foie réagit différemment à la perfusion, surveiller le flux de près pendant les premières minutes. Augmenter ou diminuer la pression sur l&#39;un des navires si les débits cible ne sont pas atteints. Ne pas dépasser 50 mmHg sur le HA et 5 mmHg sur le PV. </li><li> Les échantillons peuvent être prélevés sur le tissu du foie, de la bile et perfusat à la préférence des chercheurs. Nous recommandons au minimum la collecte échantillon régime suivant pendant la perfusion. <ol><li> biopsies tissulaires, n = 2 x 250 mg, toutes les heures. Stockage: snap geler une dans de l&#39;azote liquide et conserver à -80 ° C à long terme. En outre, prendre une autre biopsie avant et après la perfusion et fixer 10% de formol tamponné (n = 1) </li><li> Échantillons de perfusat, n = 2x 1 ml toutes les 15 minutes pendant la première heure et ensuite toutes les 30 min. Prélever des échantillons de l&#39;inf PVfaible port échantillon. Stockage: -80 ° C à long terme. </li><li> l&#39;analyse des gaz du sang des PV et HA entrées, sorties et la veine cave. n = 3 x 0,3 ml toutes les 30 min. Prélever des échantillons à la fois du PV et les ports d&#39;échantillonnage HA. Dessinez un échantillon de la veine cave 0,3 ml en insérant une seringue dans la veine et exécuter directement dans l&#39;analyseur des gaz du sang. Utilisez la sortie pour assurer l&#39;oxygénation et le pH adéquat. </li><li> La production de bile, n = 1 x 1 ml, chaque heure. Visuellement quantifier la production de bile toutes les heures et prélever un échantillon du récipient de collecte. Renouveler le récipient après l&#39;échantillonnage. Stockage: la glace sèche et -80 ° C à long terme. </li></ol></li><li> Continuer perfusion pendant 3 heures. Surveillance de la pression, le pH et l&#39;oxygénation et le prélèvement d&#39;échantillons dans l&#39;ensemble. Ajuster le pH il par addition de bicarbonate de sodium à la solution de perfusion. </li><li> A la fin de la perfusion prendre les échantillons finals tandis que le foie est perfusé. Débranchez le foie et enlever la canule de la voie biliaire. Prenez deux échantillons de tissus post-perfusion de lavoie biliaire comme décrit précédemment pour le stockage à -80 ° C et à 10% de formaline tamponnée. </li><li> Jeter le foie humain en suivant les directives d&#39;élimination des déchets contaminés. </li></ol>

<ol>
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Drs. ÊTRE Uygun, K Uygun et Yarmush sont des inventeurs sur un brevet en instance qui est pertinent pour cette étude (WO / 2011/002926), et les Drs. ÊTRE Uygun, K Uygun et Yarmush sont des inventeurs sur un brevet en instance qui est pertinent pour cette étude (WO / 2011/35223). Drs. K Uygun Bruinsma ont une demande de brevet provisoire relatives à ces travaux. Dr K Uygun et BE Uygun ont un intérêt financier dans Organ Solutions, une société axée sur le développement de technologies de conservation d&#39;organes. Dr K Uygun et IL les intérêts de UYGUN sont gérés par le MGH et Partners HealthCare en fonction de leur politiques de conflit d&#39;intérêt.

Dans une tentative pour récupérer le foie blessés pendant l&#39;ischémie nous avons développé un système de SNMP qui peut être utilisé après une période de stockage de froid. Subnormothermic machine à perfusion offre une alternative viable au stockage à froid classique, ainsi que les modalités machine à perfusion d&#39;hypothermie et normothermiques. Divers systèmes différents existent; tous offrent différents avantages et inconvénients 3,9,20. SNMP permet une perfusion sans un transporteur d&#39;oxygène, comme les demandes métaboliques de l&#39;oxygène à 21 ° C sont satisfaits par l&#39;oxygénation active de la perfusion. Bien que réduite dans des conditions subnormothermic, le métabolisme est important et nécessite le soutien d&#39;une solution de perfusion riche en éléments nutritifs. Solutions pour perfusions traditionnels, tels que la solution de perfusion appareil Belzer, sont généralement minimes dans la composition et sont conçus pour perfusion froid. Moyen E de Williams a été utilisé comme milieu de culture d&#39;hépatocytes pendant de nombreuses années, et contient des composantes qui sont universels pour soutenir la fonction cellulaire, en particulier des conditions ex vivo chaudes. Les mesures effectuées au cours de la perfusion appareil sont le reflet de la fonction de l&#39;organe. Paramètres directement observables telles que la production de bile et la consommation d&#39;oxygène sont des mesures en temps réel qui peuvent être utilisés pour évaluer le foie pré-transplantation. De même, les marqueurs de lésions cellulaires et l&#39;ischémie (K +, la libération de lactate) peuvent être mesurés directement dans la solution de perfusion et peuvent être le signe de la fonction des organes 20. Comme la technologie machine à perfusion développe davantage et réalise l&#39;application clinique plus répandue, des corrélations précises entre ex vivo la fonction et les résultats cliniques peuvent être faites et les paramètres de perfusion seront utiles en aidant les décisions de transplantation ou rejeter foies de qualité marginale. En outre, comme point de soins outils analytiques avance, une analyse plus sophistiquée sera disponible directement lors de la machine perfusion 21. Dans ce travail, nous montrons que le foie peuvent être pris en charge dans le système SNMP avec des blessures minimes au foie, réfléchie par l&#39;histologie et la libération de ALT. La récupération fonctionnelle du foie est mieux reflétée par l&#39;ATP, qui se est révélé être en corrélation à la viabilité du foie et suggère fortement du succès de la transplantation chez des modèles animaux 22. Ex vivo et la récupération pré-transplantation de greffons de foie permettrait une expansion importante du donneur piscine du foie, la correction de la disparité entre l&#39;offre et la demande de foies de donneurs en transplantation.

La transplantation hépatique est le seul traitement curatif pour des dizaines de milliers de patients qui souffrent de maladies du foie en phase terminale. Pour faciliter une transplantation réussie, une conservation optimale du foie à partir du moment qu&#39;il est obtenu à partir du donneur jusqu&#39;au moment où il est implanté chez le receveur est nécessaire pour éviter une détérioration rapide de la greffe. La norme actuelle pour la conservation du foie est appelé «stockage à froid statique&quot;: le foie est refroidi dans une solution de conservation glacée, ce qui réduit le métabolisme du foie et de ralentir les effets délétères de l&#39;ischémie. Bien que cette technique de stockage à froid a permis de transplantation réussie, organes de qualité marginale tels que les organes DCD endommagés par l&#39;ischémie chaude ou stéatose spectacle patients inférieure résultats 1. Il ya un corps en pleine expansion de la preuve que l&#39;ex vivo machine à perfusion de greffes du foie comme la préservation modalité alternatives peuvent potentiellement improuver résultats pour ces organes marginaux 2,3. La transplantation hépatique est devenu victime de son propre succès. Beaucoup plus de patients sont référés à la transplantation de foie il ya disponibles, et des milliers meurent sur la liste d&#39;attente aux États-Unis chaque année. Compte tenu de la réalité de la pénurie de foie de donneurs et de l&#39;utilisation croissante des greffes de foie de qualité optimale pour les bénéficiaires nécessiteux, il est largement admis que ex vivo machine à perfusion de greffes de foie avant l&#39;implantation détient la promesse d&#39;un changement de paradigme dans la transplantation du foie. Il ya eu une augmentation marquée de l&#39;intérêt de la recherche dans ce sujet au cours des dernières années 4-8. Dans divers centres européens et nord-américains la machine hypothermie perfusion a fait une introduction 8 et normothermique machine à perfusion clinique à des températures physiologiques a été récemment appliquée à foies humains mis au rebut et est en cours de traduction à l&#39;utilisation clinique ainsi neuf.Le développement intensif a conduit à l&#39;élaboration de divers protocoles, tandis que l&#39;optimisation continue identifie la perfusion optimale paramètres 10-12. Utilisation de greffons de qualité marginale a augmenté de plus de 10 fois au cours de la dernière décennie 13. En comparaison avec la norme actuelle pour la préservation du foie (de stockage à froid statique), ex vivo machine à perfusion offre de nombreux avantages potentiels, qui résultent toutes de l&#39;expansion tant besoin de la piscine d&#39;organes et une baisse potentiellement l&#39;incidence des complications post-transplantation. En particulier, les complications biliaires qui affligent actuellement greffes de foie optimale de qualité après la transplantation restent une question substantielle 14-18. perfusion de la machine dans des conditions subnormothermic fournit une fenêtre de temps pour évaluer la fonction du greffon objective quant à la convenance pour la transplantation 19. Bien que le foie est perfusé dans un circuit ex vivo, à la fois un perfusate la bile produite pendant la perfusion peut être échantillonné pour la mesure des marqueurs de la fonction d&#39;organe. De cette façon, «gravement compromis» foies qui sont jetés à la transplantation dans les critères actuels peuvent être objectivement évaluées quant à leur aptitude à la transplantation. évaluation de la viabilité permet potentiellement de plusieurs de ces organes à être utilisés pour la transplantation. Un avantage tout aussi puissant de la machine perfusion est la réparation et l&#39;amélioration des foies qui ont été endommagés par l&#39;ischémie chaude / froide. ATP est épuisée très rapidement au cours de l&#39;ischémie chaude et froide et subséquent peut être repleted pendant une période de machine à perfusion avant l&#39;implantation du foie 20. Le foie, avec ses réserves d&#39;énergie et l&#39;état métabolique reconstitué, est un préconditionnement et être mieux préparés pour les effets dommageables des lésions de reperfusion après implantation chez le receveur. Ce travail décrit une méthode de perfusion ex vivo la machine de graf de foie humaints dans le laboratoire, qui sera utile pour les chercheurs qui souhaitent étudier à la fois la technique et les effets bénéfiques de l&#39;ex vivo machine à perfusion. Nous faisons usage de foies de donneurs humains qui ont été refusées pour la transplantation et sont ensuite attribués à des fins de recherche. Norme technique de passation des marchés du foie consiste à fleur artérielle situ du foie après clampage aortique dans le cerveau donneurs décédés (DBD) ou après un arrêt circulatoire chez les donneurs de mort circulatoires (DCD), décrites plus en détail ailleurs 20. En outre, le foie est refroidi lors de la passation en remplissant la cavité abdominale du donneur avec de la glace. Préférences de solution de rinçage varient entre les régions, la majorité des achats à l&#39;aide de l&#39;Université du Wisconsin ou histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK) solution. Un retour table de rinçage supplémentaire de la veine porte améliore le lessivage de sang résiduel. Livers sont souvent achetés en laissant un segment sur aortiquearrondissant le tronc cœliaque. La vésicule biliaire est incisée, la bile est aspiré, et le canal biliaire est rincé. Les foies sont emballés dans des sacs stériles contenant une solution de conservation glacée et transportés dans des caisses ou des refroidisseurs désignés. Pour obtenir des résultats représentatifs temps d&#39;ischémie chaude et froide doit être limitée à 60 min et 12 h, respectivement. Malgré le dépistage sérologique de routine pour les agents pathogènes transmissibles, les précautions standard doivent être prises lors de la remise des organes humains, des échantillons obtenus à partir d&#39;organes humains, et tous les produits de déchets. Le protocole décrit ici subnormothermic perfusion de la machine en utilisant un dispositif de perfusion de foie disponible dans le commerce. Utilisation d&#39;un tel dispositif permet plus de traduction rapide à la clinique et la validation croisée de différents protocoles et paramètres de l&#39;appareil parmi les groupes de recherche et des centres de transplantation.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Liver Assist perfusion device</td>
			<td>Organ Assist B.V.</td>
			<td>Liver Assist</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Liver Assist disposable set</td>
			<td>Organ Assist B.V.</td>
			<td>Liver Assist disposable</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Williams&#8217; Medium E</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>W1878&#8211;6x500ml</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>Eli Lilly &#38; Co</td>
			<td>Humulin R U-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicillin/Streptomycin 5,000 U/ml</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15070-063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-glutamine</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>25030-156</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrocortisone</td>
			<td>MGH pharmacy</td>
			<td>7750500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbogen gas tank 95% O2/5% CO2</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>ZO2OX9522000043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specialty gas regulator</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>Y11244D580</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactated Ringer&#8217;s solution</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>2B2324X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10% neutral buffered formalin</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>316-155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed Adson forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5234</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Debakey tissue forceps, 7.75&#8221;, 2.25 mm</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7562</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors 7&#34; Curved SureCut Tungsten</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-6965SC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo Needle holder 5.5&#8211;7&#8221;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12565-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0 blackbraided silk sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>SA66G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 nylon suture, Nurolon RB1</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>C554D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood gas analysis machine</td>
			<td>Siemens</td>
			<td>RapidPoint 500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Balance scale</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-10000-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure display box</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>66000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposable pressure display sets</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>61000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Handheld thermocouple thermometer and probe</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td colspan="2">EW-91500-04 and EW-08516-55</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acorn-tipped vessel cannula, 4 mm</td>
			<td>Medtronic</td>
			<td>30005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Irrigation set flush tubing</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>06543-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mixing bowl, 4L</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-07300-40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

functional human liver preservation and recovery by means of subnormothermic machine perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation. Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of donor livers. Machine perfusion of donor liver grafts is an alternative to traditional cold storage of livers and holds much promise as a modality to expand the donor organ pool. We have recently described the potential benefit of subnormothermic machine perfusion of human livers. Machine perfused livers showed improving function and restoration of tissue ATP levels. Additionally, machine perfusion of liver grafts at subnormothermic temperatures allows for objective assessment of the functionality and suitability of a liver for transplantation. In these ways a great many livers that were previously discarded due to their suboptimal quality can be rescued via the restorative effects of machine perfusion and utilized for transplantation. Here we describe this technique of subnormothermic machine perfusion in detail. Human liver grafts allocated for research are perfused via the hepatic artery and portal vein with an acellular oxygenated perfusate at 21 &#176;C.

Un certain nombre d&#39;observations et d&#39;analyses peut être effectuée sur le foie pendant la perfusion, y compris les observations en temps réel directes, comme les débits et la production de bile; mesures en temps réel, tels que l&#39;analyse des gaz du liquide de perfusion, et des mesures post-hoc qui sont faites après le prélèvement de l&#39;échantillon, y compris l&#39;analyse biochimique du liquide de perfusion et de tissus et l&#39;analyse histologique. Résultats mentionnés ici sont de 22 foies humains perfusés. Foies ont été rejetées pour la transplantation, pour diverses raisons, y compris l&#39;âge du donneur, excessive période d&#39;ischémie chaude, résultats de la biopsie (stéatose, l&#39;inflammation, fibrose) et pour des raisons logistiques. 18 foies ont été acquis après la mort cardiaque, et 4 suivant la mort cérébrale. Dans les deux cas, les donateurs ont été prétraités avec 30 000 unités d&#39;héparine et rincés in situ et sur la table de retour avec la solution UW. La durée moyenne d&#39;ischémie froide était 531 ± 237 (SD) min et le temps moyen d&#39;ischémie chaude était de 27 ± 10 (SD) min, mesuré à partir de retrait de la viesoutien au ras froid. Observations et mesures en temps réel peuvent être utilisés pour évaluer le foie pendant la perfusion, tandis que les mesures post-hoc sont révélés après la perfusion. Observations en temps réel L&#39;écoulement à travers le foie commence plus faible que les débits cible, à la suite d&#39;une résistance plus élevée dans le foie froid. En utilisant une pression de 3 mm de Hg sur la PV et 30 mmHg à la HA flux de cibles peuvent généralement être atteint dès que le foie est réchauffé à 21 &#160; ° C après 60 min de perfusion (figure 1A). La bile peut généralement être observé dans les 10 min de perfusion et est produit de façon constante au cours de la perfusion (figure 1B). quantité de bile dépend de la qualité du foie et varie de 0,3 ml / h / kg de foie à 18 ml / min / kg. Dans les foies avec plus de temps d&#39;ischémie chaude, écoulement de la bile aura tendance à diminuer, alors que les résultats de temps plus courtes chaudes ischémiques dans un plus stable, voire en augmentantla production de bile. Mesures en temps réel La mesure directe et fréquente du perfusat par analyse des gaz du sang dans essentiel à des fins expérimentales ainsi que le maintien des conditions de perfusion adéquates, surtout oxygénation et du pH. Pression partielle d&#39;oxygène dissous devrait être supérieure à 700 mm de Hg sur les entrées à la fois PV et le HA. pression d&#39;oxygène de sortie, mesurée dans la veine cave, diminue généralement avec plus perfusion, ce qui reflète une augmentation de l&#39;absorption d&#39;oxygène. taux d&#39;absorption d&#39;oxygène peut être calculée comme décrit précédemment 13 et à distance de 0,5 à 2,2 ml O 2 / min / kg au début de la perfusion de 2.4 à 9.7 ml de O 2 / min / kg à t = 3 heures (figure 1C). Une chute de pH est observée dans les 30 premières minutes (Figure 1D), principalement en raison de la libération de lactate dans le perfusat. Ceci peut être soutenu par la supplémentation avec bicarbo de sodium 8,4%Nate et après environ 90 minutes, le pH retombe dans plage normale. Généralement, 30 à 50 ml de bicarbonate de sodium 8,4% est nécessaire. Concentration augmente rapidement dans le lactate 15-30 premières minutes, mais commence à décéder après la première heure (figure 1E). Mesures post-hoc Transaminases hépatiques telles que ALT peuvent être mesurés dans le perfusat. Dans les 30 premières minutes, une forte augmentation de l&#39;ALT est généralement observée qui reflète le lessivage de ALT qui a été publié pendant l&#39;ischémie (figure 1F). ALT a montré une bonne corrélation avec le temps d&#39;ischémie chaude 13. Machine à perfusion augmenté la teneur en ATP 2,8 fois, ce qui reflète un état ​​d&#39;énergie de récupération (figure 1G). H &amp; E analyse histologique révèle aucune lésion supplémentaire subis pendant machine à perfusion (Figure 1 H, I). Il est à noter que le schéma de biopsie proposé dans ce protocole est de research fins et peuvent ne pas être applicable à des fins cliniques. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52777/52777fig1.jpg" /> Figure 1:. Évaluation des foies humains lors de machine à perfusion écoulement à travers les PV et HA cours SNMP (A), la production de bile, quantifiée par heure de perfusion (B), le taux de uprate d&#39;oxygène (OUR), calculée à partir de la différence de flux (PV + HA) et la sortie (veine cave), interrompus lignes montrent les pressions partielles d&#39;oxygène dans les entrées et sorties au cours de la perfusion (C), le pH au cours de la perfusion et le lactate (D, E), la libération de ALT dans le perfusat (F), l&#39;ATP contenu mesurée dans les tissus de biopsies horaires (G) et H &amp; E taches du foie (54 ans DCD, 19 min ischémie chaude, 559 minutes d&#39;ischémie froide) avant (H) et après (I) perfusion. Les résultats sont présentés en moyenne ± SEM. <ahref = &quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/52777/52777fig1large.jpg&quot; target = &quot;_ blank&quot;&gt; Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

Nous décrivons une méthode ex vivo machine à perfusion de greffes de foie humain à la température subnormothermic (21 ° C).

Foie conservation et de récupération fonctionnelle humaine par des moyens de Subnormothermic machine à perfusion

There is currently a severe shortage of liver grafts available for transplantation.  Novel organ preservation techniques are needed to expand the pool of ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

16.6K vues.  Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School.  Nous décrivons une méthode ex vivo machine à perfusion de greffes de foie humain à la température subnormothermic (21 ° C). 

Vidéo: Functional Human Liver Preservation and Recovery by Means of Subnormothermic Machine Perfusion

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for liver transplantation die without receiving an organ transplant or are delisted for disease progression. One strategy to increase the donor pool is the utilization of marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or donation after cardiac death (DCD). The current preservation technique of cold static storage is only poorly tolerated by marginal livers resulting in significant organ damage. In addition, cold static organ storage does not allow graft assessment or repair prior to transplantation.
These shortcomings of cold static preservation have triggered an interest in warm perfused organ preservation to reduce cold ischemic injury, assess liver grafts during preservation, and explore the opportunity to repair marginal livers prior to transplantation. The optimal pressure and flow conditions, perfusion temperature, composition of the perfusion solution and the need for an oxygen carrier has been controversial in the past.
In spite of promising results in several animal studies, the complexity and the costs have prevented a broader clinical application so far. Recently, with enhanced technology and a better understanding of liver physiology during ex vivo perfusion the outcome of warm liver perfusion has improved and consistently good results can be achieved.
This paper will provide information about liver retrieval, storage techniques, and isolated liver perfusion in pigs. We will illustrate a) the requirements to ensure sufficient oxygen supply to the organ, b) technical considerations about the perfusion machine and the perfusion solution, and c) biochemical aspects of isolated organs.

Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts

Marginal grafts, such as fatty livers, grafts from older donors, or livers retrieved after cardiac death (DCD) tolerate conventional, cold static storage only poorly. We developed a novel model of subnormothermic ex vivo liver perfusion for preservation, assessment, and repair of marginal liver grafts prior to transplantation.

Technique de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Foie de perfusion pour l&#39;entreposage, de l&#39;évaluation et de réparation des marginaux greffes du foie

The success of liver transplantation has resulted in a dramatic organ shortage. In most transplant regions 20-30% of patients on the waiting list for ...

Recherche

Médecine

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex Situ Normothermique machine perfusion de foies de donneurs

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

Normothermique<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Kidney Perfusion pour la préservation du rein Greffes avant la transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Méthode de Direct segmentaire livraison intra-hépatique L&#39;utilisation d&#39;un modèle hilaire de foie de rat Clamp

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been introduced as a method to evaluate and modify organ function. NEVLP has many advantages in comparison to hypothermic and subnormothermic perfusion including reduced preservation injury, restoration of normal organ function under physiologic conditions, assessment of organ performance, and as a platform for organ repair, remodeling, and modification. Both murine and porcine NEVLP models have been described. We demonstrate a rat model of NEVLP and use this model to show one of its important applications &#8212; the use of a therapeutic molecule added to liver perfusate. Catalase is an endogenous reactive oxygen species (ROS) scavenger and has been demonstrated to decrease ischemia-reperfusion in the eye, brain, and lung. Pegylation has been shown to target catalase to the endothelium. Here, we added pegylated-catalase (PEG-CAT) to the base perfusate and demonstrated its ability to mitigate liver preservation injury. An advantage of our rodent NEVLP model is that it is inexpensive in comparison to larger animal models. A limitation of this study is that it does not currently include post-perfusion liver transplantation. Therefore, prediction of the function of the organ post-transplantation cannot be made with certainty. However, the rat liver transplant model is well established and certainly could be used in conjunction with this model. In conclusion, we have demonstrated an inexpensive, simple, easily replicable NEVLP model using rats. Applications of this model can include testing novel perfusates and perfusate additives, testing software designed for organ evaluation, and experiments designed to repair organs.

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

There is a significant liver donor shortage, and criteria for liver donors have been expanded. Normothermic ex vivo liver perfusion (NEVLP) has been developed to evaluate and modify organ function. This study demonstrates a rat model of NEVLP and tests the ability of pegylated-catalase, to mitigate liver preservation injury.

Un petit modèle Animal de Perfusion hépatique normothermique Ex Vivo

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Dynamic Navigation in Endodontics: Guided Access Cavity Preparation by Means of a Miniaturized Navigation System

In the case of teeth with pulp canal calcification (PCC) and apical pathology or pulpitis, root canal treatment can be very challenging. PCC are common sequelae of dental trauma but can also occur with stimuli such as caries, bruxism, or after placing a restoration. In order to access the root canal as minimally invasive as possible in case of a necessary root canal treatment, dynamic navigation has recently been introduced in endodontics in addition to static navigation. The use of a dynamic navigation system (DNS) requires pre-operative cone-beam computed tomography (CBCT) imaging and a digital surface scan. If necessary, reference markers must be placed on the teeth before the CBCT scan; with some systems, these can also be planned and created digitally afterward. By means of a stereo camera connected to the planning software, the drill can now be coordinated with the help of reference markers and virtual planning. As a result, the position of the drill can be displayed on the monitor in real-time during preparation in different planes. In addition, the spatial displacement, the angular deviation, and the depth position are also displayed separately. The few commercially available DNS mostly consist of relatively large camera-marker-systems. Here, the DNS contains miniaturized components: a low-weight camera (97 g) mounted on the micromotor of the electric handpiece utilizing a manufacturer-specific connecting mechanism and a small marker (10 mm x 15 mm), which can be easily attached to an individually manufactured intraoral tray. For research purposes, a post-operative CBCT scan can be matched with the pre-operative one, and the volume of tooth structure removed can be calculated by the software. This work aims to present the technique of guided access cavity preparation by means of a miniaturized navigation system from imaging to clinical implementation.

Dynamic navigation systems (DNS) provide real-time visualization and guidance to the operator during endodontic access cavities preparation. The planning of the procedure requires three-dimensional imaging utilizing cone beam computed tomography and surface scans. After the export of the planning data to the DNS, access cavities can be prepared with minimal invasion.

Navigation dynamique en endodontie : préparation de cavités d’accès guidées au moyen d’un système de navigation miniaturisé

In the case of teeth with pulp canal calcification (PCC) and apical pathology or pulpitis, root canal treatment can be very challenging. PCC are common ...

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ shortages and increasing numbers of patients being listed for PTx, new strategies are needed to increase the number of available grafts for transplantation. 
Static cold storage (SCS) is considered the gold standard for standard criteria organs. However, standard criteria donors (SCD) are becoming scarce and new strategies that can increase the rate of organ acceptance from extended criteria donors (ECD) are urgently needed. 
Normothermic ex vivo perfusion (NEVP) is one of the strategies that has become increasingly popular over the past couple of decades. This preservation method has already been used successfully in other organs (liver, kidneys, and lungs) but has been minimally explored in pancreas transplantation. The few papers that describe the method for pancreas show little success, edema being one of the major issues. The following manuscript describes the successful NEVP method and setup developed by our group to perfuse swine pancreas.

Normothermic Ex Vivo Pancreas Perfusion for the Preservation of Pancreas Allografts before Transplantation

Normothermic ex vivo machine perfusion (NEVP) has scarcely been explored for the preservation of pancreas allografts. We present an innovative preservation technique for pancreas allografts before transplantation.

Perfusion pancréatique ex vivo normamère pour la conservation des allogreffes de pancréas avant transplantation

Pancreas transplantation (PTx) is a curative treatment for people who live with the burden of a diagnosis of diabetes mellitus (DM). However, due to organ ...

Lung Rapid Recovery Procurement Combined with Abdominal Normothermic Regional Perfusion in Controlled Donation after Circulatory Death

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years confirm that the outcomes after lung transplantation from cDCD are similar to those from brain death donors; however, the utilization of lungs from asystole donors remains low. Several reasons may be involved: different legal frameworks among countries and centers with different premortem interventions, inadequate lung donor care before procurement, or even poor experience with cDCD procedures and protocols.
Initially, the rapid recovery technique was commonly employed for the procurement of thoracic and abdominal organs in cDCD, but, in the last decade, abdominal normothermic regional perfusion (ANRP) with extracorporeal membrane oxygenation devices has become a useful method to restore blood flow to abdominal organs, allowing their quality improvement and their functional assessment prior to transplantation. This makes the donation procedure more complex and generates doubts about injury to the grafts due to dual temperature.
The aim of this article is to describe a protocol based on a single center experience with Maastricht III donors combining lung cooling rapid recovery in the thorax and abdominal normothermic regional perfusion. Tips and tricks focused on premortem interventions and lung procurement procedure techniques are explained. This may help to minimize the reluctance among professionals to use this combined technique and encourage other donor centers to use it, despite the increased complexity of the procedure.

The protocol combines a lung cooling rapid recovery technique with abdominal normothermic regional perfusion for abdominal graft procurement in controlled asystole donors, which is a safe and useful method to expand the donor pool.

Obtention d’un rétablissement rapide des poumons combinée à une perfusion régionale normamique abdominale dans le cadre d’un don contrôlé après une mort circulatoire

Controlled donation after circulatory death (cDCD) has contributed to increasing donor numbers all over the world. Experiences published in the last years ...

In Situ Mouse Liver Perfusion Model to Study Metabolic Responses to Substrates

Hepatic Glucose Production, Ureagenesis, and Lipolysis Quantified using the Perfused Mouse Liver Model

The liver has numerous functions, including nutrient metabolism. In contrast to other in vitro and in vivo models of liver research, the isolated perfused liver allows the study of liver biology and metabolism in the whole liver with an intact hepatic architecture, separated from the influence of extra-hepatic factors. Liver perfusions were originally developed for rats, but the method has been adapted to mice as well. Here we describe a protocol for in situ perfusion of the mouse liver. The liver is perfused antegradely through the portal vein with oxygenated Krebs-Henseleit bicarbonate buffer, and the output is collected from the suprahepatic inferior vena cava with clamping of the infrahepatic inferior vena cava to close the circuit. Using this method, the direct hepatic effects of a test compound can be evaluated with a detailed time resolution. Liver function and viability are stable for at least 3 h, allowing the inclusion of internal controls in the same experiment. The experimental possibilities using this model are numerous and may infer insight into liver physiology and liver diseases.

Author Spotlight: Investigating Hepatic Adaptations and Prediabetic Progression in Liver Diseases 

Here, we present a robust method for in situ perfusion of the mouse liver to study the acute and direct regulation of liver metabolism without disturbing the hepatic architecture but in the absence of extra-hepatic factors.

La production hépatique de glucose, l’uréagénèse et la lipolyse quantifiées à l’aide du modèle de foie de souris perfusé

The liver has numerous functions, including nutrient metabolism. In contrast to other in vitro and in vivo models of liver research, the isolated perfused ...

Mouse Liver Operation and Perfusion for Studying Hepatic Metabolism 

To begin, place the anesthetized C57 Black/6 JRj mouse. Supine on a heated operation table. Confirm the absence of reflex responses to toe pinching.Spray the mouse with 70%ethanol to prevent hair from sticking to the scissors. Using scissors, make an abdominal incision at the base, cutting upwards on both sides to the rib cage to expose the abdominal cavity. Use a cotton swab to move the intestines to the right, exposing the portal vein.Using curved forceps, place two ligatures under the portal vein and loosely tie each ligature. Next, insert a 0.7-millimeter catheter into the portal vein. When perforated, remove the needle from the catheter and guide the catheter through the vein until the tip of the catheter is close to the liver.Then, tighten the ligatures. Observe the liver. Set the flow rate from the roller pump and attach the profusion tube.Initiate the profusion of the liver at 37 degrees Celsius. Once the liver turns pale, use scissors to cut the rib cage and diaphragm. Then, using fine point forceps, place ligature under the suprahepatic inferior vena cava.Next, insert a catheter into the suprahepatic inferior vena cava through the right atrium of the heart. When perforated, remove the needle and guide the catheter through the vein closer to the liver. Then, tighten the ligature.Attach a tube for the collection of perfusion effluent and secure all tubes with waterproof tape. Using a vessel clamp adapter, place a vessel clamp across the infrahepatic vena cava immediately above the right renal vein to prevent dead mixture. Next, increase the perfusion flow rate to 3.5 milliliters per minute.Start the timer and pressure recording. Cover the liver with a sterile drape moistened with saline, equilibrate for 30 minutes, and measure the volume of effluent. After 30 minutes of equilibration, initiate the experiment for the first baseline sample collection in the fraction collector.Monitor the bubble trap regularly and refill with perfusion buffer when close to empty. Collect a buffer sample via a three-way stopcock immediately before it enters the organ and from the collecting catheter inserted in the inferior vena cava. Using a blood gas analyzer, measure the collected sample to confirm that the organ is metabolically active.After 15 minutes of baseline perfusion, using a syringe pump, start the first stimulation by infusing a test substance through a three-way stopcock at desired flow rate. After the simulation, collect baseline samples for 20 to 30 minutes before starting the second stimulation. The production of urea in the perfused liver with steady baseline periods preceding each of two stimulation periods suggested that the response of urea to two consecutive stimulations with mixed amino acids is consistent.A steady basal release of glucose and non-esterified fatty acids was observed. Before a robust increase in glucose and non-ED fatty acids during the glucagon infusion. The mean value at the basal state and during the glucagon infusion suggests that glucagon rapidly stimulates hepatic glycogenolysis and lipolysis.However, without steady basal periods, it becomes impossible to distinguish one urea response from the next.